楊 旭 呂遠(yuǎn)平

（四川大學(xué)食品工程系，成都 610065）

苦蕎殼活性組分的鑒定及其DNA損傷保護(hù)研究

楊 旭 呂遠(yuǎn)平

（四川大學(xué)食品工程系，成都 610065）

苦蕎是一種非常重要的食品資源，為了能夠?qū)ζ溆行У乩?，以DPPH自由基清除活性為指標(biāo)，通過極性萃取和柱層析的方法對醇提法得到的苦蕎殼粗提物進(jìn)行分離純化。采用紫外光譜和HPLC－ESI/MS鑒定純化的苦蕎殼活性組分。結(jié)果表明，其主要成分為槲皮素，還包括微量的槲皮素－3－鼠李糖苷和山奈酚。瓊脂糖凝膠電泳試驗中純化的苦蕎殼活性組分顯示出良好的DNA損傷保護(hù)作用，并表現(xiàn)出了明顯的濃度依賴性。DNA損傷保護(hù)的定量研究中，當(dāng)濃度為5～15 mg/mL時，純化的苦蕎殼活性組分對羥自由基和雙氧水的清除活性分別為（68.46±0.52）%～（90.32±0.37）%和（72.19±0.42）%～（96.82±0.34）%。因此，純化的苦蕎殼活性組分具有的抗氧化性和DNA損傷保護(hù)作用為苦蕎殼在食品、醫(yī)藥領(lǐng)域的應(yīng)用提供了理論參考。

苦蕎 DPPH自由基 HPLC－ESI/MS 抗氧化 DNA損傷

苦蕎為蕎麥屬蓼科植物，它的種植和應(yīng)用與其他谷類相似。2010年全世界蕎麥的產(chǎn)量超過了151萬t，其主要產(chǎn)地為中國［1］。苦蕎作為一種功能性食品被廣泛關(guān)注是由于它能夠預(yù)防心腦血管疾病，且長期食用無不良影響［2］。據(jù)報道，苦蕎能夠降低血脂和總膽固醇［3－4］、降血糖［5］、降血壓［6］，還具有抗氧化活性［7－9］。

近年來，高血脂、高血壓、心臟病、動脈硬化、糖尿病等慢性疾病的發(fā)病率持續(xù)升高，而這些慢性疾病的發(fā)生大多是由自由基引發(fā)的細(xì)胞損傷所引起。自由基也同樣會引發(fā)DNA損傷，由超氧自由基和過氧化氫產(chǎn)生的羥自由基是最有效的DNA損傷劑，它通過將鳥嘌呤轉(zhuǎn)化為8－羥基鳥嘌呤來實現(xiàn)對DNA的損傷［10］。DNA的氧化損傷是具有致癌性的，它與癌癥和衰老等多種病理過程相關(guān)［11］。有研究表明抗氧化物質(zhì)能夠控制DNA氧化損傷，并保護(hù)DNA免受電離輻射、紫外線以及化學(xué)試劑的損害［12］。除此之外，自由基還能引起食品中的脂質(zhì)過氧化，而這種變化會影響食品最終的可食性、風(fēng)味、顏色、質(zhì)地等感官質(zhì)量。

苦蕎中的高黃酮含量和強抗氧化活性已經(jīng)被報道［13］。然而，對苦蕎殼提取物的組成和生物活性卻鮮見報道。因此，為了更有效地利用苦蕎殼，研究其組成和生物活性尤為重要。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

苦蕎：四川西昌。

蘆丁標(biāo)準(zhǔn)品：美國Sigma公司；1，1－二苯基 －2－苦肼基：日本TCI公司；pBR322質(zhì)粒DNA：美國Promega公司；層析硅膠：四川長威醫(yī)藥有限責(zé)任公司；Sephadex LH－20填料：美國GE公司；MCICHP 20P填料：日本三菱化學(xué)株式會社；其他試劑均為分析純。

1.2 儀器與設(shè)備

UV－2000紫外可見分光光度計：上海Unico公司；LC－6AD島津高效液相色譜系統(tǒng)：日本島津公司；TSQ Quantum Ultra高效液相色譜－質(zhì)譜聯(lián)用系統(tǒng)：美國Thermafisher公司；MiniBIS Pro凝膠成像系統(tǒng)：DNR－IS公司。

1.3 試驗方法

1.3.1 苦蕎殼抗氧化組分的提取

將苦蕎清洗烘干后粉碎，分離得到苦蕎殼。稱取60 g放入索氏抽提器中，用960 mL的無水乙醚在60℃下回流6 h以脫脂。脫脂后的原料用70%的乙醇溶液，按1∶15（V/V）的料液比于70℃下回流提取8 h，重復(fù)3次［14］。將粗提液過濾，在45℃真空條件下旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)，濃縮后得到浸膏。

1.3.2 總黃酮含量的測定

取1 mL樣品液，加入0.3 mL 5%NaNO2，反應(yīng)5 min，然后再加入0.3 mL 10%AlCl3，混勻。6 min后加入2 mL 4%NaOH，混合液用甲醇定容至10 mL。反應(yīng)15 min后，在510 nm下測定吸光度。所有的測定均重復(fù)3次。通過與蘆丁標(biāo)準(zhǔn)品對照，得到最終的測定結(jié)果，以g蘆丁當(dāng)量/100 g干重表示 （g rutin eq./100 g DW）［15］。

1.3.3 DPPH自由基清除活性的測定

苦蕎殼中抗氧化組分的活性測定采用DPPH自由基清除活性的測定方法。準(zhǔn)確稱取5.0mg樣品于25 mL容量瓶中，用甲醇定容，即得0.2 mg/mL樣品液。將樣品液用甲醇分別稀釋至0.1 mg/mL，0.05 mg/mL，0.025 mg/mL，0.012 5 mg/mL和 0.006 25 mg/mL。取不同濃度的樣品液各2mL于10mL比色管中，分別加入2 mL 0.08 mg/mL DPPH·乙醇溶液和1 mL Tris－HCl緩沖液（pH 7.4）。反應(yīng)在閉光條件下進(jìn)行30 min后，于517 nm下測定吸光度［16］。同樣條件下，不添加DPPH·作為本底組，不添加樣品液作為空白組。DPPH自由基清除活性按以下公式計算：

式中：As為樣品組的吸光度值；Ab為本底組的吸光度值；Ac為空白組的吸光度值。

1.3.4 苦蕎殼抗氧化組分的分離和純化

將得到的粗提物浸膏混溶于純水中，并分別用等體積的石油醚、乙酸乙酯、正丁醇進(jìn)行極性萃?。?7］，磁力攪拌30 min后置于分液漏斗中靜置30 min，分離。將得到的乙酸乙酯組分上樣于硅膠柱，用氯仿 －甲醇溶液（100∶1，98∶2，95∶5，85∶15，50∶50，15∶85，5∶95，2∶98，1∶100，每個組分 500 mL）進(jìn)行洗脫［1］，得到 9個組分（A1－A9）。分別測定9個組分的DPPH自由基清除活性。將組分A4通過Sephadex LH－20層析柱進(jìn)行分離，用100%甲醇洗脫，將洗脫液每10 mL收集1管，接50管，在350 nm下測定每管的吸光度，繪制洗脫曲線。根據(jù)測定結(jié)果，將19到32管的洗脫液合并后濃縮。得到的濃縮物再進(jìn)一步通過MCICHP 20P層析柱進(jìn)行分離，用甲醇 －水溶液（20∶80，40∶60，60∶40，80∶20，100∶0，每個組分500 mL）進(jìn)行洗脫，得到5個組分（C1～C5）。將組分C4濃縮后凍干，即為純化的苦蕎殼活性組分（Purified active component of Tartary buckwheat hulls，PAT），并通過高效液相色譜進(jìn)行分析。

1.3.5 高效液相色譜分析

采用Shimadzu LC－6AD高效液相色譜系統(tǒng)，C18色譜柱（150 mm×2.1 mm i.d.；5μm）；進(jìn)樣量20μL；柱溫為30℃；流動相A為0.1%的乙酸水溶液，流動相B為甲醇；梯度洗脫程序為：0 min 0%B；10 min 20%B；20 min 40%B；35 min 55%B；50 min 80%B；55min 100%B；60min 100%B；洗脫液流速為1 mL/min；檢測波長為254 nm。

1.3.6 紫外可見光譜分析

對PAT進(jìn)行紫外可見光譜分析，樣品溶解于甲醇中，光譜掃描范圍為200～400 nm。

1.3.7 HPLC－ESI/MS分析

采用TSQ Quantum Ultra高效液相色譜－質(zhì)譜聯(lián)用系統(tǒng)。選用Hypersil Gold－C18色譜柱（150 mm×2.1 mm i.d.；5μm）；柱溫為30℃；進(jìn)樣量20μL；流動相A為0.1%的乙酸水溶液，流動相B為甲醇，采用與1.3.5中相同的梯度洗脫程序；流速1 mL/min；檢測波長為254 nm。使用正離子電噴霧電離方式；色譜柱流出組分進(jìn)入質(zhì)譜儀的流速為10μL/min；毛細(xì)管電壓為3.88 kV，錐孔電壓為53 V；離子源溫度為120℃，霧化溫度為200℃；掃描范圍為100～1 500m/z［18］。

1.3.8 DNA損傷保護(hù)作用測定

PAT的DNA損傷保護(hù)活性測定是以pBR322質(zhì)粒DNA為研究對象，通過1%的瓊脂糖凝膠電泳來進(jìn)行［11－12］。雙氧水在紫外線的照射下產(chǎn)生羥自由基，使質(zhì)粒DNA被氧化。試驗在10μL的微型離心管中進(jìn)行，反應(yīng)混合物包括：3μL由5 mmol/L磷酸鹽緩沖液（pH 7.4）稀釋至172 ng/μL的pBR322質(zhì)粒DNA，1μL 30%的雙氧水，5μL不同濃度的PAT（0，5，10，15 mg/mL），反應(yīng)在 254 nm紫外照射下誘發(fā)，室溫下持續(xù)10 min。未進(jìn)行處理和只經(jīng)過雙氧水處理的pBR322質(zhì)粒DNA為空白對照。然后將反應(yīng)混合物加入凝膠上樣緩沖液（×6），上樣于1%的瓊脂糖凝膠進(jìn)行電泳，100 V下持續(xù)85 min。電泳結(jié)束后，將凝膠浸泡在EB染色液中30 min，在凝膠成像系統(tǒng)下觀察并拍照。

為了定量研究PAT對DNA損傷的保護(hù)作用，對PAT清除羥自由基和雙氧水活性進(jìn)行了測定。

將 1 mL 9 mmol/L的硫酸亞鐵，1 mL 9 mmol/L的水楊酸 －乙醇溶液，1 mL 8.8 mmol/L的 H2O2，和1 mL PAT混合，反應(yīng)在37℃下持續(xù) 30 min，在510 nm下測定其吸光度。在同樣條件下，不添加PAT作為空白對照組［7］。羥自由基清除活性公式：

式中：As為樣品組的吸光度值；Ab為本底組的吸光度值；Ac為空白組的吸光度值。

在清除雙氧水試驗中，將2.5 mL溶于0.2 M磷酸鹽緩沖液的 H2O2（10 mmol/L）與 2.5 mL PAT混合。反應(yīng)在37℃下持續(xù)10 min，在230 nm下測定其吸光度。同樣條件下，不添加 PAT作為空白對照［19］。雙氧水清除活性計算如上。

1.3.9 數(shù)據(jù)分析

所有數(shù)據(jù)以均值±標(biāo)注差表示，每次樣品的測定均重復(fù)3次。采用SPSS19.0進(jìn)行方差分析和最小顯著性差異分析（P＜0.05即為差異顯著）。

2 結(jié)果與分析

2.1 苦蕎殼抗氧化組分的提取

苦蕎殼中粗提物的提取率為6.08%（6.08 g粗提物/100 g苦蕎殼）。以蘆丁為標(biāo)準(zhǔn)品，所得到標(biāo)準(zhǔn)曲線的回歸方程為y＝12.091x－0.007 4，R2＝0.999 5，式中：y為吸光度；x為樣品濃度?？嗍w殼總黃酮含量為（1.48±0.01）g rutin eq./100 g DW。

2.2 抗氧化組分的分離和純化

粗提物浸膏混溶于純水中，通過極性萃取得到4個組分：石油醚組分（88.4 mg），乙酸乙酯組分（356.2 mg），正丁醇組分（961.3 mg）和水組分（212.1 mg）。各極性萃取組分DPPH自由基清除活性測定結(jié)果如圖1所示，乙酸乙酯組分DPPH自由基清除活性最強。當(dāng)質(zhì)量濃度為0～200μg/mL時，清除率變化范圍為0%～（88.85±0.20）%，IC50為（15.00±0.07）μg/mL。

圖1 4種極性萃取組分在不同濃度下的DPPH自由基清除活性

乙酸乙酯組分通過硅膠柱層析分離，得到9個組分：A1（22.0 mg），A2（14.0 mg），A3（43.9 mg），A4（93.4 mg），A5（84.4 mg），A6（59.4 mg），A7（12.5 mg），A8（8.5 mg），A9（7.3 mg）。圖 2為各組分DPPH自由基清除活性的測定結(jié)果，A4組分展現(xiàn)了最強的DPPH自由基清除活性。將組分A4上樣于Sephadex LH－20層析柱，用100%甲醇洗脫，得到2個組分：B1（28.0 mg），B2（60.7 mg）。洗脫曲線如圖3所示，圖3中有2個不同的峰，代表2個不同的組分。如圖4所示，B2組分的DPPH自由基清除活性比B1組分強。將B2組分通過MCICHP 20P層析柱洗脫分離，得到5個組分C1－C5，其中組分C4活性最強。

圖2 硅膠柱各洗脫組分DPPH自由基清除活性

圖3 Sephadex LH－20色譜柱洗脫曲線

圖4 Sephadex LH－20各洗脫組分DPPH自由基清除活性

圖5為經(jīng)過純化的苦蕎殼提取物在254 nm下的高效液相色譜圖。圖5中只出現(xiàn)了1個峰，表明得到的活性組分有較高的純度。

圖5 PAT在254nm下的高效液相色譜圖

2.3 紫外可見光譜分析

PAT紫外可見光譜中強吸收峰分別為211、255和372 nm，根據(jù)與槲皮素標(biāo)準(zhǔn)品的紫外可見光譜圖進(jìn)行比對，推測活性組分的主要化合物可能為槲皮素［20］。

2.4 HPLC－ESI/MS分析

根據(jù)HPLC分析，在254 nm下一種主要化合物被檢測出，其保留時間為35.43 min（圖6b）。圖6b中只有1個峰，表明PAT中只含有一種主要物質(zhì)。圖6a為正離子模式下的總離子流圖。如圖6所示，一些低濃度化合物在15.73，25.38～26.98，59.70 min分別被洗脫出來。

圖6 PAT的HPLC圖

圖7為PAT在正離子模式下的質(zhì)譜圖。圖7c中m/z303.02為基峰，在正離子模式下其分子質(zhì)量為302，根據(jù)對比文獻(xiàn)，此化合物為槲皮素［21］，m/z249.10是由槲皮素失去2個羰基碳環(huán)所形成的碎片離子峰。圖7a中m/z305.13為槲皮素的特征峰，而m/z448.95和m/z146處的2峰是失去糖基部分產(chǎn)生的碎片離子峰，由此推斷此化合物可能為槲皮素－3－鼠李糖苷［22－23］。圖 7d中m/z286.01為山奈酚的特征峰，m/z164.5和m/z222.99的碎片離子峰是由山奈酚分別失去羰基碳環(huán)和C4H4O4基團(tuán)所產(chǎn)生。因此，根據(jù)保留時間和質(zhì)譜圖推斷其為山奈酚［23］。其中，槲皮素－3－鼠李糖苷是第一次在苦蕎殼中被檢出。然而，還需要對苦蕎殼提取物進(jìn)一步分離純化才能確定槲皮素－3－鼠李糖苷和山奈酚的存在，以及鑒定出未知化合物（圖7b）。

圖7 正離子模式下PAT的質(zhì)譜圖

2.5 DNA損傷保護(hù)作用測定

圖8 PAT存在下紫外和雙氧水處理的pBR322質(zhì)粒DNA電泳圖

圖8為PAT存在的情況下，DNA經(jīng)過紫外照射和雙氧水處理后的電泳圖譜。pBR322質(zhì)粒DNA在瓊脂糖凝膠電泳中產(chǎn)生2條譜帶（lane 1），移動較快的譜帶代表超螺旋環(huán)狀DNA（scDNA），移動較慢的譜帶代表開環(huán) DNA（ocDNA）［24］。DNA經(jīng)過雙氧水處理后，ocDNA譜帶增寬，說明雙氧水能引起scDNA的開環(huán)。DNA經(jīng)過紫外照射和雙氧水處理后（lane 3），scDNA開環(huán)，并斷裂為線狀 DNA（linDNA），在瓊脂糖凝膠電泳圖譜中ocDNA譜帶明顯增寬，同時出現(xiàn)新的譜帶。這說明雙氧水在紫外照射條件下產(chǎn)生的羥自由基使DNA發(fā)生鏈的斷裂。Lane 4～Lane 6代表的是不同濃度的PAT對DNA氧化損傷的保護(hù)作用。與lane 3相比，在5.0 mg/mL PAT存在的條件下，linDNA譜帶已有了明顯的減弱，但仍然能在瓊脂糖凝膠電泳圖譜中觀察到，而lane 5、lane 6表明在 10、15 mg/mL PAT存在的條件下，scDNA和ocDNA被很好地保護(hù)起來，代表linDNA的譜帶隨著PAT濃度的增加逐漸消失。在測試濃度下，DNA保護(hù)作用表現(xiàn)出了明顯的濃度依賴性。

羥自由基和雙氧水清除活性測定結(jié)果如圖9所示。當(dāng)PAT濃度為5～15 mg/mL時，羥自由基清除活性從（68.46±0.52）%增至（90.32±0.37）%，而雙氧水清除活性從（72.19±0.42）%增至（96.82±0.34）%。

圖9 PAT對羥自由基和雙氧水的清除活性

結(jié)果表明苦蕎殼中的抗氧化組分具有明顯的DNA損傷保護(hù)作用，可以作為一種潛在的天然DNA保護(hù)劑應(yīng)用于食品、醫(yī)藥等領(lǐng)域。其作用機理是純化的活性組分與H2O2紫外處理后產(chǎn)生的羥自由基結(jié)合，產(chǎn)生了穩(wěn)定的物質(zhì)以終止了自由基的鏈?zhǔn)椒磻?yīng)［25］。

3 結(jié)論

本試驗對苦蕎殼中活性組分的分離純化、鑒定和DNA損傷保護(hù)作用進(jìn)行研究。結(jié)果表明，醇提法得到的粗提物的提取率為6.08%，總黃酮含量為（1.48±0.01）g rutin eq./100 g DW。以DPPH自由基清除活性為指標(biāo)，采用極性萃取和柱層析法得到純化的活性組分PAT。通過紫外、HPLC－ESI/MS鑒定，其主要化合物為槲皮素，還包括微量的槲皮素－3－鼠李糖苷和山奈酚。在DNA體外損傷保護(hù)試驗中，PAT具有顯著的DNA損傷保護(hù)作用，保護(hù)scDNA在雙氧水和紫外作用下不發(fā)生開環(huán)和斷裂，且在試驗濃度下顯示出了明顯的濃度依賴性。對其進(jìn)行定量分析，當(dāng)濃度為5～15mg/mL時，PAT對羥自由基和雙氧水的清除活性分別為（68.46±0.52）%～（90.32±0.37）%和（72.19±0.42）%～（96.82±0.34）%。本研究為PAT作為一種天然抗氧化劑和DNA損傷保護(hù)劑應(yīng)用于食品、醫(yī)藥等領(lǐng)域提供了理論依據(jù)。

［1］Guo Xudan，Wang Min，Gao Jinming，etal.Bioguided fraction of antioxidant activity of ethanol extract from tartary buckwheat bran［J］.Cereal Chemistry，2012，89（6）：311－315

［2］Lin Rufa，Zhou Yunning，Wang Rui，et al.A study on the extract of tartary buckwheat I.Toxicological safety of the extract of tartary buckwheat［J］.The Proceeding of the 8thISB，2001，8：602－607

［3］Kuwabara T，Han K，Hashimoto N，etal.Tartary buckwheat sprout powder lowers plasma cholesterol level in rats［J］.Journal of Nutritional Science and Vitaminology，2007，53（6）：501－507

［4］Wang Min，Liu Jiaren，Gao Jinming，et al.Antioxidant activity of tartary buckwheat bran extract and its effect on the lipid profile of hyperlipidemic rats［J］.Journal of Agricultural and Food Chemistry，2009，57（11）：5106－5112

［5］Kawa JM，Taylor CG，PrzybylskiR.Buckwheat concentrate reduces serum glucose in streptozotocin－diabetic rats［J］.Journal of Agricultural and Food Chemistry，2003，51（25）：7287－7291

［6］Fabjan N，Rode J，Ko?ir I J，et al.Tartary Buckwheat（Fagopyrum tataricum Gaertn.）as a source of dietary rutin and quercetin［J］.Journal of Agricultural and Food Chemistry，2003，51（22）：6452－6455

［7］Zhang Min，Chen Haixia，Li Jinlei，et al.Antioxidant properties of tartary buckwheat wheat extracts as affected by different thermal processing methods［J］.Food Science and Technology，2010，43（1）：181－185

［8］Li Dan，Li Xiaolei，Ding Xiaolin.Composition and antioxidative Properties of the flavonoid rich fractions from tartary buckwheat grains［J］.Food Science and Biotechnology，2010，19（3）：711－716

［9］Robak J，Gryglewski R J.Bioactivity of flavonoids［J］.Polish Journal of Pharmacology，1996，48（6）：555－564

［10］Tepe B，Degerli S，Arslan S，etal.Determination of chemical profile，antioxidant，DNA damage protection and anti-amoebic activities ofTeucrium polium and Stachys iberica［J］.Fitoterapia，2011，82（2）：237－246

［11］Zhao Chenyang，Dodin G，Yuan Chenshan，et al.“In vitro”protection of DNA from Fenton reaction by plant polyphenol verbascoside［J］.Biochimica et Biophysica Acta，2005，1723：114－123

［12］Russo A，Acquaviva R，Campisi A，et al.Bioflavonoids as antiradicals，antioxidants and DNA cleavage protectors［J］.Cell Biology and Toxicology，2000，16（2）：91－98

［13］Rice－Evans C A，Miller N J.Antioxidant activities of flavonoids as bioactive components of food［J］.Biochemical Society Transactions，1996，24（3）：790－795

［14］Liu Benguo，Zhu Yongyi.Extraction of flavonoids from flavonoid－rich parts in tartary buckwheat and identification of the main flavonoids［J］.Journal of Food Engineering，2007，78（2）：584－587

［15］Liu Rongrong，Xu Shaohua，Li Jialin，et al.Expression profile of a PAL gene from Astragalus membranaceus var.mongholicus and its crucial role in flux into flavonoid biosynthesis［J］.Plant Cell Reports，2006，25（7）：705－710

［16］Mensor L L，Menezes F S，Leit?o G G，et al.Screening of brazilian plant extracts for antioxidant activity by the use of DPPH free radical method［J］.Phytotherapy Research，2001，15（2）：127－130

［17］Xi Zhongxin，Chen Wansheng，Wu Zhijun，et al.Anticomplementary activity of flavonoids from Gnaphalium affine D.Don［J］.Food Chemistry，2012，130（1）：165－170

［18］徐寶才，肖剛，丁宵霖，等.液質(zhì)聯(lián)用分析測定苦蕎黃酮［J］.食品科學(xué)，2003，24（6）：113－117

［19］楊宏志，李靜.亞麻木酚素的抗氧化性能［J］.食品科學(xué)，2011，32（3）：27－29

［20］Ducrey B，Wolfender J L，Marston A，et al.Analysis of flavonol glycosides of thirteen Epilobium species（onagraceae）by LC－UV and thermospray LC－MS［J］.Phytochemistry，1995，38（1）：129－137

［21］MullenW，Yokota T，Lean M E J，etal.Analysis ofellagitannins and conjugates of ellagic acid and quercetin in raspberry fruits by LC－MS［J］.Phytochemistry，2003，64（2）：617－624

［22］Ryan D，Robards K，Lavee S.Determination of phenolic compounds in olives by reversed－phase chromatography and mass spectrometry［J］.Journal of Chromatography A，1999，832：87－96

［23］Papp I，Apati P，Andrasek V，et al.LC－MS analysis of antioxidant plant phenoloids［J］.Chromatographia，2004，60：93－100

［24］柳艷，李磊，劉王瑩，等.丹酚酸抗氧化活性及其對DNA損傷保護(hù)作用［J］.中國公共衛(wèi)生，2007，23（4）：448－449

［25］張艷淑，閻立成，姚林.茶多酚對DNA損傷保護(hù)作用的機制［J］.華北煤炭醫(yī)學(xué)院學(xué)報，2005，7（3）：320－321.

Research on DNA Damage Protection and Identification of Active Components from Tartary Buckwheat Hulls

Yang Xu LüYuanping
（Department of Food Engineering，Sichuan University，Chengdu 610065）

Tartary buckwheat is an important food source.In order to utilize tartary buckwheat effectively，we used amethod for isolating and purifying antioxidantswith strongestactivity by a guided strategy with DPPH free radical.The purified active component of Tartary buckwheat hullswas obtained by polar－solvent extraction and column chromatography and was identified by ultraviolet－visible spectrometry（UV）and high－performance liquid chromatography with electrospray ionisationmass spectrometry（HPLC－ESI/MS）.The results indicated that themain componentwas quercetin，includingmicro quercetin－3－rhamnoside and kaempferol.Agarose gel electrophoresis revealed the potential of the purified active component of Tartary buckwheat hulls as an in vitro protectant against DNA damage，and its does－dependent damage protection was observed at all tested concentrations.At5～15mg/mL，hydroxyl radical inhibition was（68.46±0.52）%to（90.32±0.37）%and the H2O2scavenging activity was（72.19±0.42）%to（96.82±0.34）%in quantitative research.Therefore，ourwork aboutantioxidantand DNA damage protection of Tartary buckwheat hulls provides a theoretical basis for application of tartary buckwheat hulls in food and medicine field.

tartary buckwheat，DPPH radical，HPLC－ESI/MS，antioxidant，DNA damage

TS201.2

A

1003－0174（2015）08－0042－06

2014－03－12

楊旭，女，1989年出生，碩士，食品科學(xué)與工程

呂遠(yuǎn)平，女，1971年出生，副教授，博士，食品科學(xué)與工程