陳佳歆，周 沫，畢金峰，李 旋，郭崇婷，陳芹芹，辛 廣*

（1.沈陽農業(yè)大學食品學院，遼寧 沈陽 110161 ；2.中國農業(yè)科學院農產品加工研究所，農業(yè)農村部農產品加工重點實驗室，北京 100193 ）

柿樹屬柿科（Ebenaceae）、柿屬（Diospyros L.f.），原產于我國。柿樹在我國的栽培歷史已有1 000多年。2017年，我國柿果的總產量約為4.3×106t，約占世界總產量的75.7%[1]。柿果作為一種重要的傳統(tǒng)水果，不僅含有多種糖類及礦物質（如碘、鈣、磷、鐵、鋅等），還含有類胡蘿卜素、膳食纖維、VC等活性成分[2-5]，其中，黃酮、單寧、酚酸類物質含量豐富[6-9]。

目前研究已證明柿果中同時存在著多酚和高聚合度的黃烷醇，如花青素和縮合單寧[3]。鮮柿中的酚酸主要包括沒食子酸、綠原酸、纈氨酸、原兒茶酸、咖啡酸、阿魏酸和對香豆酸等；單體黃烷醇包括兒茶素、表兒茶素、表沒食子酸兒茶素等[10]。單寧是柿果中主要的酚類物質，其含量約占酚類物質總量的70%～75%[11]。Hagerman等研究表明，縮合單寧清除自由基的能力比簡單酚類強15～30 倍[12]。田燕等的研究表明柿果單寧的抗氧化效果隨著聚合度的增加而增強，高分子質量柿果單寧具有很好的體內外抗氧化效果[13]。許多研究也表明，柿中的多酚類化合物具有抗氧化、抗菌、減輕高血脂癥以及預防動脈硬化等作用[14-16]。

雖然柿果在商業(yè)成熟期含有大量的多酚和單寧，并表現出較高的抗氧化等生物活性，但我國柿果品種多為澀柿，食用前必須要經過脫澀，進行人工后熟，除去澀味。柿果的脫澀方法主要分為兩類：一類是直接脫澀，即利用化學物質直接滲入到單寧細胞中，與其中的可溶性單寧反應轉化為不可溶單寧，類似的方法有乙醇脫澀、石灰水脫澀等；第二類是間接反應，其原理是利用果實的無氧呼吸產生的乙醇轉化為乙醛，乙醛與呈現澀味的可溶性單寧發(fā)生縮合反應，使可溶性單寧溶解性下降，不能與口腔中的唾液蛋白酶結合，從而除去澀味，如CO2脫澀、溫水脫澀等[17]。CO2脫澀因具有保硬、操作簡便、脫澀效果好、節(jié)約能源等優(yōu)勢，是目前商業(yè)上最常用的脫澀方法。然而，目前國內外針對柿果原料的研究多基于脫澀前柿果，對于酚類物質在柿果脫澀過程中的變化以及脫澀后柿果的營養(yǎng)價值關注較少。

因此，本實驗針對CO2脫澀過程中柿果理化特性、酚類成分含量及抗氧化能力的變化進行研究，考察脫澀時間對柿果硬度、水分含量、水分活度、pH值、可溶性固形物含量、糖類含量以及可溶性單寧、總酚、總黃酮等酚類物質含量的影響，采用梯度超濾法依據分子質量將柿果中酚類物質進行分類，進一步探究脫澀過程中柿果不同分子質量酚類物質、縮合單寧含量變化及脫澀對柿果抗氧化能力的影響，為柿果的加工利用提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

柿果采購于廣西桂林豐華園有限公司，品種為月柿。原料采收時間為2017年10月，采收時顏色金黃、堅硬且未脫澀，挑選大小及顏色均一、表面無損傷、無病蟲害的柿果，采收后立即運回實驗室貯藏于4 ℃冷庫備用。

沒食子酸、蘆丁、兒茶素、福林-酚試劑、1,1-二苯基-2-三硝基苯肼（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，DPPH）、2,2’-聯(lián)氮-雙(3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸)（2,2’-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid)，ABTS）、2,4-6-三(2-吡啶)-S-三嗪（2,4,6-Tris(2-pyridyl)-S-triazine，TPTZ） 美國Sigma公司；氫氧化鈉、鹽酸、濃硫酸、苯酚、葡萄糖、甲醇、碳酸鈉、亞硝酸鈉、硝酸鋁、過硫酸鉀、三氯化鐵（均為分析純）國藥集團化學試劑有限公司。

1.2 儀器與設備

TA.XT 2i/50型物性分析儀 英國Stable Micro Systems公司；DH9-9023A型電熱恒溫鼓風干燥箱 上海精宏實驗設備有限公司；WZB45型數顯折光儀、PHS-3C pH計 上海精密科學儀器有限公司；水分活度測定儀美國Decagon公司；UV-1800型紫外分光光度計 日本島津公司；3K15型冷凍離心機 美國Sigma公司；SB25-12DTN型超聲波清洗器 寧波新芝生物科技股份有限公司；超濾離心管 德國Merck-Millipore公司。

1.3 方法

1.3.1 CO2脫澀處理

柿果采收后于一周內完成脫澀處理。每組隨機挑選10 個柿果置于雙管口干燥器（直徑240 mm，高300 mm）內，干燥器上方連接兩根膠管，其中一根膠管通入純度為99.99%的CO2，另一根膠管深入容器底，用于排除空氣。利用CO2濃度測定儀監(jiān)測干燥器內的CO2體積分數。待干燥器內的CO2體積分數達到（95±2）%時，立刻將兩管密封。隨后將干燥器置于恒溫培養(yǎng)箱內，并將培養(yǎng)溫度設定為30 ℃。實驗共分為6 組，每組的脫澀時間分別為0、12、20、28、36、44 h。取樣后將柿果去蒂、去皮（厚度約為2 mm）、切塊，用液氮冷凍后粉碎，保存于-80 ℃冰箱備用。

1.3.2 基本理化指標的測定

每組取10 個柿果進行硬度、pH值、可溶性固形物含量、水分含量及水分活度的測定。硬度的測定：將柿果去皮（厚度約為2 mm）后，采用質構儀進行測定，測定參數為：探頭直徑5 mm、刺穿深度6 mm、探頭速率60 mm/min。在每個柿果的赤道位置上隨機測定3 個點。取10 個柿果的平均值作為每組柿果的硬度。可溶性固形物含量的測定：將10 個柿果打漿、混合均勻后，利用數顯折光儀（范圍0～45 °Brix）進行測定，以蒸餾水調零。水分含量的測定：參照GB 5009.3—2016《食品安全國家標準 食品中水分的測定》[18]中方法，以鮮質量計。水分活度利用水分活度儀進行測定。pH值利用pH計進行測定。

1.3.3 糖類相關指標的測定

1.3.3.1 總糖含量的測定

采用苯酚-硫酸比色法。準確稱量5.00 g樣品，加入2 mL濃度為6 mol/L的HCl溶液及20 mL蒸餾水，振蕩搖勻。將勻漿于96 ℃下水浴2 h，冷卻后加入2 mL濃度為6 mol/L的NaOH溶液，振蕩搖勻后10 000 r/min離心20 min，取上清液定容，待測。吸取1.0 mL稀釋后的待測樣品，加入1.0 mL 0.05 g/mL苯酚及5.0 mL濃硫酸，立刻搖勻，冷卻至室溫，放置20 min后于490 nm波長處測定吸光度。根據不同濃度的葡萄糖溶液反應測得的吸光度繪制標準曲線，計算待測樣品的總糖含量。結果以每克干樣品中葡萄糖的質量表示。

1.3.3.2 還原糖、可溶性糖含量的測定

按照NY/T 2742—2015《水果及制品可溶性糖的測定3,5-二硝基水楊酸比色法》[19]中方法進行測定。結果以每克干樣品中葡萄糖的質量表示。

1.3.3.3 單糖含量的測定

準確稱取5.00 g樣品加入50 mL蒸餾水，超聲20 min后10 000 r/min離心20 min，取上清液定容，待測。色譜柱為Carbo PacTMPA20（3 mm×150 mm）；梯度洗脫條件：流動相A為水，流動相B為250 mmol/L的NaOH，0～20 min，94% A；20～20.1 min，20% A；20.1～30 min，20% A；30.1～40 min，94% A。流速0.5 mL/min；進樣體積10 μL；柱溫35 ℃；檢測器為脈沖安培檢測器，金電極[20]。結果以干樣品計。

1.3.4 總酚含量的測定

準確稱取2.00 g樣品，加入20 mL體積分數80%甲醇溶液，勻漿。于室溫、避光下水浴間歇超聲2 h，在4 ℃下9 500 r/min離心20 min，取上清液定容，待測。取2 mL稀釋后的樣品加入1.0 mL體積分數10%福林-酚試劑，混勻；靜置5 min后加入2.0 mL 0.04 g/mL Na2CO3溶液，混勻并于85 ℃下反應5 min，用蒸餾水定容至10 mL；以試劑空白作為對照，在765 nm波長處測定吸光度。以沒食子酸作為標準品繪制標準曲線定量[21]。結果以每100 g干樣品中沒食子酸的質量表示。

1.3.5 黃酮含量的測定

樣品液制備如1.3.4節(jié)方法。取0.5 mL稀釋后的待測樣品液加入0.5 mL 0.05 g/mL亞硝酸鈉溶液，搖勻，靜置6 min；然后加入0.5 mL 0.1 g/mL硝酸鋁，搖勻，靜置6 min；最后加入4 mL 0.04 g/mL NaOH，搖勻，靜置10 min后，定容至10 mL；以試劑空白作為對照，在510 nm波長處測吸光度。以蘆丁作為標準品繪制標準曲線定量[22]。結果以每100 g干樣品中蘆丁的質量表示。

1.3.6 可溶性單寧含量的測定

準確稱取5.00 g樣品，加入25 mL體積分數80%甲醇溶液，均質50 min。4 ℃ 9 500 r/min離心20 min。移取上清液定容，待測。吸取2 mL稀釋后的上清液，加入2 mL 1 mol/L福林-酚試劑；5 min后，加入2 mL 0.1 g/mL Na2CO3，室溫下靜置1 h。用紫外分光光度計在760 nm波長處測定溶液吸光度。以(+)-兒茶素作為標準品繪制標準曲線定量[22]。結果以每100 g干樣品中(+)-兒茶素的質量表示。

1.3.7 超濾樣品的制備

提取液（原液）的制備同1.3.4節(jié)。前期預實驗證明超濾次數為3 次可將不同分子質量的樣品完全分離。提取液經0.45 μm濾膜過濾后，取5 mL于截留分子質量為10 kDa的超濾管中，于8 500 r/min離心20 min后，將超濾管上層的滯留物（即分子質量大于10 kDa樣品）用80%（體積分數，下同）甲醇溶液洗出，定容至5 mL。重復上述步驟3 次后，用80%甲醇溶液將超濾膜上的滯留物洗出，定容至5 mL，即為重均分子質量（MW，以下簡稱分子質量）大于10 kDa的樣品。將3 次超濾的濾液（分子質量小于10 kDa）合并，定容至15 mL，繼續(xù)分離。取5 mL濾液于截留分子質量為3 kDa的超濾膜上，同樣的操作超濾3 次，最后將超濾管上層的滯留物用80%甲醇溶液洗出，定容至5 mL，即為分子質量大于3 kDa且小于10 kDa的樣品；將3 次超濾的濾液合并，定容至15 mL，即為分子質量小于3 kDa的樣品。對這3 種分子質量樣品的總酚含量、縮合單寧含量及抗氧化活性進行測定。

1.3.8 縮合單寧含量的測定

采用香草醛-鹽酸法。準確稱取5.00 g樣品，加入40 mL 80%甲醇溶液，于室溫下避光均質50 min。然后在4 ℃下10 000 r/min離心20 min，取上清液定容，待測。取1.0 mL稀釋后的待測樣品加入5.0 mL 5%鹽酸-甲醇溶液和5.0 mL 0.005 g/mL香草醛-甲醇溶液，搖勻，室溫避光放置20 min后，以試劑空白作為對照，利用紫外分光光度計在500 nm波長處測吸光度。以兒茶素作為標準品繪制標準曲線定量[24]。結果以每100 g干樣品中兒茶素的質量表示。

1.3.9 抗氧化活性的測定

1.3.9.1 ABTS陽離子自由基清除能力的測定

樣品液制備同1.3.4節(jié)方法。取0.8 mL稀釋后的樣品液與7.2 mL ABTS溶液混合均勻，靜置6 min后于734 nm波長處測定吸光度。配制濃度分別為0、40、80、120、160、200 μmol/L的水溶性VE（Trolox）溶液進行標準曲線的測定，步驟同樣品的測定。結果以每100 mg干樣品相當于Trolox的物質的量表示[25]。

1.3.9.2 DPPH自由基清除能力的測定

樣品液制備同1.3.4節(jié)方法。將2 mL稀釋過的樣品液與4 mL濃度為100 μmol/L的DPPH溶液混勻，暗處靜置30 min后，于517 nm波長處測定吸光度。配制濃度分別為0、20、40、60、80、100 μmol/L的Trolox溶液進行標準曲線的測定，步驟同樣品的測定。結果以每100 mg干樣品相當于Trolox的物質的量表示[26]。

1.3.9.3 鐵離子還原能力的測定

樣品液制備同1.3.4節(jié)方法。將6 mL鐵離子還原能力工作液與0.2 mL稀釋后的樣品液混勻，37 ℃保溫30 min后，于593 nm波長處測定吸光度。配制濃度分別為0、100、200、300、400、500、600、700、800 μmol/L的Trolox溶液進行標準曲線的測定，步驟同樣品的測定。結果以每100 mg干樣品相當于Trolox的物質的量表示[27]。

1.4 數據統(tǒng)計與分析

采用SPSS 22.0軟件進行數據的方差分析，用Duncan’s法進行多重比較，采用OriginPro 9.0軟件繪圖。數據以平均值±標準差表示，P＜0.05表示差異顯著。每組實驗均重復3 次。

2 結果與分析

2.1 柿果脫澀過程中酚類成分含量的變化

圖1 柿果脫澀過程中酚類成分含量的變化Fig. 1 Variations in contents of phenolic compounds in persimmon fruit during de-astringency

可溶性單寧是柿果澀味的來源[28]。由圖1可知，在脫澀過程中，可溶性單寧的含量顯著下降（P＜0.05），脫澀44 h后柿果的可溶性單寧含量為7.08 mg/100 g（干樣品），相當于0.09 g/100 g（鮮樣品），低于文獻[29]中給出的可溶性單寧閾值（0.10 g/100 g（鮮樣品）），故可考慮在脫澀溫度為30 ℃、CO2體積分數為（95±2）%時，以脫澀時間44 h為脫澀終點。其中，可溶性單寧含量的下降速率呈現先上升后下降的趨勢：脫澀初期（0～12 h），可溶性單寧含量緩慢下降；脫澀中期（12～20 h）下降速率急劇加快；脫澀后期（20～44 h）下降速率減慢。這可能是由于在脫澀初期，乙醛在無氧呼吸初始階段開始積累，只有少量可溶性單寧與其反應，故可溶性單寧含量下降速率較慢；而在脫澀中期，積累的乙醛與可溶性單寧開始大量反應，致使可溶性單寧的下降速率加快。CO2濃度、脫澀溫度、柿果采收時間都會影響可溶性單寧下降達到閾值以下所需的脫澀時間，而溫度越高、CO2濃度越高、柿果初始可溶性單寧含量越低，所需時間越短[5,29]。

在柿果中存在著大量黃酮類化合物的單體及聚合的黃烷-3-醇，如原花青素或縮合單寧[30]。隨著脫澀時間的延長，柿果的黃酮含量呈顯著下降趨勢（P＜0.05），與可溶性單寧的變化趨勢類似，尤其在脫澀12～20 h期間顯著下降（P＜0.05）?？偡雍吭诿摑^程中也呈顯著下降的趨勢（P＜0.05），其下降速率的變化規(guī)律同可溶性單寧、黃酮含量的變化規(guī)律一致。

2.2 柿果脫澀過程中理化特性變化

表1 柿果脫澀過程中理化特性變化Table 1 Variations in physicochemical properties of persimmon fruit during de-astringency

柿果的硬度是其是否具有商業(yè)價值的重要指標，硬度過小則易軟爛、不耐貯運。由表1可看出，柿果經CO2脫澀44 h后，其硬度無顯著性變化。這與Chung等的研究結果[17]一致，有利于柿果的運輸與后續(xù)加工。隨著脫澀時間的延長，柿果的pH值、水分含量與水分活度同樣變化不顯著，而可溶性固形物含量整體呈顯著下降趨勢（P＜0.05），由脫澀前的16.90 °Brix下降至44 h時的15.33 °Brix，這可能是因為脫澀過程中可溶性單寧含量的降低[31]。結果說明，CO2脫澀對柿果硬度、pH值、水分含量與水分活度這些感官品質影響不明顯。

2.3 柿果脫澀過程中糖類含量的變化

表2 柿果脫澀過程中糖類含量的變化Table 2 Variations in sugar contents of persimmon fruit during de-astringency

文獻[32]報道，柿果中主要的糖為葡萄糖、果糖、蔗糖。由表2可以看出，柿果中葡萄糖和果糖的含量較高，蔗糖的含量較少。在脫澀過程中，總糖含量顯著下降（P＜0.05），由未脫澀時的706.99 mg/g下降至脫澀44 h后的642.73 mg/g，這與Bubba等的結果[5]一致。還原糖含量在脫澀過程中呈先上升后下降趨勢。在脫澀0～20 h期間，蔗糖含量上升，同時果糖與葡萄糖的含量下降，可能存在果糖與葡萄糖向蔗糖的少量轉化；在脫澀后期（20～44 h），蔗糖、果糖與葡萄糖的含量均呈下降趨勢，與總糖含量的變化趨勢一致。結果說明，柿果經CO2脫澀處理后由澀味變?yōu)樘鹞恫⒎鞘怯捎谔穷愇镔|含量的增加，而可能是澀味消失所帶來的味覺變化。而Novillo等的研究結果表明，脫澀對柿果糖類成分含量的影響取決于柿果的品種，部分品種的柿果脫澀前后的糖類含量無顯著差異，而部分品種柿果的糖類含量在脫澀后下降了50%，總糖的減少可能是因為脫澀過程中可溶性單寧與可溶性糖之間形成了糖苷鍵[32]。而在本研究中，在脫澀初期可溶性單寧含量顯著下降，而糖類含量無明顯變化，說明柿果在脫澀過程中可溶性單寧未與或僅有少量與糖類結合，而更可能是可溶性單寧與蛋白質、果膠等大分子結合。綜合2.2節(jié)與2.3節(jié)兩部分的結果可知，CO2脫澀處理對柿果感官特性無明顯影響，這為柿果的后續(xù)加工提供了條件。

2.4 柿果脫澀過程中不同分子質量酚類物質含量的變化

表3 脫澀過程中柿果不同分子質量酚類物質含量的變化Table 3 Variations in contents of phenolics with different molecular masses in persimmon fruit during de-astringency

由表3可知，分子質量大于10 kDa的酚類物質含量約為澀柿中總酚含量的90%，約為2 000 mg/100 g；而分子質量小于3 kDa的酚類物質含量只占澀柿中總酚含量的約10%；分子質量在3～10 kDa之間的酚類物質幾乎不存在。隨著脫澀時間的延長，柿果中分子質量大于10 kDa的酚類物質含量顯著下降（P＜0.05），其變化趨勢與原液總酚含量（圖1A）的變化趨勢相一致，在脫澀36 h后，這部分酚類物質的含量幾乎下降為0；而分子質量小于3 kDa的酚類物質含量的波動無顯著性差異，基本保持在250 mg/100 g左右。

由表3可以看出，脫澀0～12 h時，分子質量大于10 kDa的縮合單寧含量下降了40%（P＜0.05），而在脫澀20 h后，這部分縮合單寧含量降為0；分子質量小于3 kDa及分子質量在3～10 kDa之間的樣品中均未檢測到縮合單寧。結果表明，柿果中的縮合單寧主要以大分子質量（分子質量大于10 kDa）縮合單寧為主，且在脫澀過程中含量下降。推測柿果脫澀過程中總酚含量的顯著降低主要是由于縮合單寧含量的下降所引起的；而脫澀對于小分子質量酚類物質的含量無顯著性影響。實驗結果表明，在CO2脫澀過程中，高濃度的CO2為柿果提供了無氧呼吸環(huán)境，無氧呼吸產生的乙醛的醛基與柿果中的高分子質量酚類（縮合單寧）的酚羥基發(fā)生縮合或聚合反應，使其逐漸變?yōu)闊o澀味的不可溶物質，隨著脫澀時間的延長最終將柿果脫澀；但乙醛未與低分子質量的酚類發(fā)生反應，故其保留下來，成為脫澀后柿果中的主要酚類成分。另外，果膠和縮合單寧之間的絡合反應也可能降低柿果中單寧的含量，從而起到降低澀味的作用[33-34]。

2.5 柿果脫澀過程中不同分子質量酚類物質抗氧化能力的變化

表4 脫澀過程中柿果不同分子質量酚類物質抗氧化能力的變化Table 4 Variations in antioxidant capacities of phenolic compounds with different molecular masses in persimmon fruit during de-astringency

生物活性化合物具有不同的抗氧化活性機制，如氫原子、單電子轉移或金屬螯合作用[35]。目前還沒有一種統(tǒng)一的方法來評價所有機制，因此，本研究使用不同的方法來評價脫澀過程中柿果的抗氧化能力。由表4可以看出，脫澀過程中原液的ABTS陽離子自由基、DPPH自由基清除能力和鐵離子還原能力均顯著下降（P＜0.05），且變化趨勢與總酚含量的變化趨勢基本一致，其中A BTS陽離子自由基清除能力由24.17 μmol/100 mg下降至1.28 μmol/100 mg；DPPH自由基清除能力由34.77 μmol/100 mg下降至1.50 μmol/100 mg；鐵離子還原能力由47.72 μmol/100 mg下降至1.85 μmol/100 mg，脫澀后柿果的這3 種抗氧化能力比脫澀前分別下降了大約95%、96%、96%。分子質量大于10 kDa的酚類物質的抗氧化能力顯著下降（P＜0.05），并在脫澀36 h后降為0；而分子質量小于3 kDa的酚類物質的抗氧化能力在脫澀過程中無顯著性變化。結果說明，脫澀前柿果的抗氧化能力主要來自于高分子質量縮合單寧，而柿果脫澀過程中，由于這部分單寧含量顯著下降，故柿果的抗氧化能力明顯下降。而小分子質量酚類物質的抗氧化能力在脫澀過程中基本無變化，這部分酚類物質是柿果脫澀后抗氧化能力的主要貢獻者。陳湘寧等的研究結果也表明，柿子中含有的單寧等多酚類物質是使柿子具有抗氧化能力的重要因素[36]。脫澀過程使游離態(tài)單寧轉化為結合態(tài)單寧，而結合態(tài)單寧是聚合黃烷醇和蛋白、果膠、纖維素等大分子物質的結合物，不可被有機溶劑提取[37]。已有文獻報道水果或蔬菜的有機溶劑不可提取部分在酸解后具有較高的抗氧化活性：Matsumura等將柿干利用有機溶劑提取，并將剩余部分進行酸解以比較二者的多酚含量以及抗氧化活性，結果表明，柿果中溶劑不可提取部分酸解后的產物中多酚含量豐富，且其DPPH自由基清除能力為柿果總DPPH自由基清除能力的96.1%，表明柿果結合態(tài)單寧部分的水解物在體外具有高的抗氧化活性[38]；Pérez-Jiménez等的研究也表明，不溶性高分子抗氧化物質是主要的膳食抗氧化物質，主要包括聚合的酚類物質或與生物大分子相結合的多酚、類胡蘿卜素等[39]。因此，脫澀柿果中大量存在的結合態(tài)單寧在消化吸收過程中是否能發(fā)揮抗氧化功效尚需進一步研究。

3 結 論

柿果經CO2脫澀處理后，其硬度、水分含量、水分活度、pH值、可溶性固形物含量均無明顯性變化，這說明CO2脫澀處理不會影響柿果的這些感官特性。經CO2脫澀后柿果中的蔗糖、果糖與葡萄糖含量均下降，與總糖含量的變化趨勢一致，這說明柿果在脫澀過程中“由澀變甜”并不是糖類含量增加或糖類合成的過程，而是澀味消失所帶來的味覺變化。在脫澀初期，可溶性單寧含量顯著下降，糖類含量無顯著性變化，說明脫澀過程中可溶性單寧未與或僅有少量與糖類結合，而更可能是與蛋白質、果膠等大分子結合造成其含量降低。脫澀過程中柿果的總酚含量顯著下降，其中縮合單寧作為澀柿中主要的酚類物質，其含量在脫澀后期下降為0；而縮合單寧主要由分子質量大于10 kDa的部分組成，其含量下降伴隨著柿果抗氧化能力的顯著下降；縮合單寧含量下降率超過95%，推測其可能是柿果在脫澀過程中具有抗氧化能力的主要物質。而分子質量較?。ㄐ∮? kDa）的酚類物質是脫澀后柿果中主要的酚類物質，也是其抗氧化能力的主要貢獻者。CO2脫澀是一種保硬的商業(yè)后熟方法，可考慮脫澀條件為溫度30 ℃、CO2體積分數（95±2）%，以脫澀時間44 h時為脫澀終點，此時可溶性單寧含量下降至閾值以下，但柿果的品種、成熟期都會影響柿果中可溶性單寧含量，故還需要根據實際情況確定適宜的脫澀條件。綜上，澀柿成熟時含有大量的酚類及單寧類物質，使柿果具有很強的抗氧化能力。柿果經脫澀后不會影響其感官特性，但會顯著降低柿果的體外抗氧化活性。