劉曉飛，馬京求，侯 艷，張 宇，林樅雨，張 娜*，盧淑雯

（1 哈爾濱商業(yè)大學食品工程學院 哈爾濱 150076 2 哈爾濱工業(yè)大學生命科學與技術學院 哈爾濱 150080 3 黑龍江省農(nóng)業(yè)科學院博士后科研工作站 哈爾濱 150086）

發(fā)芽糙米 （Germinated brown rice，GBR）是由稻谷脫殼后不加工或較少加工的全谷粒米在適宜的水分、溫度等外界條件下發(fā)芽所得，發(fā)芽后的糙米細胞組織容易軟化，便于煮熟[1]。在加工過程中GBR 中原有的蛋白質(zhì)和淀粉等物質(zhì)易被降解，這使其口感和風味都得到提高，而且GBR 中保留了原有的豐富維生素、礦物質(zhì)（Zn、Mg、K、Fe）等營養(yǎng)物質(zhì)，還生成了多種像γ-氨基丁酸 （γ-Aminobutyric acid，GABA）等有利于人體健康的物質(zhì)[2-4]。這些成分使GBR 不僅具有較高的營養(yǎng)價值，還具有各種功能活性[5]，是一種新興的“醫(yī)食同源”產(chǎn)品[6]。

多糖是GBR 中的主要成分之一[7]。隨著時代的發(fā)展，對于活性多糖的研究近年來越來越多[8]。然而，目前對GBR 的研究主要集中在發(fā)芽的工藝研究[9]、γ-氨基丁酸富集[10]、淀粉的改性[11]以及以GBR 為原料的各種食品制作上[12-13]。有關發(fā)芽糙米多糖（Germinated brown rice polysaccharides，GBRPs）的結構分析以及功能活性還未見報道。

本研究采用水提醇沉法、酶-Sevage 法及大孔樹脂吸附法提取、純化GBRPs，對脫蛋白、脫色處理后的GBRPs 進行柱層析分離，分離出不同組分的GBRPs，再通過紫外-可見光光譜法、凝膠色譜法、高效液相色譜法、傅里葉紅外光譜、核磁共振氫譜法分別測定各組分GBRPs 的分子質(zhì)量、單糖組成、化學鍵組成、糖鏈結構，通過細胞試驗證實其多糖組分具有降糖的活性作用，為進一步研究發(fā)芽糙米多糖更深層次的作用機制、精細結構，開發(fā)有利于人體健康的功能性食品提供理論依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

1.1.1 發(fā)芽糙米多糖樣品制備 供試粳稻為 “龍粳”，用龔谷機去除稻子外殼得到糙米，在4 ℃避光的條件下，將糙米浸泡在無菌水中12 h。取出糙米后放置在潮濕的環(huán)境中，在20 ℃條件下培養(yǎng)過夜。去除掉沒有發(fā)芽的糙米后放置在50 ℃恒溫干燥箱中干燥24 h，粉碎過篩。按料液比1∶30 加入蒸餾水，攪拌過夜，取上清液并濃縮，按體積比1∶3 加入85%乙醇，靜置24 h，去除掉上清液，將沉淀冷凍干燥后得發(fā)芽糙米粗多糖[14-15]。

1.1.2 試劑 DEAE Sepharose CL-6B、Sepharose CL-6B、Sephadex G50，Pharmacia 公司；無水乙醇、氯仿、濃硫酸（均為分析純級），天津博迪化工股份有限公司；鼠李糖（Rha）、半乳糖醛酸（GalA）、葡萄糖（Glc）、甘露糖（Man）、木糖（Xyl）、半乳糖（Gal）、阿拉伯糖（Ara），Sigma-Aldrich（中國上海）公司；吡啶、鹽酸羥胺、硼氫化鈉、乙酸、甲醇等試劑均為分析純級，購自天津基準化學試劑有限公司。

1.2 儀器與設備

ZLG-10 真空冷凍干燥機，北京博醫(yī)康試驗儀器有限公司；HHS-ZK4 恒溫水浴鍋，天津市泰斯特儀器儀表有限公司；Bruker400 核磁共振儀，瑞士Bruker 公司；2XZ （S）-2 傅里葉變換紅外光譜儀，上海德英照明有限公司；PROSTAR21 高效液相色譜儀，美國瓦里安科技有限公司。

1.3 方法

1.3.1 GBRPs 的純化與分離

1.3.1.1 酶-Sevage 法脫蛋白 在37 ℃條件下，向10 mg/mL 多糖溶液中加入2%的木瓜蛋白酶，酶解24 h。然后升溫至80 ℃使酶失活，離心，上清液經(jīng)Sevage 法脫蛋白，反復多次，直到無明顯的蛋白產(chǎn)生為止[16]，根據(jù)1.3.2 節(jié)計算脫蛋白率及多糖損失率。

1.3.1.2 大孔樹脂吸附法脫色 由于發(fā)芽糙米多糖為弱極性，所以本研究選用AB-8 大孔樹脂為填料，濕法裝柱，柱下端塞入脫脂棉并壓平，待柱內(nèi)樹脂穩(wěn)定后，將4 BV 的2 mg/mL 的粗多糖溶液以2 BV 的速度進行脫色，待樣品液完全進入柱內(nèi)后，用2 倍量蒸餾水進行沖洗，收集脫色后液濃縮至上樣體積[16]，根據(jù)1.3.2 節(jié)計算脫色率及多糖損失率。

1.3.1.3 GBRPs 的柱層析分離 采用DEAE Sepharose CL-6B 柱層析對脫蛋白和脫色后的發(fā)芽糙米多糖進行柱層析分離[16]，用苯酚-硫酸跟蹤檢測含糖管A490nm，繪制梯度洗脫曲線，按照洗脫曲線收集各個主峰，Sephadax G50 脫鹽柱進行脫鹽，濃縮后真空冷凍、干燥備用。

為提高多糖的均一性，繼續(xù)用凝膠柱對經(jīng)過柱層析分級分離的多糖進行再次純化。采用濕法裝柱（Φ 26 mm×600 mm）的方法，將分離的各個組分多糖溶于蒸餾水中，將2 mL 上清液上柱，用0.1 mol/L NaCl 以1 mL/min 的流速洗脫，每管收集2 mL 洗脫液，采用苯酚-硫酸法跟蹤檢測含糖管，繪制洗脫曲線，收集各個主峰，Sephadax G50 脫鹽柱進行脫鹽，濃縮后真空冷凍干燥備用。

1.3.2 計算公式

1.3.3 GBRPs 不同組分的結構分析

1.3.3.1 純度及分子質(zhì)量的測定 采用紫外-可見光譜分析（UV-Vis）方法[17]，用蒸餾水充分溶解2 mg 發(fā)芽糙米多糖組分配制成多糖溶液，在紫外-可見光波長范圍內(nèi)進行檢測。采用凝膠滲透色譜分析（GPC）方法[18]檢測GBRPs 不同組分的分子質(zhì)量，準確稱量各組分GBRPs 1 mg，溶于1 mL 去離子水中，采用凝膠滲透色譜檢測分子質(zhì)量。GPC 色譜儀型號：LC-10A型HPLC，檢測器：示差檢測器RID-10A，進樣器：自動進樣器SIL-10AD，系統(tǒng)軟件：SHIMADZU CLASS-VP，色譜柱：UltrahydrogelTMLinear 7.8 mm×300 mm。試驗條件：流動相為超純水，流速0.5 mL/min，柱溫40 ℃，柱操作壓力1.6 MPa，樣品質(zhì)量濃度1 mg/mL，進樣量20 μL。

1.3.3.2 單糖組成分析 稱取2 mg 樣品于三角瓶中，加入2 mL 三氟乙酸，封管，置于110 ℃烘箱中酸解7 h，冷卻至室溫，得到水解產(chǎn)物。加入0.3 mL蒸餾水溶解，調(diào)節(jié)pH 值至中性，用水定容至1 mL 備用。單糖對照品為鼠李糖（Rha）、木糖（Xyl）、阿拉伯糖（Ara）、甘露糖（Man）、葡萄糖（Glc）、半乳糖（Gal）。將各標準單糖樣品等摩爾混合成2 mmol/L 的溶液。經(jīng)純化的GBRPs 用2 mo1/L H2SO4在100 ℃封管水解8 h，水解產(chǎn)物經(jīng)BaCO3中和，得到的單糖樣品用于后續(xù)測定[19]。流動相為V乙腈∶V水=8∶2，流速為1 mL/min，柱溫為室溫，進樣量20 mL。

1.3.3.3 紅外光譜分析 分別將1.00 mg 干燥發(fā)芽糙米多糖粉末與溴化鉀（KBr）粉末混合，于瑪瑙研缽上研磨均勻，壓片5 min 后，將樣品在波長4 000～400 cm-1范圍進行光譜掃描[20]。

1.3.3.4 一維核磁共振氫譜檢測 分別取GBRPs各個組分樣品20 mg 經(jīng)D2O 交換3 次后，溶于0.5 mL D2O 中，用BRUKER 400 核磁共振儀，測定1H NMR （頻率400 MHz，溫度296.9 K）[21]。

1.3.4 GBRPs 的體外降血糖活性

1.3.4.1 GBRPs 不同組分的α-葡萄糖苷酶抑制活性 不同GBRPs 組分樣品配置成質(zhì)量濃度為0.5 mg/mL 的溶液，以阿卡波糖為對照組，配置濃度為0.05 mol/L 的磷酸鹽緩沖液，調(diào)節(jié)緩沖液pH值穩(wěn)定在6.8，分別取出0.60 mL 磷酸緩沖液和0.20 mL 的α-葡萄糖苷酶溶液（0.2 U/mL）與0.10 mL GBRPs 的不同組分溶液混合作為待測樣品；將混合溶液在37 ℃水浴10 min 后加入濃度為20 mmol/L 的對硝基苯基-β-D-吡喃葡萄糖苷溶液0.20 mL，5 min 后加入1 mL 1 mol/L 的Na2CO3溶液終止該反應[22]。于波長405 nm 處測其吸光值，計算不同組分GBRPs 對α-葡萄糖苷酶的抑制率，篩選出對α-葡萄糖苷酶抑制作用最明顯的多糖組分進行后續(xù)研究，抑制率計算公式如下所示：

其中：a——不含樣品的α-葡萄糖苷酶溶液吸光光度值；b——既不含有樣品也不含α-葡萄糖苷酶溶液的吸光光度值；c——含有樣品的α-葡萄糖苷酶混合溶液的吸光光度值；d——不含α-葡萄糖苷酶的樣品吸光光度值。

1.3.4.2 GBRPs 不同組分對胰島素抵抗HepG2 細胞糖代謝的影響 配制濃度為0.05 mol/L 的Tris-HCl 溶液和磷酸鹽緩沖液（PBS），調(diào)節(jié)PBS 的pH值到7。將細胞取出加入離心管中，1 000 r/min 離心10 min，收集沉淀。加入0.7 mL 的PBS，輕輕將其混勻，1 000 r/min 離心10 min，收集沉淀[23]。采用超聲細胞破碎儀對細胞進行破碎，超聲功率為300 W，超聲時間為4 s，反復對細胞進行超聲破碎操作4 次，每次間隔30 s，超聲過程在冰水浴中進行。分別按照丙酮酸激酶（Pyruvate kinase，PK）試劑盒和己糖激酶（Hexokinase，HK）試劑盒的說明書進行檢測[24]。重復上述試驗操作步驟，將細胞裂解液對細胞進行裂解，每管中加入NaOH 溶液0.25 mL 并沸水浴20 min，冷卻到室溫，加入雙蒸水0.25 mL，按照糖原試劑盒說明書對HepG2 細胞的糖原含量進行測試，每個樣品做3 個平行試驗。

2 結果與分析

2.1 GBRPs 的純化分離結果

2.1.1 GBRPs 脫蛋白、脫色的結果 酶-Sevage 法去除蛋白質(zhì)是通過有機溶劑將蛋白變性為沉淀，需要多次有機試劑處理才能較好的去除掉蛋白[9]。由圖1可知，對GBRPs 的脫蛋白處理次數(shù)越多，多糖的損失率越大。酶-Sevage 法經(jīng)過2 次處理后，脫蛋白率較大，多糖損失率較少。AB-8 大孔樹脂對弱極性的有機化合物具有較強的吸附能力，對極性大的多糖類物質(zhì)吸附力弱[15]，由圖2可知，GBRPs 經(jīng)AB-8 大孔樹脂吸附色素后，脫色率為86.57%，多糖損失率為28.96%。GBRPs 經(jīng)兩次酶-Sevage 法去除蛋白后，脫蛋白率為74.36%，多糖損失率為14.09%。

圖1 酶-Sevage 法脫蛋白Fig.1 Deproteinization with the enzyme-Sevage method

圖2 脫蛋白、脫色結果Fig.2 The result of deproteinization and decolorization

2.1.2 GBRPs 柱層析分離的結果 GBRPs 層析結果如圖3和圖4所示。

通過圖3洗脫曲線可知，GBRPs 經(jīng)過陰離子層析柱分離得到4 個帶電荷性質(zhì)不同的洗脫峰，峰型狹窄對稱，第1 個水洗多糖組分由蒸餾水洗脫得到，其含量為32.82%，經(jīng)不同濃度的NaCl 梯度洗脫，得到4 個對稱的明顯的峰，含量分別9.91%，8.15%，7.42%和1.92%，由于0.4 mol/L 的NaCl 洗脫下來的多糖含量較少，因此只收集GBRPs 前3 個組分的洗脫液。由圖4可知，水洗多糖經(jīng)凝膠柱后分離得到1 個主峰，命名為WPS；含量為24.16%。鹽洗多糖經(jīng)凝膠柱后，收集主峰部分，得到3 個組分，分別命名為SPS-1、SPS-2、和SPS-3；含量分別為8.28%，7.09%、5.94%。

圖3 DEAE Sepharose CL-6B 柱層析洗脫曲線Fig.3 DEAE Sepharose CL-6B column chromatography elution curve

圖4 Sepharose CL-6B 柱層析洗脫曲線Fig.4 Sepharose CL-6B column chromatography elution curve

2.2 GBRPs 結構解析結果

2.2.1 純度及分子質(zhì)量檢測結果 GBRPs 各個多糖組分的UV-Vis 光譜大致相似僅選取一個為例，如圖5。

圖5 GBRPs 紫外-可見光光譜圖Fig.5 The UV-Vis spectra of GBRPs

由紫外-可見光光譜分析可知，在波長260 nm 和280 nm 處均無明顯吸收峰，表明各個組分純度較好。采用GPC 檢測其相對分子質(zhì)量，線性回歸方程為：lgMw=-0.1421tR＋13.2451，式中：Mw為平均分子質(zhì)量/ku；tR為保留時間/min；相關系數(shù)R2為0.9981。根據(jù)線性回歸方程計算結果如下：WPS 的平均分子質(zhì)量為1.47×105u，SPS-1、SPS-2以及SPS-3 的平均分子質(zhì)量為9.62×105，5.59×106u 和3.15×105u。

圖6 標準單糖和GBRPs 高效液相色譜圖Fig.6 HPLC of the standard monosaccharides and GBRPs

2.2.2 單糖組成分析結果 高效液相色譜分析表明，WPS 組分的出峰時間為5.45，5.99，6.24，7.5，7.92 min，是由鼠李糖、木糖、阿拉伯糖、甘露糖和葡萄糖組成的，物質(zhì)的量比為7.8∶9.1∶6.3∶3.9∶4.4；SPS-1 組分的出峰時間為5.5，7.59，7.69 min，是由鼠李糖、甘露糖和葡萄糖組成，物質(zhì)的量比為8.3∶4.5∶10.1；SPS-2 組分的出峰時間為5.43，6.22，7.5，7.98 min，是由鼠李糖、阿拉伯糖、甘露糖和葡萄糖組成，物質(zhì)的量比為10.3∶7.9∶6.7∶4.1；SPS-3 組分的出峰時間分別為5.38，6.19，7.94 min，是由鼠李糖、阿拉伯糖和葡萄糖組成，物質(zhì)的量比4.8∶2.2∶6.5。

2.2.3 GBRPs 各組分官能團檢測結果 GBRPs各組分在紅外4 000～1 400 cm-1的掃描范圍內(nèi)都表現(xiàn)出了聚糖分子很明顯的吸收峰，糖類分子中的O-H 伸縮振動峰在波數(shù)3 390 cm-1附近；2 700 cm-1附近的振動峰是C-H 伸縮振動峰；C=O 伸縮振動峰在波數(shù)1 645～1 690 cm-1附近；1 010 cm-1附近的振動峰是C-O-C、C-O-H 的伸縮振動峰；在波數(shù)1 200～800 cm-1范圍內(nèi)，多糖的特征峰表現(xiàn)出高度的專一性[25]，其中WPS 在紅外光譜1 200～1 700 cm-1之間有3 個明顯的吸收峰，是吡喃糖環(huán)結構的吸收峰，表明WPS 中吡喃糖環(huán)的結構較多，WPS 在波數(shù)1 004.03 cm-1處出現(xiàn)明顯的吸收峰，分析原因可能是醛基變角的振動，735.38 cm-1處有明顯的吸收峰，原因可能是因為吡喃糖對稱環(huán)狀的振動，因此WPS 中可能含有D-吡喃糖環(huán)狀結構[26]。SPS-2 組分在890.41 cm-1處的吸收峰是因為有β-糖苷鍵的存在，SPS-1、SPS-2 都含有β-糖苷鍵的結構。由吡喃環(huán)α 型C-H 鍵的變角振動所產(chǎn)生的吸收峰在830.33，844.61，828.99，841.37 cm-1處顯示出來，說明α-糖苷鍵存在于WPS 中；而SPS-1 和SPS-2 的多糖組分中不但有α-糖苷鍵還有β-糖苷鍵結構；SPS-1 和SPS-3 在844.61 cm-1和841.37 cm-1處有吸收峰，分析原因可能是呋喃環(huán)中C1-H 的變角振動產(chǎn)生的吸收峰，因此這2 種多糖組分中可能含有α-D甘露吡喃糖[27]；各GBRPs 組分在1 616 cm-1處沒有明顯的吸收峰，因為此范圍內(nèi)是氨基的特征吸收峰，所以說明GBRPs 在前期純化的效果較好[28]。

圖7 GBRPs 的紅外光譜圖Fig.7 FTIR profiles of GBRPs

表1 GBRPs 各組分紅外分析結果Table 1 The results of GBRPs FTIR analysis

2.2.4 GBRPs 各組分糖苷鍵構型檢測結果 通過1H-NMR 光譜可以研究GBRPs 中糖苷鍵的構型。1H-NMR 中4.0～5.5 的區(qū)域是多糖的糖苷鍵中質(zhì)子信號主要存在的區(qū)域，然而因為質(zhì)子信號間的重疊與干擾的緣故，導致分析1H-NMR 譜圖不是很清晰容易，所以要在4.8～5.5 這段區(qū)域內(nèi)對首碳上的特征信號進行分析判斷[29]。5.0 是區(qū)分吡喃糖構型的質(zhì)子信號的臨界值，首碳上的質(zhì)子位移大于5.0 為α-型糖苷，小于5.0 為β-型糖苷。另外從氫譜中也可以判斷某種均一多糖是否存在六元環(huán)吡喃糖還是五元環(huán)呋喃糖，如5.4 附近出現(xiàn)質(zhì)子信號并且J1，2值小于2，則認為該物質(zhì)屬于呋喃糖[30]。從圖8中可以看出，4.70 附近的譜峰是D2O中氘質(zhì)子信號，WPS 主要存在α-型糖苷構型，結合紅外的分析結果推測該處信號可能是α-Araf-（1→引起；SPS-1 則是α 和β-型糖苷構型。4.90，4.88 和4.85 可能是在β-Galp-（1→引起，且一維核磁氫譜結果與紅外圖譜結果具有一致性。

圖8 GBRPs 核磁共振氫譜圖Fig.8 1H-NMR spectra of GBRPs

2.3 GBRPs 的降血糖活性結果

2.3.1 GBRPs 不同組分對α-葡萄糖苷酶的抑制活性的影響 PNPG 是一種麥芽糖的類似物，能夠被α-葡萄糖苷酶分解為對硝基苯酚，可通過檢測對硝基苯酚的吸光度值計算樣品中α-葡萄糖苷酶抑制劑的抑制率，如圖9所示，經(jīng)層析柱分離得到的GBRPs 4 個組分對α-葡萄糖苷酶均有一定程度的抑制作用，SPS-3 組分對α-葡萄糖苷酶抑制作用最小，抑制率為18.87%；SPS-1 組分對α-葡萄糖苷酶抑制抑制率最大，抑制率為57.36%，表明SPS-1 多糖組分中的酶抑制物質(zhì)的含量較高。而SPS-3 多糖組分中酶抑制物質(zhì)的含量最?。?.1 mol/L 的NaCl 溶液能夠?qū)⒋蟛糠直晃降拿敢种莆镔|(zhì)洗脫下來；WPS 組分和SPS-2 多糖組分中酶抑制物質(zhì)含量相似，對α-葡萄糖苷酶抑制率基本相同。

圖9 各組分多糖對α-葡萄糖苷酶的抑制作用Fig.9 Inhibitory effect of polysaccharides from each component on α-glucosidase

2.3.2 GBRPs 不同組分對胰島素抵抗HepG2 細胞糖代謝的影響 HK 和PK 都是糖代謝過程中起到關鍵作用的2 種酶。在糖酵解和糖原合成的過程中己糖激酶是起到關鍵作用的限速酶。在糖酵解過程中丙酮酸激酶催化磷酸烯醇式丙酮酸生成丙酮酸，并將ADP 轉化為ATP。在糖代謝過程中HK 和PK 在胰島素抵抗細胞中都會減少[31]。從圖中可以看出，胰島素抵抗模型組與空白組相比，胰島素抵抗模型組的HK 和PK 活力明顯下降。加入SPS-1 多糖組分12 h 和24 h 后，IR-HepG2 細胞的PK 與HK 的活力明顯提高，SPS-1 組分使糖的酵解過程加快，加快了細胞對葡萄糖的吸收。36 h 后，HK 和PK 酶活力開始下降，分析原因可能是長時間培養(yǎng)使一部分酶失活，使其酶活力下降。糖原的合成是胰島素降低機體葡萄糖濃度的另外一條途徑[32]，由圖12可知，模型組中IRHepG2 細胞糖原含量與對照組細胞相比下降了16.92%，加入SPS-1 后，IR-HepG2 細胞的糖原含量有明顯的上升，可見SPS-1 對緩解胰島素抵抗起到了明顯的作用，提高了胰島素抵抗細胞內(nèi)的糖原含量。

圖12 SPS-1 對HepG2 細胞胰島素抵抗細胞模型糖原合成的影響Fig.12 Effect of polysaccharides on glycogen synthesis in IR-HepG2 cell

3 結論

本試驗通過水提醇沉法、酶-Savage 法以及大孔樹脂吸附法提取并純化發(fā)芽糙米多糖，GBRPs經(jīng)脫色后的脫色率為86.57%，多糖損失率為28.96%。GBRPs 經(jīng)兩次酶-Sevage 法去除蛋白后，脫蛋白率為74.36%，多糖損失率為14.09%。采用離子交換柱與凝膠層析柱對GBRPs 進行分離，得到4 種多糖組分，分離效果較好。采用UV-Vis 檢測各多糖組分純度較好，GPC 分析檢測了各組分多糖的分子質(zhì)量，其中WPS 的平均分子質(zhì)量為1.47×105u，SPS-1、SPS-2 以及SPS-3 的平均分子質(zhì)量為9.62×105，5.59×106u 和3.15×105u。單糖分析表明，WPS 由鼠李糖、木糖、阿拉伯糖、甘露糖和葡萄糖組成，SPS-1 由甘露糖、鼠李糖和葡萄糖組成，SPS-2 由鼠李糖、阿拉伯糖、甘露糖和葡萄糖組成，SPS-3 由鼠李糖、阿拉伯糖、和葡萄糖組成。FTIR 分析顯示，各多糖組分都含有多糖的特征吸收峰，WPS 主要由吡喃型糖環(huán)構成，SPS 中吡喃型與呋喃型糖環(huán)共存。1H NMR 分析表明，WPS 是含有吡喃環(huán)的α-構型，SPS 中存在α-和β-構型的呋喃和吡喃糖環(huán)。通過α-葡萄糖苷酶活性抑制及細胞試驗，證實了SPS-1 具有α-葡萄糖苷酶活性抑制作用，且可以顯著提高模型細胞HK 與PK 的活性，加快了糖酵解，使糖原含量升高，這為將來研究GBRPs 更深層次的功能作用機制提供理論參考價值。

圖10 SPS-1 對HepG2 細胞胰島素抵抗細胞模型PK 的影響Fig.10 Effect of polysaccharides on PK in IR-HepG2 cell

圖11 SPS-1 對HepG2 細胞胰島素抵抗細胞模型HK 的影響Fig.11 Effect of polysaccharides on HK in IR-HepG2 cell