王立敏，馬文君，孫紅波，尋崇榮，張 麗，江連洲，隋曉楠，李 楊*

（東北農(nóng)業(yè)大學(xué)食品學(xué)院，黑龍江 哈爾濱 150030）

生物解離（又稱為水酶法）是近幾年來新興的一種經(jīng)濟、安全、綠色環(huán)保的提油方法，但是生物解離提油過程中大部分油脂被包裹在乳狀液中，限制了油脂提取率[1]。生物解離乳狀液是生物解離提油過程中由于雙親性的大豆蛋白和磷脂吸附在乳狀液油水界面而形成的一種穩(wěn)定、復(fù)雜水包油（O/W）非均相體系[2]。乳狀液的破除是大豆生物解離技術(shù)目前最大的瓶頸之一[3]，因此，探究乳狀液的穩(wěn)定特性從而選擇合適的破除技術(shù)提高油脂提取率是普及該技術(shù)的重要途徑之一。

影響生物解離乳狀液穩(wěn)定性的因素有多種，乳狀液的穩(wěn)定性與乳狀液組成、界面性質(zhì)（表面張力和表面疏水性）、界面蛋白組成、結(jié)構(gòu)特征及組分間的分子相互作用等緊密相關(guān)[4]。而現(xiàn)今文獻對生物解離乳狀液大多數(shù)集中在對乳狀液的組分分析及界面性質(zhì)研究，De Moura Bell等[5]發(fā)現(xiàn)乳狀液中磷脂主要是磷脂酸且具有較好的乳化性質(zhì)，水蘇糖和蔗糖是乳狀液中主要的碳水化合物，約占總碳水化合物的55%，另外乳狀液中71%的多肽分子質(zhì)量小于20 kDa；Li Pengfei等[6]發(fā)現(xiàn)用兩種酶（Protex 50FP、木瓜蛋白酶）處理乳狀液時，乳狀液的界面張力和表面疏水性都降低乳狀液越發(fā)不穩(wěn)定，分析酶解過程產(chǎn)生中的小分子肽競爭吸附在油水界面，界面蛋白被小分子肽替代，削弱了蛋白質(zhì)的相互作用界面張力減弱，同時酶解成的分子肽親水性較好，導(dǎo)致表面疏水性降低；也有學(xué)者對乳狀液中分子間相互作用進行了一定的研究。鄭力軍等[7]研究了原油乳狀液中表面活性劑與小分子等的相互作用，發(fā)現(xiàn)一些小分子可以與表活劑產(chǎn)生協(xié)同作用，進而高效地富集表面活性劑于油水界面，降低界面張力。Li Jinjiang等[8]研究發(fā)現(xiàn)乳狀液中油脂與蛋白的親和力取決于油脂與蛋白之間的相互作用及吸附蛋白分子的活性，吸附蛋白的電荷靜電斥力也會阻止油滴表面分子間的相互作用。然而，鮮有關(guān)于對生物解離乳狀液的結(jié)構(gòu)特征及分子間相互作用研究，但透徹解析乳狀液結(jié)構(gòu)特征及分子間相互作用是揭示乳狀液穩(wěn)定機制的重要途徑。

Li Yang等[9]研究指出生物解離提油工藝中酶解3 h，酶添加量2%時酶解程度已達到最大、提油率最高，因此本實驗以不同酶解時間（1、2、3 h）、酶添加量（1%、2%）生物解離大豆乳狀液為研究對象。從乳狀液中蛋白水解度、顯微觀察、Zeta電位、十二烷基硫酸鈉-聚丙烯酰胺凝膠電泳（sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis，SDS-PAGE）及乳狀液與對應(yīng)酶解條件下大豆分離蛋白（soy protein isolate，SPI）之間內(nèi)源性熒光變化對乳狀液結(jié)構(gòu)及分子間相互作用進行探究，明確生物解離大豆乳狀液結(jié)構(gòu)與穩(wěn)定性之間的構(gòu)效關(guān)系，以期開發(fā)新型高效破乳技術(shù)，創(chuàng)新升級大豆生物解離技術(shù)提供理論依據(jù)及應(yīng)用指導(dǎo)。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

大豆由東北農(nóng)業(yè)大學(xué)大豆研究所提供；擠壓膨化大豆粉（擠壓膨化的大豆粕經(jīng)研磨、過60 目篩；成分（質(zhì)量分數(shù)）：蛋白40%、脂肪17%、纖維7%） 山東高唐藍山股份有限公司；堿性蛋白酶Protex 6L（8 900 U/mL）諾維信生物技術(shù)有限公司；氫氧化鈉、正己烷、鹽酸均為國產(chǎn)分析純。

1.2 儀器與設(shè)備

UIS2奧林巴斯顯微鏡 上海維翰光電科技有限公司；Zetasizer Nanozs 90電位儀 英國馬爾文公司；F-4500熒光分光光度計 日本Hitachi公司；Allegra64R臺式高速冷凍離心機 美國貝克曼公司；磁力攪拌器 廣州儀科實驗儀器有限公司；HH-4電熱恒溫水浴鍋 余姚市東方電工儀器廠。

1.3 方法

1.3.1 生物解離大豆乳狀液制備

參考Li Yang等[9]的方法，并適當(dāng)?shù)男薷?。稱取一定量的擠壓膨化大豆粉，加入質(zhì)量百分數(shù)1%、2% Protex6L酶制劑，按照料液比1∶6（g/mL）加入水，玻璃棒攪拌均勻后放于55 ℃水浴鍋中，用1 mol/L NaOH溶液調(diào)節(jié)pH值保持在9.0，邊攪拌邊酶解，酶解1、2、3 h后，取出并用2 mol/L HCl溶液調(diào)節(jié)水溶液pH值至7，之后在100 ℃沸水中滅酶5 min。將酶解完后的溶液在6 000 r/min、15 min條件下離心操作，離心完后收集乳狀液。

1.3.2 SPI及其酶解物的制備

參考Petruccelli等[10]的方法。大豆經(jīng)去皮、粉碎過60 目篩，然后用正己烷以1∶6的比例混合脫脂3 次得到脫脂豆粕，將脫脂豆粕按1∶10的質(zhì)量比與水混合，用2 mol/L NaOH溶液調(diào)節(jié)pH值至8.5，45 ℃攪拌2 h后，將其懸浮液在4 ℃條件下10 000×g離心20 min，取上清液再用2 mol/L HCl溶液調(diào)節(jié)pH值至4.5。靜置后在4 ℃條件下6 000×g離心20 min，得蛋白沉淀水洗2 次，最后取沉淀分散于水中并用2 mol/L NaOH溶液調(diào)節(jié)pH值至7.0。再在4 ℃條件下10 000×g離心30 min，除去少量的不溶物，將此蛋白溶液冷凍干燥后研磨即得粉末狀SPI。將得到的SPI在與制備乳狀液相同的條件下加入1%、2%的酶制劑酶解1、2、3 h得到酶解物。

1.3.3 乳狀液中蛋白水解度的測定

參考Nielsen等[11]的方法略作修改，采用0.05 mol/L pH 7.0的磷酸鹽緩沖稀釋乳狀液蛋白質(zhì)質(zhì)量濃度為15 mg/mL，取10 μL稀釋后的乳狀液，加入含有1.5 mL鄰苯二甲醛試劑的石英管中，混合3 s，避光反應(yīng)2 min，340 nm波長處測定吸光度。實驗重復(fù)3 次取平均值，水解度計算公式如下：

式中：DH為水解度/%；h為水解的肽鍵數(shù)；htot為總肽鍵數(shù)。

1.3.4 乳狀液Zeta電位的測定

采用Zetasizer Nanozs 90電位儀測定樣品的Zeta電位，采用0.05 mol/L pH 7.0的磷酸鹽緩沖稀釋樣品中蛋白質(zhì)質(zhì)量濃度為2 mg/mL，上樣體積為1 mL，測定溫度為25 ℃，溫度平衡時間為2 min[12]。計算3 次重復(fù)得到的平均值為測定值。

1.3.5 乳狀液光學(xué)顯微鏡觀察

取1 滴新鮮乳狀液樣品置于顯微鏡載物臺上，用載玻片固定，100 倍光學(xué)顯微鏡觀察。用CCD照相機獲取照片，照片從連接到電腦的數(shù)字圖像處理軟件獲得。

1.3.6 熒光光譜分析

采用F-4500熒光分光光度計測定乳狀液及對應(yīng)SPI酶解物的內(nèi)源性熒光光譜（色氨酸熒光光譜）。將待測樣品用0.01 mol/L磷酸緩沖液（pH 7.0）配制成質(zhì)量濃度為0.15 mg/mL的溶液。熒光發(fā)散光譜分析：以蛋白質(zhì)分子內(nèi)部的色氨酸熒光基團為探針，熒光光譜激發(fā)波長為290 nm，發(fā)散光譜掃描范圍為300～500 nm，激發(fā)狹縫和發(fā)射狹縫寬均為5 nm，重復(fù)掃描3 次。

1.3.7 SDS-PAGE測定

乳狀液的處理方法參照Chabrand等[13]方法，向乳狀液中按照1∶6體積比加入正己烷，混合后在-20 ℃靜止2 h，靜止后4 ℃、12 000×g離心15 min，洗脫后的乳狀液放在空氣中待正己烷蒸發(fā)。該過程重復(fù)3 次。將處理后的乳狀液稀釋8 倍，參考Campbell等[14]PAGE的測定方法，分離膠質(zhì)量濃度12 g/100 mL，濃縮膠質(zhì)量濃度5 g/100 mL，上樣質(zhì)量濃度1 mg/mL，與上樣緩沖液在95 ℃加熱5 min后上樣量為10 μL。電泳過程恒壓先設(shè)定為80 V，跑至分離膠時為120 V，結(jié)束后先染色再脫色。

1.4 數(shù)據(jù)統(tǒng)計

每個實驗均重復(fù)3 次，采用ANOVA進行誤差分析，并用Origin 7.5和Excel統(tǒng)計分析數(shù)據(jù)并作圖，P小于0.05為顯著性差異。

2 結(jié)果與分析

2.1 乳狀液中蛋白質(zhì)水解度分析

表1 不同酶解條件下乳狀液水解度Table1 Effect of enzyme concentration on degree of hydrolysis of proteins in emulsion

水解度是衡量蛋白質(zhì)水解程度的指標，指蛋白質(zhì)分子中由于水解而斷裂的肽鍵占蛋白質(zhì)分子中總肽鍵的比例[15]。水解可以改變蛋白質(zhì)的一些功能性質(zhì)從而影響乳狀液的穩(wěn)定性。由表1可知，乳狀液中蛋白水解度在7%左右，這與豆康寧等[16]測得的大豆蛋白水解度結(jié)果差別較大，原因可能是乳狀液混合體系黏度較大，降低了底物與酶結(jié)合的機率，同時乳狀液非蛋白成分含量較高，阻止了蛋白與酶的結(jié)合效率[17]。由表1可以發(fā)現(xiàn)，兩個酶添加量條件下前30 min蛋白質(zhì)水解度顯著升高，這時經(jīng)酶處理降解后的短肽由于肽鍵的暴露更易為酶作用，反應(yīng)體系中含有較少的短肽和較多大分子蛋白質(zhì)，而這部分蛋白質(zhì)依然有一定的乳化能力，因此如圖1a、b所示的乳狀液表現(xiàn)較為穩(wěn)定。水解度在60 min以后增加趨緩，這種現(xiàn)象符合酶解過程的一般規(guī)律，隨著時間延長，酶解反應(yīng)速率逐漸變小，這時乳狀液中蛋白質(zhì)經(jīng)水解后分子質(zhì)量顯著變小，某些極小的多肽分子不足以提供雙親集團，降低了界面吸附蛋白的活性導(dǎo)致油脂與蛋白之間的親和力降低，被蛋白包裹的乳滴出現(xiàn)聚集[8]如圖1e、f所示。

圖1 不同酶解條件得到乳狀液顯微結(jié)構(gòu)圖片F(xiàn)ig.1 Microscopic picture of emulsions under different hydrolysis conditions

2.2 乳狀液顯微結(jié)構(gòu)觀察結(jié)果

乳狀液微觀結(jié)構(gòu)的觀察是最為直觀表征乳狀液穩(wěn)定性的方法。由圖1可知，圖1a、b乳滴數(shù)量多而小分布密集，乳狀液的穩(wěn)定性較好，圖1e、f乳滴粒徑較大且分布不均勻，出現(xiàn)了不規(guī)則乳滴聚集。這是由于乳狀液是一個動態(tài)體系，在生物解離過程中乳狀液中的乳滴在頻繁地相互碰撞，解離時間越長，界面膜更易破裂造成液滴聚并；另外，在一定范圍內(nèi)隨著酶解時間的延長和酶添加量的增加，乳狀液中水解度逐漸增加，使暴露的疏水基團重新通過疏水相互作用在蛋白結(jié)構(gòu)內(nèi)部形成更大的聚集體導(dǎo)致乳狀液中蛋白質(zhì)殘基上疏水位點較少[18]?？盗幍萚19]研究指出脂質(zhì)與蛋白結(jié)合的多少，取決于蛋白質(zhì)殘基上疏水位點的多少，因此推測隨著酶解的進行，吸附在乳狀液界面上的蛋白質(zhì)酶解為分子質(zhì)量較小的肽段，其不足以提供雙親基團[20]，減弱了這時界面與油脂的親和力，導(dǎo)致出現(xiàn)乳滴聚集現(xiàn)象。

2.3 Zeta電位分析

圖2 酶解條件對乳狀液體系Zeta電位的影響Fig.2 Effect of different hydrolysis conditions on zeta potential of emulsion system

界面電勢（Zeta電位）可以對乳滴聚結(jié)造成動力學(xué)障礙，使乳狀液具有較好的穩(wěn)定性[21]。Sorensend等[22]發(fā)現(xiàn)“水包油”（O/W）類型乳狀液表面帶有負電荷，且Zeta電位的絕對值較高，乳狀液液滴表面的同種電荷含量較高，彼此間的靜電斥力保證乳狀液在貯存期間發(fā)生液滴擾動，由此穩(wěn)定性較強；侯俊杰等[23]同樣發(fā)現(xiàn)Zeta電位較高的體系，油滴間相互排斥力較大，不易發(fā)生聚沉，處于相對穩(wěn)定狀態(tài)而電位較低的體系，油滴間相互排斥力較小，容易發(fā)生聚沉。圖2為pH值為7條件下，不同酶解處理得到乳狀液的Zeta電位值，由圖2可知，本實驗生物解離得到的O/W型乳狀液樣品Zeta電位均表現(xiàn)為負值，與Sorensend等[22]研究相符。酶添加量一定的條件下，酶解時間越長Zeta電位絕對值越小，這主要由于隨著酶解時間延長，包裹在油滴表面的蛋白膜被酶解成低分子質(zhì)量肽段從油滴表面脫落，減少乳狀液界面膜的電荷密度，降低了乳滴之間排斥力，導(dǎo)致乳滴的聚集。同時，陳林等[24]研究界面吸附蛋白電荷的靜電斥力會影響油滴表面分子間的相互作用，而乳狀液的穩(wěn)定性與界面吸附蛋白有密切關(guān)系，因此推測乳狀液的穩(wěn)定性有可能與表面分子間的相互作用有關(guān)。

2.4 SDS-PAGE測定結(jié)果

圖3 不同酶解條件下乳狀液的SDS-PAGE譜圖Fig.3 SDS-PAGE prof i les of emulsions under different hydrolysis conditions

SDS-PAGE圖顯示出乳狀液中大豆蛋白各亞基的條帶。由圖3可知，隨著酶解時間延長，乳狀液中蛋白亞基的條帶越來越淺，說明蛋白被酶解成分子質(zhì)量較小的肽段，尤其酶解2、3 h時乳狀液中肽段的分子質(zhì)量小于20 kDa，這些結(jié)果與De Moura Bell等[5]研究結(jié)果一致。由于分子質(zhì)量較小的肽段缺乏大豆蛋白完整的二級、三級結(jié)構(gòu)，不足以提供空間阻礙和穩(wěn)定界面膜的作用，導(dǎo)致乳狀液的聚結(jié)，這與顯微觀察的結(jié)果一致。此外，從圖3觀察到各條帶上方出現(xiàn)了大分子質(zhì)量的蛋白，推測這些蛋白聚集體可能是由二硫鍵引起的。參與蛋白聚集的小分子質(zhì)量肽段多埋藏于蛋白內(nèi)部的疏水區(qū)域，他們通過二硫鍵的疏水相互作用引起蛋白交聯(lián)聚集[6]，這與上述顯微觀察解釋結(jié)果一致，乳狀液中蛋白聚集體的形成使乳狀液中蛋白質(zhì)殘基上疏水位點較少，導(dǎo)致脂質(zhì)與蛋白結(jié)合的程度降低，乳滴出現(xiàn)聚集[19]。

2.5 熒光光譜分析

圖4 酶添加量1%（A）和2%（B）條件下獲得的乳狀液及對應(yīng)酶解時間下SPI的熒光光譜分析Fig.4 Fluorescence spectral analysis of emulsions obtained at 1% (A)and 2% (B) enzyme dosages and SPI at corresponding hydrolysis times

熒光光譜是通過檢測蛋白質(zhì)的內(nèi)源性熒光，可有效測試蛋白質(zhì)微環(huán)境體系的變化，在大豆蛋白中，兩種芳香族氨基酸（酪氨酸和色氨酸）會表現(xiàn)出熒光性，尤其色氨酸對微觀環(huán)境的變化很敏感，因此可利用內(nèi)源熒光來測定蛋白質(zhì)中色氨酸周圍環(huán)境的極性狀況[25]。因此本實驗中乳狀液及對應(yīng)的SPI的熒光為色氨酸殘基的熒光峰。如圖4所示，分別為使用內(nèi)源熒光掃描測定酶添加量1%、2%得到的乳狀液及對應(yīng)酶解時間下SPI的熒光光譜及最大吸收波長圖譜?？梢钥闯霾煌柑砑恿肯律彼釟埢臒晒鈴姸燃白畲笪詹ㄩL沒有太明顯的變化。從圖4A可知，SPI隨著酶解時間延長，λmax發(fā)生紅移，熒光強度逐漸增強，這是酶解處理使蛋白球形結(jié)構(gòu)變得松散伸展，深埋在球狀結(jié)構(gòu)內(nèi)部的色氨酸殘基暴露導(dǎo)致[26]。另外發(fā)現(xiàn)，相對于對應(yīng)酶解時間下SPI，乳狀液中蛋白色氨酸殘基熒光強度明顯減弱，在乳液中色氨酸殘基可能與疏水性油相接觸，導(dǎo)致色氨酸殘基的微環(huán)境發(fā)生變化，也暗示著乳狀液中蛋白質(zhì)分子構(gòu)象發(fā)生改變[27]。有學(xué)者研究磷脂對大豆蛋白具有熒光猝滅作用[28]；同時，Rampon等[29]研究表明乳液中蛋白-油脂之間相互作用及蛋白聚集體可減少熒光強度，蛋白與油脂相互作用通過屏蔽分子內(nèi)部的疏水性基團，掩蓋發(fā)色團導(dǎo)致蛋白熒光減弱。因此推測本實驗中乳狀液熒光減弱現(xiàn)象是由于磷脂的存在、蛋白質(zhì)-油脂之間的相互作用及蛋白聚集體導(dǎo)致。另外，相對于SPI，乳狀液中蛋白λmax發(fā)生了輕微的紅移現(xiàn)象，這很有可能是親水性較強的磷脂存在使乳狀液中蛋白所處的微環(huán)境發(fā)生變化導(dǎo)致[30]。

3 結(jié) 論

本實驗在前人對生物解離提油工藝參數(shù)研究基礎(chǔ)上，選用不同酶解時間（1、2、3 h）、酶添加量（1%、2%）條件下得到的生物解離大豆乳狀液體系，從宏觀到微觀逐步探究了乳狀液的結(jié)構(gòu)特征及分子間相互作用，得到主要結(jié)論如下：1）本實驗得出生物解離乳狀液中蛋白水解度在7%左右；隨著酶解的進行，吸附在乳狀液界面上的蛋白質(zhì)被酶解為分子質(zhì)量較小的肽段，降低了界面吸附蛋白的活性導(dǎo)致油脂與蛋白之間的親和力降低，被蛋白包裹的油脂滴出現(xiàn)絮凝；另外隨著乳狀液中水解度逐漸增加，暴露的疏水基團通過疏水相互作用重新形成更大的聚集體導(dǎo)致乳液中蛋白質(zhì)殘基上疏水位點較少，影響了乳液中油脂與蛋白結(jié)合，也促使乳滴出現(xiàn)聚集；同時由于分子質(zhì)量較小的肽從油滴表面脫落，導(dǎo)致界面膜的電荷密度減少，Zeta電位絕對值減小。2）SDS-PAGE觀察到條帶上方出現(xiàn)了大分子質(zhì)量的蛋白，這些蛋白聚集體可能是由二硫鍵引起的，二硫鍵引起的蛋白聚集體驗證了熒光分析中乳狀液中色氨酸的熒光強度減弱現(xiàn)象。同時乳液中蛋白聚集體的形成使乳液中蛋白質(zhì)殘基上疏水位點較少，導(dǎo)致脂質(zhì)與蛋白結(jié)合的程度降低，乳滴出現(xiàn)聚集這也與上述顯微觀察解釋結(jié)果一致。3）熒光光譜結(jié)果發(fā)現(xiàn)：SPI隨著酶解時間延長，λmax發(fā)生紅移，熒光強度逐漸增強；相對于對應(yīng)酶解時間下SPI，乳狀液中蛋白色氨酸殘基熒光強度明顯減弱，推測出現(xiàn)此現(xiàn)象是磷脂的存在、蛋白-油脂之間的相互作用及蛋白質(zhì)聚集體導(dǎo)致。

本實驗從分子間相互作用方面探討了生物解離大豆乳狀液結(jié)構(gòu)特征，尤其是油脂與蛋白親和力、蛋白與蛋白之間形成的聚集體等分子間相互作用對乳狀液結(jié)構(gòu)及穩(wěn)定性的影響。乳狀液中磷脂、多糖等小分子間相互作用對乳狀液穩(wěn)定性影響機制尚未清楚。由于乳狀液中這些小分子含量較少直接分析較為困難，因此從合成乳狀液方面探討乳狀液中磷脂、多糖等小分子間相互作用對乳狀液穩(wěn)定性影響機制有待下一步研究。

[1] YUSOFF M M, GORDON M H, NIRANJAN K. Aqueous enzyme assisted oil extraction from oilseeds andemulsion de-emulsifying methods: a review[J]. Trends in Food Science & Technology, 2015,41(1): 60-82. DOI:10.1016/j.tifs.2014.09.003.

[2] JMLN D M, CAMPBELL K, DE ALMEIDA N M, et al. Protein extraction and membrane recovery in enzyme-assisted aqueous extraction processing of soybeans[J]. Journal of the American Oil Chemists’ Society,2011, 88(6): 877-889. DOI:10.1007/s11746-010-1737-0.

[3] 江連洲. 大豆生物解離制取油脂技術(shù)研究進展[J]. 食品科學(xué)技術(shù)學(xué)報, 2016, 34(3): 1-7. DOI:10.3969/j.issn.2095-6002.2016.03.001.

[4] YI J P. Optimization of ultrasonic-assisted extraction of oil from Paeonia suffruticosa Andr. seeds and its GC-MS analysis[J]. Science and Technology of Food Industry, 2009, 30(8): 198-201.

[5] DE MOURA BELL J M L N, MAURER D, YAO L, et al.Characteristics of oil and skim in enzyme-assisted aqueous extraction of soybeans[J]. Journal of the American Oil Chemists’ Society, 2013,90(7): 1079-1088. DOI:10.1007/s11746-013-2248-6.

[6] LI P F, GASMALLA M A A, LIU J J, et al. Characterization and demusification of cream emulsion from aqueous extraction of peanut[J]. Journal of Food Engineering, 2016, 185: 62-71.DOI:10.1016/j.jfoodeng.2016.04.003.

[7] 鄭力軍, 楊海恩, 黎曉茸. 雙子表面活性劑與原油組分相互作用研究[J]. 科學(xué)技術(shù)與工程, 2013, 13(26): 7812-7815.

[8] LI J J, PINNAMANENI S, QUAN Y, et al. Mechanistic understanding of protein-silicone oil interactions[J]. Pharmaceutical Research, 2012,29(6): 1689-1697. DOI:10.1007/s11095-012-0696-6.

[9] LI Y, SUI X N, QI B K, et al. Optimization of ethanol-ultrasoundassisted destabilization of a cream recovered from enzymatic extraction of soybean oil[J]. Journal of the American Oil Chemists’Society, 2014, 91(1): 159-168. DOI:10.1007/s11746-013-2352-7.

[10] PETRUCCELLI S, ANON M C. Relationship between the method of obtention and the structural and functional properties of soyproteins isolates. 1. Structural and hydration properties[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 1994, 42(10): 2161-2169.

[11] ADLER-NISSEN J. Enzymic hydrolysis of food proteins[M]. London and New York: Elsevier Applied Science Publishers, 1986: 427.

[12] 袁德保. 大豆蛋白熱聚集行為及其機理研究[D]. 廣州: 華南理工大學(xué), 2010: 25-26.

[13] CHABRAND R M, GLATZ C E. Destabilization of the emulsion formed during the enzyme-assisted aqueous extraction of oil from soybean fl our[J]. Enzyme & Microbial Technology, 2009, 45(1): 28-35. DOI:10.1016/j.enzmictec.2009.03.008.

[14] CAMPBELL K A, GLATZ C E. Mechanisms of aqueous extraction of soybean oil[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2009,57(22): 10904-10912. DOI:10.1021/jf902298a.

[15] CALDERóN DE LA BARCA A M, RUIZ-SALAZAR R A, JARAMARINI M E. Enzymatic hydrolysis and synthesis of soy protein to improve its amino acid composition and functional properties[J].Journal of Food Science, 2010, 65(2): 246-253. DOI:10.1111/j.1365-2621.2000.tb15988.x.

[16] 豆康寧, 石曉, 王飛. 大豆蛋白水解度與大豆肽抗氧化力關(guān)系研究[J].中國油脂, 2013, 38(10): 20-22.

[17] DE MOURA BELL J M L N, CAMPBELL K, MAHFUZ A, et al.Enzyme-assisted aqueous extraction of oil and protein from soybeans and cream de-emulsif i cation[J]. Journal of the American Oil Chemists’Society, 2008, 85(10): 985-995. DOI:10.1007/s11746-008-1282-2.

[18] DAY L, ZHAI J L, XU M, et al. Conformational changes of globular protein adsorbed at oil-in-water emulsion interfaces examined by synchrotron radiation circular dichroism[J]. Food Hydrocollodis, 2014,34(1): 78-87. DOI:10.1016/j.foodhyd.2012.12.015.

[19] 康立寧, 劉香英, 田志剛, 等. 大豆蛋白擠壓組織化過程中生物大分子之間的相互作用[J]. 大豆科技, 2009(5): 54-57.

[20] MCCLEMENTS D J. Critical review of techniques and methodologies for characterization of emulsion stability[J]. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2007, 47(7): 611-649.DOI:10.1080/10408390701289292.

[21] 方洪波. 聚合物驅(qū)采出液破乳機理研究[D]. 東營: 東營勝利油田博士后科研工作站, 2004.

[22] SORENSEN A M, BARON C P, LET M B, et al. Homogenization conditions affect the oxidative stability of fish oil enriched milk emulsions: oxidation linked to changes inprotein composition at the oil-water interface[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry,2007, 55(5): 1781-1789. DOI:10.1021/jf0623900.

[23] 侯俊杰, 嚴江殷, 楊曉泉. 谷氨酰胺內(nèi)肽酶限制性水解對大豆伴球蛋白乳化性的影響[J]. 現(xiàn)代食品科技, 2015(4): 51-57.DOI:10.13982/j.mfst.1673-9078.2015.4.009.

[24] 陳林, 吳克剛, 柴向華, 等. 微射流均質(zhì)預(yù)處理提高大豆分離蛋白酶解效率及酶解產(chǎn)物乳化性能[J]. 農(nóng)業(yè)工程學(xué)報, 2015, 31(5): 331-338.

[25] 王瑞, 李楊, 王中江, 等. 體外模擬消化過程中大豆蛋白的熒光光譜分析及熱處理的影響[J]. 食品工業(yè)科技, 2016, 37(6): 128-132.

[26] PALLARèS I, VENDRELL J, AVILéS F X, et al. Amyloid fibril formation by a partially structured intermediate state of α-chymotrypsin[J]. Journal of Molecular Biology, 2004, 342(1): 321-331.DOI:10.1016/j.jmb.2004.06.089.

[27] RAMPON V, GENOT C, RIAUBLANC A, et al. Front-face fluorescence spectroscopy study of globular proteins in emulsions:displacement of BSA by a nonionic surfactant[J]. Journal of Agricultural & Food Chemistry, 2003, 51(9): 2482-2489.DOI:10.1021/jf026168g.

[28] ZHANG H X, HUANG X, MEI P, et al. Studies ori the interaction of tricyclazole with β-cycloclextrin and human serum albumin by spectroscopy[J]. Journal of Fluorescence, 2006, 16(3): 287-294.

[29] RAMPON V, LETHUAUT L, MOUHOUS-RIOU N, et al. Interface characterization and aging of bovine serum albumin stabilized oilin-water emulsions as revealed by front-surface fluorescence[J].Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2001, 49(8): 4046-4051.DOI:10.1021/jf001170y.

[30] 李秋慧, 隋曉楠, 王中江, 等. 酰基轉(zhuǎn)移現(xiàn)象對大豆蛋白-磷脂酶解物相互作用及乳化特性的影響[J]. 食品科學(xué), 2017, 38(1): 1-6.DOI:10.7506/spkx1002-6630-201701001.