伍志偉，劉丹，劉永琦，薛娜，顏春魯，蘇韞

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黃芪多糖對低氧環(huán)境中BMSCs成脂分化的影響

伍志偉1,2，劉丹1，劉永琦1,2，薛娜1，顏春魯1，蘇韞1

1甘肅中醫(yī)藥大學基礎醫(yī)學院，甘肅蘭州 730000 2甘肅省高校重大疾病分子醫(yī)學與中醫(yī)藥防治重點實驗室，甘肅蘭州 730000

伍志偉, 劉丹, 劉永琦, 等. 黃芪多糖對低氧環(huán)境中BMSCs成脂分化的影響. 生物工程學報, 2017, 33(11): 1850–1858.Wu ZW, Liu D, Liu YQ, et al. Effects of Astragalus polysaccharides on adipogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells in low oxygen environment. Chin J Biotech, 2017, 33(11): 1850–1858.

探討黃芪多糖 (APS) 對低氧環(huán)境中骨髓間充質干細胞 (BMSCs) 成脂誘導分化的影響。采用四甲基偶氮唑鹽(Methyl thiazolyl tetrazolium，MTT) 法篩選促進BMSCs增殖的最佳APS濃度，干預不同氧濃度下 (3%、6%、10%和20%) 成脂誘導培養(yǎng)的BMSCs，通過油紅O染色觀察細胞內(nèi)脂滴形成，Real-time PCR和Western blotting檢測成脂相關基因過氧化物酶體增殖物激活受體γ2(PPAR-γ2) 和脂蛋白脂肪酶 (LPL) 的mRNA和蛋白水平。結果表明，與對照組相比，40 μg/mL APS能顯著促進不同氧濃度下BMSCs的增殖 (<0.05)；含有40 μg/mL APS的成脂誘導劑能提升低氧環(huán)境中BMSCs內(nèi)脂滴含量及PPAR-γ2和LPL的蛋白和mRNA水平，在氧濃度為10%時其促進作用較顯著 (<0.05)，差異有統(tǒng)計學意義。40 μg/mL APS具有促進低氧環(huán)境中BMSCs增殖和成脂誘導分化的作用，其促分化作用與細胞培養(yǎng)的氧環(huán)境相關。

骨髓間充質干細胞，低氧環(huán)境，黃芪多糖，成脂分化

來源于中胚層的骨髓間充質干細胞 (Bone mesenchymal stem cells，BMSCs) 因其具有自我更新和多向分化的潛能，而被作為理想的生物工程種子細胞，廣泛應用于組織修復、基因工程和細胞治療等臨床領域[1-3]。然而，大量研究表明，包括BMSCs在內(nèi)的多能干細胞，極易受到炎性介質[4]、X射線[5]、低氧環(huán)境[6-7]等因素的影響，引起細胞內(nèi)基因轉錄、翻譯及修飾過程的改變，從而導致細胞形態(tài)、結構和分化異常，甚至造成BMSCs惡性轉變，極大地限制了BMSCs的臨床應用和開發(fā)前景。

氧作為生物機體新陳代謝的重要營養(yǎng)組分，在促進和維持生物體生長發(fā)育以及細胞增殖和分化過程中發(fā)揮著重要作用。機體不同組織或體液中氧濃度分布客觀地反映了生物體新陳代謝的特殊性，這也為解析組織器官功能和細胞分化與更新提供了理論依據(jù)。同時，黃芪多糖 (polysaccharides) 作為黃芪主要有效活性成分之一，具有抗炎、抗腫瘤、免疫調節(jié)和促進細胞增殖的功效[8-10]。低氧環(huán)境與APS結合起來是否具有促進BMSCs分化的作用？本研究以此為出發(fā)點，模擬體內(nèi)低氧環(huán)境，應用APS干預成脂誘導的BMSCs，探析APS對低氧環(huán)境中BMSCs成脂分化的作用，這將為解析黃芪多糖的臨床療效和開發(fā)應用提供理論依據(jù)。

1 材料

1.1 BMSCs細胞株

Wistar大鼠BMSCs細胞株由本實驗室分離鑒定獲得。

1.2 主要試劑與儀器

DMEM/F12培養(yǎng)基、胎牛血清、0.25%胰蛋白酶和青鏈霉素 (Gibco)；成脂誘導培養(yǎng)基 (賽業(yè)生物科技有限公司)；油紅Ｏ染色試劑盒 (杰美基因)；RNA提取試劑盒 (TaKaRa)；PrimeScript RT reagent Kit和SYBR Premix EX(Roche)；大鼠PPAR-γ2、LPL單克隆抗體和羊抗鼠IgG-HRP (Abcam)；PPARγ2和LPL引物 (生工生物工程 (上海) 股份有限公司)；倒置顯微鏡 (OLMYPUS)；Real-Time PCR儀 (Bio-Rad)；CO2細胞培養(yǎng)箱 (SANYO)。

2 方法

2.1 APS對低氧環(huán)境中BMSCs增殖的影響

2.1.1 實驗分組

依據(jù)氧濃度及APS濃度，實驗共分為24組，其中氧濃度分為3%、6%、10%和20%四個梯度，黃芪多糖濃度分為0、10、20、40、80和100 μg/mL6個梯度，共計4×6組。

2.1.2 細胞培養(yǎng)

常規(guī)培養(yǎng)第3代 (G3) BMSCs至融合達到80%?90%時，將其消化制成單細胞懸液，用完全培養(yǎng)基 (10% FBS的高糖DMEM/F12) 調整細胞濃度至1×104cells/cm2，接種于96孔板 (200 μL/well)，細胞終濃度為2×103cells/well；置于常氧環(huán)境、37 ℃、5% CO2、相對濕度100%的培養(yǎng)箱中培養(yǎng)24 h (即細胞貼壁) 后，棄上 清，依次加入含有不同濃度APS的完全培養(yǎng)基 (200 μL/well)，每濃度3個重復；置于不同氧濃度、37 ℃、5% CO2、相對濕度100%的培養(yǎng)箱中培養(yǎng)。

2.1.3 MTT檢測

分別取培養(yǎng)1 d、2 d、3 d、4 d、5 d、6 d和7 d的上述BMSCs，棄培養(yǎng)液，用PBS洗滌2遍后，依次加入含0.5%的MTT完全培養(yǎng)基 (200 μL/well)，于對應氧濃度下繼續(xù)培養(yǎng)4 h；棄培養(yǎng)液，加入二甲基亞砜 (150 μL/well)，置搖床低速振蕩10 min，應用酶標儀490濾光片檢測各孔吸光值。

2.2 APS對低氧環(huán)境中BMSCs成脂誘導分化的影響

2.2.1 實驗分組

實驗共分為空白組、黃芪多糖組、誘導組和誘導劑+黃芪多糖組，同時設立3%、6%、12%和20%四個氧濃度梯度，共計4×4組。

2.2.2 細胞培養(yǎng)

常規(guī)培養(yǎng)G3代BMSCs至融合達到80%?90%時，用含0.25%胰蛋白酶的D-Hanks液消化，按2×104cells/cm2細胞密度接種于6孔板，每孔加入2 mL完全培養(yǎng)基，置于常氧環(huán)境、37 ℃、5% CO2、相對濕度100%的培養(yǎng)箱中培養(yǎng)，至細胞融合達到100%，棄完全培養(yǎng)基?？瞻讓φ战M加完全培養(yǎng)基、黃芪多糖組加含有40 μg/mL黃芪多糖的完全培養(yǎng)基、誘導組加入誘導培養(yǎng)液A和B (具體操作見Cyagen Biosciences lnc RAWMX90031說明書)、誘導劑+黃芪多糖組加入含有40 μg/mL黃芪多糖成脂誘導培養(yǎng)液A和B (具體操作同誘導劑組)，2 mL/well；置于3%、6%、10%和20%四個氧濃度環(huán)境，每隔3 d換液1次，持續(xù)培養(yǎng)22 d。

2.2.3 油紅O染色分析

成脂誘導分化結束后，棄培養(yǎng)液，用PBS洗滌2次，每孔加入2 mL 4%中性甲醛于4 ℃固定30 min；棄甲醛，PBS洗滌2次，每孔加入1 mL油紅O染液染色30 min；棄染液，PBS洗滌2次，于相差顯微鏡下觀察脂滴形成。

2.2.4 Real-time PCR分析

提取2.2.2培養(yǎng)細胞的總RNA，以表1序列為引物，采用Real-time PCR檢測成脂相關基因PPAR-γ2和LPL的mRNA水平，具體操作見RNA提取試劑盒 (TaKaRa)、PrimeScript RT reagent kit和SYBR premix EX(Roche) 說明書。

2.2.5 Western blotting分析

提取2.2.2培養(yǎng)細胞的總蛋白，經(jīng)SDS-PAGE分離后，轉印至PVDF膜；將膜置于3%脫脂奶粉中4 ℃過液封閉，棄封閉液；分別加入1∶500大鼠PPAR-γ2和LPL單克隆抗體 (Abcam)，室溫孵育4 h，棄一抗，用PBST洗滌3次；加入1∶600二抗，室溫孵育2 h，棄二抗，應用Western blotting ECL化學發(fā)光試劑盒 (Bio-Rad)進行染色，具體操作見說明書；將膜置于凝膠成像系統(tǒng)進行分析。

表1 引物序列

2.3 數(shù)據(jù)分析

3 結果與分析

3.1 APS對低氧環(huán)境中BMSCs增殖的分析

由MTT分析顯示，在不同氧濃度下，不同黃芪多糖濃度對BMSCs增殖有不同程度的影響。與對照組相比，當氧濃度在3%、6%、10%和20%時，10 μg/mL和20 μg/mL黃芪多糖對BMSCs增殖作用不顯著，40 μg/mL黃芪多糖對BMSCs有明顯的促增殖作用；當黃芪多糖濃度在80 μg/mL和100 μg/mL時，對BMSCs增殖有一定的抑制作用；當氧濃度在6%、10%和20%時，40 μg/mL黃芪多糖對BMSCs促增殖作用顯著 (<0.05)，差異具有統(tǒng)計學意義，見圖1。

3.2 油紅O染色分析

由圖可知，在3%、6%、10%和20%四個氧濃度下，空白組和黃芪多糖組細胞內(nèi)均不存在或有極少量的棕紅色脂滴，兩組間差異不顯著(>0.05)，無統(tǒng)計學意義；而在誘導組和誘導劑+黃芪多糖組中，細胞內(nèi)出現(xiàn)了大量的棕紅色脂滴，誘導劑+黃芪多糖組高于誘導組 (<0.05)，與空白組和黃芪多糖組相比差異極顯著 (<0.01)，具有統(tǒng)計學意義；且在10%氧濃度下，誘導組和誘導劑+黃芪多糖組細胞內(nèi)脂滴含量最高，見圖2。

圖1 黃芪多糖干預的不同氧環(huán)境中BMSCs增殖曲線(A?D：3%、6%、10%和20%的氧濃度)

3.3 Real-time PCR分析

在3%、6%、10%和20%四個氧濃度下，空白組和黃芪多糖組細胞中成脂相關基因PPAR-γ2(圖3A) 和LPL (圖3B) 的mRNA水平顯著低于誘導劑組和誘導劑+黃芪多糖組 (<0.01)，誘導劑+黃芪多糖組高于誘導劑組 (<0.05)，差異具有統(tǒng)計學意義；空白組和黃芪多糖組間差異不顯著 (>0.05)；同時，在誘導劑組和誘導劑+黃芪多糖組中，10%氧濃度下的PPAR-γ2和LPL mRNA水平顯著高于其他氧濃度 (<0.05)，見圖3。

3.4 Western blotting分析

在3%、6%、10%和20%四個氧濃度下，空白組和黃芪多糖組細胞中成脂相關基因PPAR-γ2(圖4A) 和LPL (圖4B) 的蛋白水平顯著低于誘導劑組和誘導劑+黃芪多糖組 (<0.01)，誘導劑+黃芪多糖組高于誘導劑組 (<0.05)，差異具有統(tǒng)計學意義；空白組和黃芪多糖組間差異不顯著(>0.05)；同時，在誘導劑組和誘導劑+黃芪多糖組中，10%氧濃度下的PPAR-γ2和LPL蛋白水平顯著高于其他氧濃度 (<0.05)，見圖4。

圖2 成脂誘導BMSCs油紅O染色分析(A–D：分別代表空白組、黃芪多糖組、誘導組和誘導劑+黃芪多糖組，1–4分別代表3%、6%、10%和20%的氧濃度)

圖3 PPAR-γ2和LPL mRNA水平的qPCR分析

圖4 成脂相關蛋白PPAR-γ2 (A) 和LPL (B) 的Western blotting分析

4 討論

BMSCs是一類具有自我復制和多向分化潛能的多能干細胞，在不同的誘導和培養(yǎng)條件下，可分化為脂肪、骨、軟骨、肌肉、肌腱、神經(jīng)、肝、心肌、內(nèi)皮等多種組織細胞[11-13]，已被用于心腦血管疾病、肝硬化、骨質疏松癥、脊髓神經(jīng)損傷、老年癡呆及紅斑狼瘡和硬皮病等自身免疫性疾病的治療，取得了令人鼓舞的臨床試驗結果[14-16]。目前，部分學者應用脂肪細胞共培養(yǎng)技術、MicroRNA調控、激素干預等方式研究BMSCs成脂分化的機制，證實這些因素在抑制或促進BMSCs成脂誘導分化中具有重要的作用[17-19]。因此，依據(jù)BMSCs生物學特性，通過藥物調節(jié)BMSCs多向分化進行臨床疾病治療具有廣闊的應用前景。

黃芪多糖 (APS) 作為黃芪的主要組分在抗氧化、清除自由基、調節(jié)細胞基因表達、抗炎、抗腫瘤等方面具有重要的作用。近年來，有大量研究證實黃芪多糖在促進或抑制細胞增殖與分化、調節(jié)細胞凋亡、降低細胞毒性等方面具有一定的功效[20]。同時，體內(nèi)微環(huán)境是BMSCs增殖與分化的溫床，不同組織或器官中氧濃度分布存在一定的差別，如動脈血氧濃度約為12%，骨髓組織中的氧濃度約為1%?7%，成熟肌肉組織中的氧濃度約為l%?10%21]。氧元素作為體內(nèi)環(huán)境的重要組分之一，通過調節(jié)體內(nèi)基因表達、信號通路等方式在細胞的增殖與分化程中發(fā)揮著重要的作用。目前，對于BMSCs增殖與分化的相關研究大多基于常氧環(huán)境的細胞培養(yǎng)，并不能真實地反映其在體內(nèi)的生物學特性。

本研究模擬體內(nèi)低氧環(huán)境，以3%、6%、10%和20%為細胞培養(yǎng)的微環(huán)境氧濃度，經(jīng)MTT法篩選出有效促進BMSCs增殖的最佳APS濃度為40 μg/mL，濃度過高 (80?100 μg/mL) 抑制BMSCs增殖，濃度過低 (40 μg/mL以下) 促增殖效果不明顯，這一結果與前人研究一致[22]。同時，以40 μg/mL APS干預低氧環(huán)境中成脂誘導的BMSCs，通過脂滴形成檢測表明，黃芪多糖干預誘導組BMSCs細胞內(nèi)形成了大量棕紅色脂滴，顯著高于單獨應用誘導劑誘導的BMSCs (<0.05)，差異具有統(tǒng)計學意義；并且在氧濃度為10%時，其干預誘導作用較為顯著。這一結果證實APS不僅具有促進低氧環(huán)境中BMSCs成脂誘導分化的功效，而且其促誘導分化作用與BMSCs所處微環(huán)境的氧濃度有一定關系。

PPAR-γ是脂肪細胞形成的關鍵調控因子，該因子具有激活控制BMSCs進入最終分化和獲得成熟脂肪細胞功能基因的作用。PPAR-γ的持續(xù)表達是維持細胞成脂分化狀態(tài)的必要條件，具有誘導BMSCs 向脂肪細胞分化、促進甘油三酯 (TG) 合成的作用，一般在成脂向分化中后期高表達[23]。LPL是TG降解的限速酶，對清除體內(nèi)過多的TG至關重要，在脂代謝、胰島素抵抗、脂肪細胞分化中有重要作用，成為當今研究肥胖癥和相關疾病的熱點。PPAR-γ作為LPL表達的影響因素之一，共同調控著BMSCs成脂分化的過程[24]。本研究通過Real-time PCR和Western blotting對低氧環(huán)境中APS干預的成脂誘導BMSCs內(nèi)PPAR-γ和LPL mRNA和蛋白水平分析表明，其表達水平均上調；而且在10%的氧濃度時，APS促PPAR-γ和LPL的mRNA和蛋白水平效果越顯著。這一結果提示APS可能通過調控PPAR-γ和LPL的mRNA和蛋白水平來促進低氧環(huán)境中BMSCs成脂誘導分化的過程，而且其促誘導分化作用與BMSCs所處微環(huán)境的氧濃度有一定關系，其具體機制有待進一步研究。

[1] Gu Z, Akiyama K, Ma X, et al. Transplantation of umbilical cord mesenchymal stem cells alleviates lupus nephritis in MRL/lpr mice. Lupus, 2010, 19(13): 1502?1514.

[2] Gu ZF, Meng Y, Tao T, et al. Endoplasmic reticulum stress participates in the progress of senescence of bone marrow-derived mesenchymal stem cells in patients with systemic lupus erythematosus. Cell Tissue Res, 2015, 361(2): 497?508.

[3] Jang E, Jeong M, Kim S, et al. Infusion of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells alleviates autoimmune nephritis in a lupus model by suppressing follicular helper T-cell development. Cell Transplant, 2016, 25(1): 1?15.

[4] Abdallah BM, Boissy P, Tan QH, et al. dlk1/FA1 regulates the function of human bone marrow mesenchymal stem cells by modulating gene expression of pro-inflammatory cytokines and immune response-related factors. J Biol Chem, 2007, 282(10): 7339?7351.

[5] Liu HP. Effect of low dose X-ray irradiation on osteogenic differentiation of rat bone marrow mesenchymal stem cells. China Prac Med, 2012, 7(17): 246?247.劉洪鵬. 低劑量X線照射對誘導大鼠骨髓間充質干細胞成骨分化的影響. 中國實用醫(yī)藥, 2012, 7(17): 246?247.

[6] Naqvi SM, Buckley CT. Extracellular matrix production by nucleus pulposus and bone marrow stem cells in response to altered oxygen and glucose microenvironments. J Anat, 2015, 227(6): 757?766.

[7] Lu HT, Yuan F, Zhang JW, et al. Osteogenic capability of co-cultured rabbit periosteal cells and nucleus puplousus cells in hypoxic conditions. Orthop J China, 2016, 24(9): 839?844 (in Chinese). 陸海濤, 袁峰, 張峻瑋, 等. 低氧環(huán)境下共培養(yǎng)的骨膜細胞和髓核細胞骨向分化能力的研究. 中國矯形外科雜志, 2016, 24(9): 839?844.

[8] Zhang CL, Ren HJ, Liu MM, et al. Modulation of intestinal epithelial cell proliferation, migration, and differentiationby astragalus polysaccharides. PLoS ONE, 2014, 9(8): e106674.

[9] Wang XM, Jia TY, Guan B, et al. Effects of astragalus polysaccharide on CD4+CD25+treg cells and Th17 cells in immunesuppressed mice. Nat Prod Res Dev, 2015, 27(1): 153?157 (in Chinese). 王雪梅, 賈天玉, 管彬, 等. 黃芪多糖對免疫抑制模型小鼠Treg細胞及Th17細胞亞群的影響. 天然產(chǎn)物研究與開發(fā), 2015, 27(1): 153?157.

[10] Luo ZF, Su XC, Kong JX, et al. The influence of astragalus polysaccharide on Qi-deficiency and blood-stasis in rats induced by cyclophosphamide. J Mod Oncol, 2016, 24(1): 30?32 (in Chinese). 羅澤飛, 蘇旭春, 孔嘉欣, 等. 黃芪多糖對環(huán)磷酰胺導致大鼠氣虛血瘀證的影響. 現(xiàn)代腫瘤醫(yī)學, 2016, 24(1): 30?32.

[11] Jiang YH, Jahagirdar BN, Reinhardt RL, et al. Pluripotency of mesenchymal stem cells derived from adult marrow. Nature, 2002, 418(6893): 41?49.

[12] Wang C, Meng HY, Wang X, et al. Differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells in osteoblasts and adipocytes and its role in treatment of osteoporosis. Med Sci Monit, 2016, 22: 226?233.

[13] Lü S, Wu L, Cheng P, et al. Correlation of obesity and osteoporosis: effect of free fatty acids on bone marrow-derived mesenchymal stem cell differentiation. Exp Ther Med, 2010, 1(4): 603?610.

[14] Sun LY, Akiyama K, Zhang HY, et al. Mesenchymal stem cell transplantation reverses multiorgan dysfunction in systemic lupus erythematosus mice and humans. Stem Cells, 2009, 27(6): 1421?1432.

[15] Fan YX, Zhang YL, Wang Q, et al. Overexpression of connexin 43 in bone marrow mesenchymal stem cells in Xiao Meishan swines. Chin J Biotech, 2015, 31(3): 351?360 (in Chinese). 樊懿萱, 張艷麗, 王強, 等. 小梅山豬骨髓間充質干細胞基因修飾. 生物工程學報, 2015, 31(3): 351?360.

[16] González MA, Gonzalez-Rey E, Rico L, et al. Treatment of experimental arthritis by inducing immune tolerance with human adipose-derived mesenchymal stem cells. Arthritis Rheum, 2009, 60(4): 1006?1019.

[17] Gao F, Lin M, Ge ZM, et al. Effect of parathyroid hormone on LPL and ALP during adipogenic differentiation by rat bone marrow mesenchymal stem cells. Chin J Osteoporos, 2015, 21(12): 1460?1464 (in Chinese).高飛, 林梅, 葛志敏, 等. 甲狀旁腺激素對大鼠骨髓間充質干細胞成脂分化中LPL和ALP的影響. 中國骨質疏松雜志, 2015, 21(12): 1460?1464.

[18] Bi Y, Gong M, He Y, et al. Recombinant adenovirus expressing siRNA is generated to inhibit the expression of RARβ in rat mesenchymal stem cells treated by all-trans retinoic acid. Chin J Biotech, 2012, 28(5): 632?642 (in Chinese). 畢楊, 龔敏, 何昀, 等. 腺病毒介導siRNA抑制全反式維甲酸誘導的骨髓間充質干細胞RARβ表達. 生物工程學報, 2012, 28(5): 632?642.

[19] Tang YF, Zhang Y, Li XY, et al. Expression of miR-31, miR-125b-5p, and miR-326 in the adipogenic differentiation process of adipose-derived stem cells. OMICS, 2009, 13(4): 331?336.

[20] Fang JK, Zhou YP, Li ML. Research progress on effects of traditional Chinese medicines on proliferation, apoptosis and differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells. China J Chin Mater Med, 2014, 39(15): 2834?2837 (in Chinese). 方健康, 周軼平, 李瑪琳. 中藥對骨髓間充質干細胞增殖、凋亡及分化的影響研究進展. 中國中藥雜志, 2014, 39(15): 2834?2837.

[21] Chakravarthy MV, Spangenburg EE, Booth FW. Culture in low levels of oxygen enhancesproliferation potential of satellite cells from old skeletal muscles. Cell Mol Life Sci, 2001, 58(8): 1150?1158.

[22] Hou Q, Zhang QJ, Liu YQ, et al. Effect ofinjection on proliferation of human bone marrow mesenchymal stem cells cultured in hypoxic environment and. Chin Trad Patent Med, 2015, 37(4): 873?875 (in Chinese).侯茜, 張秋菊, 劉永琦, 等. 低氧環(huán)境下黃芪注射液對人骨髓間充質干細胞體外增殖的影響. 中成藥, 2015, 37(4): 873?875.

[23] Hong JH, Hwang ES, McManus MT, et al. TAZ, a transcriptional modulator of mesenchymal stem cell differentiation. Science, 2005, 309(5737): 1074?1078.

[24] Wang H, Eckel RH. Lipoprotein lipase: from gene to obesity. Am J Physiol Endocrinol Metab, 2009, 297(2): E271?E288.

(本文責編 陳宏宇)

Effects ofpolysaccharides on adipogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells in low oxygen environment

Zhiwei Wu1,2, Dan Liu1, Yongqi Liu1,2, Na Xue1, Chunlu Yan1, and Yun Su1

1 Basic Medical College, Gansu University of Chinese Medicine, Lanzhou730000, Gansu, China 2 Provincial-level Key Laboratory for Molecular Medicine of Major Diseases and the Prevention and Treatment with TCM Research in Gansu Colleges and Universities, Lanzhou 730000, Gansu, China

To study the effect ofpolysaccharide (APS) on adipogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells (BMSCs) cultured in hypoxic environment. The optimal APS concentration, which could promote the proliferation of BMSCs, was screened by methyl thiazolyl tetrazolium method. The concentration was used to intervene in BMSCs-induced by adipogenic differentiation fluid growing in different oxygen concentrations (3%, 6%, 10% and 20%). The formation of lipid droplets in the BMSCs-intervened was observed by oil red O staining under the optical microscope. The mRNA and protein levels of the lipid relating genes peroxisome proliferator activated receptor gamma 2 (PPAR-γ2) and lipoprotein lipase (LPL) were detected by Real-time PCR and Western blotting, respectively. The results showed that, comparing with the control group, 40 μg/mL APS could significantly promote the proliferation of BMSCs under low oxygen concentration. A large amount of lipid droplets existed in BMSCs growing in the adipogenic inducing fluid containing 40 μg/mL APS and the hypoxic environment, and the protein and mRNA levels of PPAR-γ2and LPL also raised. It was worth noting that the phenomenon was more significant in 10% oxygen concentration, and the difference was statistically significant (<0.05). 40 μg/mL APS had effect on promoting the proliferation and adipogenic differentiation of BMSCs cultured in hypoxic environment, and the effect was related to the concentration of oxygen of BMSCs-cultured.

bone mesenchymal stem cells, low oxygen environment,polysaccharides, adipogenic differentiation

January 21, 2017;

February 16, 2017

Zhiwei Wu. Tel: +86-931-8721601; Fax: +86-931-8765344; E-mail: wzhiwei@aliyun.com

Supported by:Natural Science Foundation of Gansu Province (No. 1212RJ2A081), Gansu Provincial General Undergraduate Colleges and Universities Fundamental Research Funds (No. 2305136301).

甘肅省自然科學基金 (No. 1212RJ2A081)，甘肅省省屬普通本科高校基本科研業(yè)務費專項 (No. 2305136301) 資助。

2017-03-31

網(wǎng)絡出版地址：http://kns.cnki.net/kcms/detail/11.1998.Q.20170331.1003.002.html