胡妍蕓，李霽昕，王 雨，王 博，張國祥，張瑞君，蔣玉梅,*

（1.甘肅農(nóng)業(yè)大學食品科學與工程學院，甘肅省葡萄與葡萄酒工程學重點實驗室，甘肅省葡萄酒產(chǎn)業(yè)技術(shù)研發(fā)中心，甘肅 蘭州 730070；2.甘肅省蘭州市紅古區(qū)食品藥品檢驗檢測中心，甘肅 蘭州 730070）

呼吸躍變型‘玉金香’甜瓜（Cucumis melo L. cv.Yujinxiang）采后貯藏期間的品質(zhì)易因病原微生物侵染而劣變，苯并噻重氮（benzothiadiazole，BTH）可通過激活系統(tǒng)獲得性抗性通路誘導厚皮甜瓜產(chǎn)生抗性[1]。活性氧自由基代謝[2]、苯丙烷代謝[3]和病程相關(guān)蛋白的積累[4]是BTH誘導植物產(chǎn)生抗病性機制研究的熱點。

磷脂是生物體細胞膜的主要組分，是細胞質(zhì)與外界的屏障，也是細胞對外界刺激應答的物質(zhì)基礎(chǔ)[5]，在植物生長發(fā)育過程中具有結(jié)構(gòu)和信號傳導的雙功能[6-7]。在磷脂酶的作用下磷脂可水解為甘油、脂肪酸、磷脂等，進而參與次生代謝[8]。逆境脅迫會促進細胞膜不飽和脂肪酸的過氧化，產(chǎn)生活性氧和脂質(zhì)過氧化物，從而改變細胞膜結(jié)構(gòu)，導致細胞膜流動性下降和通透性增強，影響磷脂代謝的穩(wěn)定性[9]；乙烯處理會提高磷脂酶活力，加速脂質(zhì)降解[10]；冷害使磷脂酶活力升高，進而加速細胞膜磷脂降解，不飽和脂肪酸含量及比例改變[11]。然而，誘抗劑誘抗對甜瓜磷脂代謝的影響機理目前鮮見報道。

本研究以‘玉金香’甜瓜為實驗材料，采后BTH浸泡處理，以水處理組為條件對照，未處理組為對照，檢測磷脂酶（phospholipase A2，PLA2）、磷脂酶C（phospholipase C，PLC）和磷脂酶D（phospholipase D，PLD）活力的變化及其基因表達特性，分析誘抗劑處理對磷脂代謝底物、產(chǎn)物以及磷脂酶活力的影響，探討采后BTH處理和條件因子（水因子）對甜瓜果實細胞膜磷脂代謝的影響機理。以期為BTH處理誘導果實抗病性代謝機理研究及其對次生代謝產(chǎn)物的影響分析提供數(shù)據(jù)參考。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

‘玉金香’厚皮甜瓜，2016年6月（花后45 d）采自甘肅省皋蘭縣什川鎮(zhèn)，單果發(fā)泡袋包裝裝箱（35 個/箱），當天運抵實驗室。參照李軒[1]的方法，選擇成熟度、大小相近且無損傷和蟲咬的果實，于100 mg/L的BTH溶液中浸泡10 min，為BTH處理組；蒸餾水浸泡10 min為條件對照（condition control，CC）組，不作處理的空白樣為對照（CK）組，室溫（（22±2）℃）、相對濕度55%～65%貯藏。

BTH（純度98%）、磷脂酰膽堿（phosphatidyl cholines，PC）、磷脂酰肌醇（phosphatidylinositol，PI）、磷脂酸（phosphatidic acid，PA）（均為標準品）美國Sigma Aldrich公司；PLA2檢測試劑盒、PLC檢測試劑盒、PLD檢測試劑盒 上海酶聯(lián)生物科技有限公司；UNIQ-10柱式TRIzol總RNA抽提試劑盒 生工生物工程（上海）股份有限公司；EP0733型第一鏈cDNA合成試劑盒 美國Thermo Scientific公司。

1.2 儀器與設(shè)備

iMar全自動酶標儀 美國Bio-Rad公司；UltiMate 3000系列高效液相色譜（high performance liquid chromatography，HPLC）儀、Genesis 10s紫外-可見分光光度計 美國Thermo Scientific公司；PHS-3C pH計上海雷磁儀器有限公司；HPLC流動相過濾裝置 上海陸納生物科技有限公司。

1.3 方法

1.3.1 取樣

貯藏期間，在第0、2、4、6、8、10、12天分別于CK、CC和BTH處理組各選取10 個果實，取“赤道”部位果皮（皮下2～5 mm）和果肉組織（皮下5～8 mm），切成小塊混勻。用于測定酶活力和磷脂組分的樣品，每2.0 g用錫箔紙包裹，共包裹24 組，液氮冷凍，于-80 ℃保存待測；用于測定脂肪酸含量和與酶活力相關(guān)的基因表達的樣品，每5.0 g用錫箔紙包裹，共包裹18 組，液氮冷凍，于-80 ℃保存待測。

1.3.2 指標測定

1.3.2.1 細胞膜完整率和丙二醛含量的測定

細胞膜完整率的測定參照曹建康等[12]的方法并修改，分別取果實赤道部位果皮和果肉組織5.0 g，去離子水沖洗3 次，40 mL去離子水25 ℃下浸泡3 h，測初始電導率（P0/（S/m）），沸水浴30 min，冷卻至25 ℃，測最終電導率（P/（S/m））。細胞膜完整率的計算如下式所示。

丙二醛（malondialdehyde，MDA）含量的測定參照曹建康等[12]的方法，采用硫代巴比妥酸比色法測定。

1.3.2.2 PC、PI、PA含量的測定

參照Yang Wenlong等[13]的方法。2.0 g樣品液氮冷凍研磨后置于50 mL三角瓶中，加15 mL Folch試劑（V（氯仿）∶V（甲醇）＝2∶1）。超聲提取1 h，4 ℃、10 000×g離心20 min。上層清液于4 ℃、10 000×g再離心20 min。棄水相，取氯仿相于10 mL試管中，加入1 mL丙酮，漩渦振蕩2 min。氮氣吹干后加入2 mL Folch試劑，過0.45 μm膜，HPLC檢測。色譜柱ZORBAX SB-C18（250 mm×4.6 mm，5 μm）；流動相A：V（乙腈）∶V（甲醇）∶V（85%磷酸）＝130∶370∶1，進樣量10 μL，柱溫30 ℃，流速1.0 mL/min，紫外檢測波長205 nm。PC、PI和PA外標定性，HPLC相同儀器條件制標準曲線定量。結(jié)果以鮮質(zhì)量計。

1.3.2.3 脂肪酸含量的測定

參照李巖[14]的方法。甲酯化：取甜瓜樣品5.0 g，液氮冷凍充分研磨，加入10 mL石油醚-乙醚（4∶3，V/V）混合液，于0～4 ℃下浸提24 h，加10 mL 0.4 mol/L的氫氧化鉀-甲醇溶液，室溫下甲酯化2 h，重蒸餾水分離得到有機相，氮氣吹干，1 mL氯仿溶解，無水硫酸鈉除水，過0.45 μm膜，氣相色譜分析。色譜柱TG-WAXMS（60 m×0.25 mm，0.5 μm），進樣口溫度240 ℃，分流進樣，分流比為30∶1，F(xiàn)ID檢測器，溫度250 ℃，載氣為高純度N2，流速1 mL/min。初溫150 ℃保持1 min，10 ℃/min升至230 ℃，保持1 min，3 ℃/min至240 ℃，保持10 min。外標定性定量。

1.3.2.4 磷脂酶活力的測定

PLA2活力的測定參照Alferez等[15]的方法。取2.0 g樣品液氮冷凍充分研磨，8 mL提取緩沖液（含1 mmol/L EDTA、100 mmol/L Tris-HCl（pH 7.5）、體積分數(shù)2%交聯(lián)聚乙烯吡咯烷酮（crosslinking polyvingypyrrolidone，PVPP）和0.15 mol/L山梨糖醇）浸提，4 ℃、11 000×g離心15 min，懸浮蛋白加硫酸銨過夜沉淀、離心，沉淀洗滌3 次。于2 mL酶反應體系（80 mmol/L pH 7.4 4-羥乙基哌嗪乙磺酸（4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid，HEPES）緩沖液、150 mmol/L NaCl、10 mmol/L CaCl2、4 mmol/L聚乙二醇辛基苯基醚（Triton X-100）、體積分數(shù)30%丙三醇和1 mg/mL牛血清白蛋白）中加入1 mL粗酶液。PLA2檢測試劑盒檢測，酶標儀450 nm波長處讀取吸光度，對照標準曲線確定酶活力，單位：μmol/（min·kg）。

PLC活力的測定參照文獻[10,16]的方法。取5.0 g樣品液氮冷凍充分研磨，加入10 mL HEPES緩沖液（pH 7.0，含0.32 mol/L蔗糖、1 mmol/L二硫蘇糖醇、1 mmol/L苯甲基磺酰氟、1 mmol/L EGTA），制成體積分數(shù)20%的勻漿，4 ℃、12 000 ×g離心45 min，沉淀為細胞膜的膜性組分，溶于100 mmol/L pH 6.5的二甲基戊二酸（dimethylglutaric acid，DMG），得PLC粗酶提取液。于2 mL酶反應體系（含0.25 mol/L Tris-HCl（pH 7.2）、0.001 mol/L ZnCl2、60 g/100 mL山梨醇、10 nmol/L對硝基苯磷酸膽堿）中加入100 μL粗酶液，37 ℃下反應30 min。PLC試劑盒檢測，酶標儀450 nm波長處讀取吸光度，對照標準曲線確定酶活力，單位：μmol/（min·kg）。

PLD活力的測定參照王國澤[17]、張紅宇[18]等的方法。取5.0 g樣品制備粗酶液，方法同PLC粗酶液的制備。200 μL酶反應體系由0.1 mmol/L DMG（pH 6.5）、10 mmol/L MgCl2、10 mmol/L CaCl2、5 mmol/L亞油酸、20 μL粗酶液（對照用DMG替代）組成，加入12 mmol/L PC，封口后30 ℃保溫反應30 min，沸水浴10 min終止反應。冷卻后加入0.8 mL顯色液（含45 mmol/L Tris-HCl（pH 8.0）、0.8單位膽堿氧化酶、2.4單位辣根過氧化物酶、0.24 mg 4-氨基安替比林和0.16 mg重蒸酚），30 ℃反應90 min，色澤穩(wěn)定后加1 mL Tris-HCl（含2 g/L Triton X-100，pH 8.0），0.22 μm濾膜濾去蛋白質(zhì)，用酶標儀于450 nm波長處測定吸光度，對照標準曲線確定酶活力，單位：μmol/（min·kg）。

1.3.2.5 磷脂酶基因表達水平的測定

TRIzol總RNA抽提試劑盒提取樣品總RNA，第一鏈cDNA合成試劑盒完成cDNA第一鏈的合成。實時熒光定量聚合酶鏈式反應（quantitative real-time polymerase chain reaction，qRT-PCR）測定磷脂酶的表達水平，引物序列設(shè)計見表1。qRT-PCR采用20 μL反應體系，包括10.0 μL SYBR Green qPCR Master Mix、0.4 μL上游引物（10 μmol/L）、0.4 μL下游引物（10 μmol/L）、7.2 μL ddH2O、2 μL模板（cDNA）。qRT-PCR程序：95 ℃ 7 s、57 ℃ 10 s、72 ℃ 15 s，45 個循環(huán)。數(shù)據(jù)于LightCycler480 Software Setup中分析。2-??Ct方法計算基因相對表達量，設(shè)定各基因在0 d的表達量為1.0。

表 1 所測基因引物設(shè)計Table 1 Primers used for PCR

1.4 數(shù)據(jù)處理

Excel 2013軟件計算平均值和標準偏差并繪制圖表。IBM SPSS 19.0軟件統(tǒng)計分析，Duncan’s進行多重比較，P＜0.05表示差異顯著。

2 結(jié)果與分析

2.1 BTH處理對厚皮甜瓜細胞膜穩(wěn)定性的影響

細胞膜完整率和MDA含量反映細胞膜的穩(wěn)定性和完整性，是衡量采后甜瓜果實耐貯性的重要指標。

圖 1 采后BTH處理對甜瓜果實細胞膜完整率的影響Fig. 1 Effect of postharvest BTH treatment on muskmelon membrane integrity

圖 2 采后BTH處理對甜瓜果實MDA含量的影響Fig. 2 Effect of postharvest BTH treatment on MDA content in muskmelon

采后貯藏期間甜瓜果實細胞膜完整率整體呈下降趨勢，CC組細胞膜完整率略低于CK組，BTH處理能明顯延緩其下降（圖1），12 d時BTH處理組果實細胞膜完整率比CK組高8.82%（果皮）和17.13%（果肉）。甜瓜果實貯藏期間，MDA含量開始上升（圖2），CC和CK組第10天到達最高積累，隨后下降，BTH處理組MDA含量則持續(xù)緩慢上升；第6天開始，CC組果皮樣MDA含量高于CK組；第8天開始，CC組果肉樣MDA含量高于CK組；而BTH處理組MDA含量始終低于CC和CK組（P＜0.05）。由此可見，BTH誘抗處理可減少甜瓜樣品采后貯藏期間MDA的積累，抑制細胞膜降解；而水因子在采后貯藏期間會導致甜瓜細胞膜完整率降低，在貯藏后期促進MDA的積累。

2.2 BTH處理對厚皮甜瓜PC、PA、PI含量的影響

圖 3 采后BTH處理對甜瓜果實PC、PI、PA含量的影響Fig. 3 Effect of postharvest BTH treatment on PC, PI and PA contents in muskmelon

貯藏期間，樣品膜磷脂成分PC含量總體呈不斷下降趨勢（圖3A1、A2）。CC組果皮樣PC含量低于CK組，貯藏結(jié)束時其含量為（13.66±1.23）μg/g，比CK組低20.97%。BTH處理組果皮樣PC含量在貯藏第2天開始就比CK高，貯藏結(jié)束時（12 d）較采收當天PC含量下降29.61%，比CK組高5.24%。果肉樣與果皮樣的PC含量變化趨勢一致，貯藏結(jié)束時，CK組果肉樣PC含量較采收當天下降36.14%，而果皮樣中12 d時PC含量較采收當天低33.12%。BTH處理組和CC組的PC含量下降率則比果皮樣低5.48%、2.58%。

樣品膜磷脂組分PI含量貯藏期間總體呈下降趨勢（圖3B1、B2）。CC組果皮樣貯藏前6 d PI含量下降急劇，之后含量趨于平衡，貯藏結(jié)束時比CK組低8.34%。BTH處理組果皮樣PI含量在整個貯藏期間無明顯變化，且均比CK組高，貯藏結(jié)束時（12 d）比CK組高2.08%。果肉樣與果皮樣PI含量的變化趨勢基本一致，貯藏結(jié)束時（12 d）CC組則比CK組低9.47%，而BTH處理組果肉樣PI含量比CK組高2.90%。

CK和CC組磷脂代謝產(chǎn)物PA含量貯藏期間呈上升趨勢（圖3C1、C2）。貯藏前6 d，CC組果皮樣PA含量迅速增加至（15.79±0.78）μg/g，比CK組高30.01%，貯藏后期PA含量增加速率減慢，第12天時比CK組高27.70%。BTH處理組果皮樣PA含量無明顯變化，貯藏結(jié)束時（12 d）比CK組低20.72%。果肉樣與果皮樣PA含量變化基本一致，貯藏期間果肉樣PA含量的增加率比果皮低11.05%（CK組）、10.01%（CC組）；貯藏結(jié)束時（12 d）CC組果肉樣PA含量比CK組高31.54%；而BTH處理組果肉樣在貯藏前6 d PA含量持續(xù)下降，至（7.22±0.10）μg/g（6 d），比CK組低9.98%，之后PA含量逐漸增加，第12天時比CK組低8.51%。

總體來看，采后BTH處理可抑制膜磷脂成分PC、PI的降解及磷脂代謝產(chǎn)物PA的生成，而水因子則在一定程度上促進了PC、PI的降解和PA的積累。

2.3 BTH處理對厚皮甜瓜脂肪酸含量的影響

磷脂酶水解代謝的多不飽和脂肪酸可作為脂氧合酶（lipoxygenase，LOX）的底物，產(chǎn)生活性氧和脂質(zhì)過氧化物導致細胞膜的損傷[19]，也可代謝生成香氣物質(zhì)。因此，脂肪酸的含量以及不飽和脂肪酸與飽和脂肪酸比例（不飽和度）[20]對細胞膜的穩(wěn)定性、完整性及果實香氣品質(zhì)均有影響。

表 2 采后BTH處理對甜瓜果實果皮組織脂肪酸含量的影響Table 2 Effect of postharvest BTH treatment on contents of fatty acids in peel of muskmelon μg/g

實驗樣品中檢出的主要脂肪酸為不飽和脂肪酸油酸、亞油酸和亞麻酸，果皮樣脂肪酸含量明顯高于果肉（表2、3）。隨著貯藏時間的延長，CK組不飽和脂肪酸含量顯著降低（P＜0.05），而飽和脂肪酸（棕櫚酸、硬脂酸）含量則顯著增加（P＜0.05）。BTH處理組各種脂肪酸含量均較CK組明顯降低，貯藏結(jié)束（12 d）時，果皮樣中BTH處理組的棕櫚酸較CK組低40.16%，硬脂酸較CK組低31.05%，油酸較CK組低28.43%，亞油酸較CK組低38.47%，亞麻酸較CK組低13.81%；CC組樣品各脂肪酸含量顯著高于CK組（P＜0.05），果肉樣較CK組高出18.35%（棕櫚酸，10 d）、18.58%（硬脂酸，6 d）、9.15%（油酸，2 d）、25.20%（亞油酸，6 d）、10.34%（亞麻酸，6 d）。

表 3 采后BTH處理對甜瓜果實果肉組織脂肪酸含量的影響Table 3 Effect of postharvest BTH treatment on contents of fatty acids in pulp of muskmelonμg/g

表 4 采后BTH處理對甜瓜果實果皮和果肉組織脂肪酸總量的影響Table 4 Effect of postharvest BTH treatment on contents of total fatty acids in peel and pulp of muskmelon μg/g

貯藏結(jié)束時BTH處理組果皮樣不飽和脂肪酸含量較采收當天下降49.99%（表4），而飽和脂肪酸含量則較采收當天上升2.66%；BTH處理對果肉樣中脂肪酸含量及比例的影響與果皮樣基本一致。由此可見采后BTH處理可減少脂肪酸的生成和積累，水因子則增加脂肪酸含量，進而影響果實香氣物質(zhì)的生成。

2.4 BTH處理對厚皮甜瓜磷脂酶活力及其基因表達的影響

采后貯藏期間果皮和果肉試樣中PLA2、PLC和PLD活力均呈單峰型變化，基因相對表達量與酶活力變化趨勢基本一致（圖4）。

圖 4 采后BTH處理對甜瓜果實PLA2、PLC、PLD活力及其基因相對表達量的影響Fig. 4 Effect of postharvest BTH treatment on relative gene expression levels and activities of PLA2, PLC and PLD in muskmelon

由圖4A1、A2可知，貯藏第2天，BTH處理組PLA2活力比CK組低，但高于CC組；第6天時，CC組和CK組PLA2活力達到高峰，BTH處理組PLA2活力均比CK組和CC組低；第8天時，BTH處理組PLA2活力達到峰值，之后高于CK組和CC組。果皮樣CK組和CC組PLA2活力峰值分別為（128.96±6.90）和（129.58±2.12）μmol/（min·kg），差異不顯著（P＞0.05），而BTH處理組PLA2活力峰值比CK組低7.11%。CK組和CC組果肉組織PLA2活力峰值分別為（112.19±1.11）和（121.04±3.83）μmol/（min·kg），BTH處理組PLA2活力峰值分別比CK組和CC組低1.49%和8.69%。果肉樣PLA2活力整體比果皮樣低。對于果肉組織，CC組PLA2活力值在處理4 d后高于CK組，峰值比CK組高7.89%。貯藏前6 d果皮樣PLA2基因的相對表達量均被BTH處理抑制，第6天時BTH處理組比CK組低35.42%，第8天開始上調(diào)（圖4B1）。由圖4B可知，果肉樣品中，BTH組PLA2基因的相對表達量高于CK組，第6天時，較CK組低41.82%。

由圖4C1、C2可知，PLC活力第6天達到峰值，BTH處理組貯藏期間PLC活力始終低于CK組和CC組果實，第8天后CC組果實果皮樣中的PLC活力高于CK組。CK組果皮樣的PLC活力峰值為（102.12±3.40）μmol/（min·kg），BTH處理組峰值較CK組低10.24%；果肉組織BTH處理組峰值為（77.20±1.95）μmol/（min·kg），比CK組低7.95%。果皮樣PLC活力整體較果肉樣高，CK組和BTH處理組果皮樣活力峰值較果肉組織高出21.77%和18.74%。由圖4D1、D2可知，BTH處理組PLC基因相對表達量比CK組低，第10天時，果皮樣中BTH處理組較CK組高47.66%，果肉樣中BTH處理組較CK組高48.50%；CC組的PLC基因相對表達量較CK組上調(diào)，峰值較CK組高出26.72%（果皮，10 d）、18.33%（果肉，10 d）。

由圖4E1、E2可知，BTH處理組PLD活力比CK組低，而CC組活力則比CK組高。CK組和BTH處理組果皮樣于第6天達到峰值，分別為（705.83±14.77）、（655.00±12.75）μmol/（min·kg），BTH處理組峰值較CK組低7.20%；CC組則在第8天達到峰值，比CK組峰值高6.14%。果肉組織CK組峰值為（769.17±27.79）μmol/（min·kg），BTH處理組峰值比CK組峰值低9.43%，CC組峰值則比CK組峰值高14.30%。果肉樣PLD活力整體較果皮組織高，CK組和BTH處理組果肉樣PLD活力峰值分別比果皮樣中CK組和BTH處理組的PLD活力峰值高8.97%、6.36%。

由圖4F1、F2可知，CC組PLD基因相對表達量較CK組上調(diào)了46.91%（果皮，0 d）、21.02%（果肉，12 d）；BTH處理組則較CK組下調(diào)了46.29%（果皮，4 d）、36.56%（果肉，6 d）。

由此可見，采后BTH處理延緩了PLA2活力高峰出現(xiàn)時間，抑制了PLC和PLD的活力，基因表達水平和酶活水平基本一致；水因子則局部促進了PLA2、PLC和PLD基因相對表達量，激發(fā)了PLA2、PLC和PLD的活力，但水因子的作用規(guī)律不明顯。

2.5 采后BTH處理對磷脂代謝的影響和磷脂組分、酶活力及產(chǎn)物的相關(guān)性

植物的衰老、病害以及外界因子的影響往往伴隨著細胞膜的改變和脂質(zhì)降解，磷脂酶PLA2、PLC和PLD是參與其中的重要酶類[19,21]。細胞膜的改變、脂質(zhì)降解代謝產(chǎn)物與細胞衰老、程序性死亡密切相關(guān)[22]。實驗中，甜瓜果實PLA2、PLC和PLD活力和基因表達水平呈單峰型變化趨勢，作為底物的膜磷脂成分PC、PI含量下降，而產(chǎn)物PA含量則略有上升，酶活力變化與Mao Linchun等[10]的研究結(jié)果一致；Munnik等[23]使用32P標記衣藻細胞分析其磷脂代謝的結(jié)果表明，PA來自于PLD代謝；PA作為信號傳導信使可調(diào)節(jié)PLC、PLD、PLA2和二?；视图っ傅幕盍24-26]。Zhao Yuying等[24]的研究結(jié)果表明，黃瓜果實受到機械損傷后磷脂酶活力增加，PC、PI含量減少而PA得到積累。本實驗中甜瓜果實經(jīng)BTH處理后，磷脂酶PLC、PLD活力被抑制，PC、PI因酶活力降低而有所積累；產(chǎn)物PA含量則降低。PA是逆境脅迫、氧化應激等引起植物激素（乙烯、脫落酸等）變化的第二信使[27]，BTH處理能夠延緩果實成熟衰老、抑制乙烯的釋放[28]，且影響PA生成。水因子則會在一定程度上促進磷脂酶活力增加，導致PC、PI含量顯著降低。由此可推斷BTH處理中作為溶劑的水因子可能會抵消BTH的部分作用，影響磷脂酶活力及其底物和產(chǎn)物的變化規(guī)律。

細胞衰老及惡化的特征是磷脂含量的減少[29]，同時還伴隨游離脂肪酸水平的下降[30]?？偟膩砜?，BTH處理后脂肪酸的積累被抑制，BTH對不飽和脂肪酸的抑制效果低于對飽和脂肪酸的抑制效果。Cao Shifeng[31]、李輝[32]等的研究結(jié)果表明，不飽和脂肪酸的含量及比例影響細胞膜流動性，對植物衰老、冷害等生理反應有著重要意義，本實驗BTH處理甜瓜果實后脂肪酸不飽和度有所上升，與BTH處理抑制磷脂組分降解、保持細胞膜完整性相一致。已有報道證明BTH可抑制厚皮甜瓜揮發(fā)性物質(zhì)的釋放[33]，PLA2活力的變化可影響香氣代謝前體物質(zhì)不飽和脂肪酸的釋放，可見，PLA2活力可能也是控制甜瓜果實香氣物質(zhì)代謝的環(huán)節(jié)之一，BTH不僅可通過影響LOX途徑影響甜瓜果實香氣物質(zhì)代謝[34]，其通過磷脂代謝的影響同樣不容忽視。

3 結(jié) 論

BTH誘抗處理可減少厚皮甜瓜‘玉金香’采后貯藏期間MDA的積累，降低磷脂酶PLC和PLD的基因相對表達量和活力，延緩PLA2活力峰值出現(xiàn)時間；促進膜磷脂成分PC、PI的積累，抑制磷脂代謝產(chǎn)物PA的生成，減緩細胞膜降解。而水因子則促進了MDA在貯藏后期積累，局部激發(fā)了PLA2、PLC和PLD基因相對表達量和活力，水因子處理促進PC、PI的降解和PA的積累，樣品細胞膜完整率降低。作為磷脂代謝產(chǎn)物和香氣代謝前體物質(zhì)之一的不飽和脂肪酸，BTH處理后含量減少，水因子對不飽和脂肪酸含量卻有一定的促進作用，進而影響了甜瓜的香氣代謝。可見，采后BTH處理可通過抑制磷脂組分降解和PLC基因、PLD基因相對表達量及相關(guān)酶活力，從而減少PA和不飽和脂肪酸的生成，進而影響細胞膜完整性及厚皮甜瓜果實的香氣代謝。