摘要:為探討大豆GmKCS27基因的作用,及其在大豆對逆境響應(yīng)中的生物學(xué)功能,利用反轉(zhuǎn)錄-聚合酶鏈反應(yīng)(RT-PCR)技術(shù),從大豆中克隆得到1個編碼3-酮酯酰輔酶A合成酶(3-ketoacyl-CoA synthase,KCS)的基因GmKCS27,采用生物信息學(xué)方法分析其序列特征,并通過公共數(shù)據(jù)庫和qRT-PCR試驗分析其表達(dá)模式,以期為GmKCS27基因的作用及大豆育種研究提供理論依據(jù)。結(jié)果顯示,GmKCS27基因長度為1 542 bp,編碼的蛋白含有513個氨基酸,理論等電點為9.19,為堿性蛋白。GmKCS27蛋白序列存在27個磷酸化位點,2個跨膜結(jié)構(gòu)區(qū)域,且無信號肽,二級結(jié)構(gòu)中α-螺旋占比最高(45.81%),其次是無規(guī)則卷曲(32.94%)、延伸鏈(16.18%),β-轉(zhuǎn)角最少(5.07%);亞細(xì)胞定位預(yù)測該基因編碼的蛋白質(zhì)位于質(zhì)膜。GmKCS27在大豆各器官均有表達(dá),在根中表達(dá)量最高、豆莢中次之、花中較低。非生物脅迫處理和定量分析顯示,該基因?qū)Ω珊岛望}脅迫表現(xiàn)出明顯的表達(dá)響應(yīng)。綜上所述,GmKCS27基因可能在大豆對鹽、干旱脅迫響應(yīng)中發(fā)揮作用。
關(guān)鍵詞:大豆;3-酮酯酰輔酶A合成酶;GmKCS27;基因克?。恍蛄刑卣鳎换虮磉_(dá)
中圖分類號:S188;S565.101" 文獻(xiàn)標(biāo)志碼:A
文章編號:1002-1302(2025)04-0270-07
收稿日期:2023-12-27
基金項目:國家自然科學(xué)基金(編號:32101788);聊城大學(xué)博士科研啟動基金(編號:318052021);聊城大學(xué)大學(xué)生創(chuàng)新創(chuàng)業(yè)訓(xùn)練計劃(編號:S202310447030)。
作者簡介:宮玉杰(2000—),女,山東淄博人,碩士研究生,研究方向為大豆遺傳育種。E-mail:3044727756@qq.com。
通信作者:孫永旺,博士,講師,研究方向為大豆遺傳育種。E-mail:sunyongwang@lcu.edu.cn。
作為固著生長的生物,植物在生長發(fā)育過程中會遭受極端溫度、高鹽、土壤干旱等非生物脅迫以及害蟲、病菌、病毒等生物脅迫。在長期進(jìn)化過程中,為了應(yīng)對不利的環(huán)境條件,植物在生理、生化和細(xì)胞水平上發(fā)展了多種防御機(jī)制,如膜改變、抗氧化劑、角質(zhì)層蠟、滲透物合成、植物激素、苯丙烷衍生化合物的產(chǎn)生、細(xì)胞生長和增殖抑制以及氣孔關(guān)閉[1]。表皮蠟質(zhì)是覆蓋陸生植物表面并與外界環(huán)境接觸的第一道保護(hù)屏障,在非生物和生物脅迫下起著至關(guān)重要的保護(hù)作用[2]。近年來的研究表明,許多植物蠟質(zhì)合成相關(guān)基因參與調(diào)控植物對非生物脅迫的抗性。ECERIFERUM1(CER1)基因參與蠟質(zhì)生物合成途徑,cer1突變體呈現(xiàn)有光澤的綠色莖和改變的蠟烷烴生物合成[3-4]。水稻OsLKP2-OsGI互作負(fù)調(diào)控葉片表面蠟的積累,從而降低對干旱脅迫的抗逆性[5]。蘋果MdCER1-1能夠通過刺激蠟質(zhì)合成相關(guān)基因MdYPB5、MdCER3和MdKCS1的表達(dá)以及提高抗氧化酶活性等方式抵抗干旱脅迫[6]。過表達(dá)多漿旱生植物霸王ZxABCG11基因可以上調(diào)蠟質(zhì)合成相關(guān)基因的表達(dá),增加表皮蠟沉積,同時提高苜蓿的生物量產(chǎn)量、耐旱性和耐熱性[7]。
植物表皮蠟質(zhì)的主要成分是超長鏈脂肪酸(very long chain fatty acid,VLCFA)及其衍生物。VLCFA的生物合成由脂肪酸?;o酶A延長酶復(fù)合體(FAE)催化,該復(fù)合體包括3-酮酰基輔酶A合成酶(KCS)、β-酮酰基輔酶A還原酶(KCR)、β-羥基酰基輔酶A脫水酶(HCD)和反式-2,3-烯酰輔酶A還原酶(ECR)4種酶[8-9]。其中,KCS具有嚴(yán)格的底物特異性和組織表達(dá)特異性,是決定VLCFA最終鏈長和含量的限速酶[10-11]。
KCS在植物中一般以基因家族形式存在,如擬南芥中有21個[12-13]、水稻中有22個[14]、玉米中有26個[15]、大豆中有31個[16]。目前對擬南芥KCS基因家族生理和分子功能方面的研究最為深入,根據(jù)進(jìn)化關(guān)系可將21個AtKCS分為8組[13]。研究表明,擬南芥KCS基因家族的不同成員在生長發(fā)育過程中發(fā)揮著不同的生物功能,如AtKCS1、AtKCS2、AtKCS3、AtKCS4、AtKCS5、AtKCS6、AtKCS16、AtKCS20參與調(diào)節(jié)各類器官中角質(zhì)層蠟質(zhì)的合成[9,17-22]、AtKCS2、AtKCS9、AtKCS20負(fù)責(zé)調(diào)控根部木栓質(zhì)的合成和代謝[9,23-24]、AtKCS18調(diào)控擬南芥種子油分的積累[25]、AtKCS10、AtKCS13對于表皮細(xì)胞的發(fā)育發(fā)揮著不可或缺的作用[26-27]。AtKCS4屬于α亞組,主要在莖和根的頂端分生組織、葉脈、成熟和萌發(fā)的花粉粒以及發(fā)育的胚中表達(dá)。AtKCS4定位于內(nèi)質(zhì)網(wǎng),對C22和C24長度的VLCFA具有底物特異性,能夠催化合成C24和C26類型的VLCFA,敲除AtKCS4可抑制花粉管伸長和根的生長[20]。最近的一項研究表明,AtKCS4在高溫和黑暗條件下脂質(zhì)代謝調(diào)控中起關(guān)鍵作用[28]。
大豆(Glycine max)富含蛋白質(zhì)、脂肪、維生素、碳水化合物,具有極高的營養(yǎng)價值和經(jīng)濟(jì)價值,是世界上最重要的糧食和油料作物之一。目前,我國大豆產(chǎn)量依然不足,對外依存度超過80%,為世界最大的大豆進(jìn)口國[29]。非生物脅迫嚴(yán)重影響著大豆的產(chǎn)量和品質(zhì),大豆抗逆基因的挖掘及其調(diào)控機(jī)制解析對大豆育種具有重要意義。本研究通過同源比對,找到1個擬南芥AtKCS4的同源基因GmKCS27,對GmKCS27基因進(jìn)行克隆并分析GmKCS27編碼蛋白的理化性質(zhì),研究非生物脅迫下其在根和葉片中的表達(dá)模式,為進(jìn)一步解析GmKCS27基因在大豆對逆境響應(yīng)中的生物學(xué)功能提供理論基礎(chǔ)。
1 材料與方法
1.1 試驗材料
2023年9月,將大豆Williams 82品種種植在聊城大學(xué)農(nóng)學(xué)與農(nóng)業(yè)工程學(xué)院25 ℃恒溫培養(yǎng)室內(nèi),培養(yǎng)2周后進(jìn)行脅迫處理。分別使用100 mmol/L NaCl與10%聚乙二醇6000(PEG-6000)處理幼苗[30-31]。將其置于4 ℃培養(yǎng)箱進(jìn)行低溫脅迫處理,置于37 ℃培養(yǎng)箱進(jìn)行高溫脅迫處理。處理24 h后取大豆根和葉片,用錫紙包裹后立即用液氮速凍,保存于-80 ℃冰箱內(nèi)備用。所有樣本均設(shè)置3次生物學(xué)重復(fù)。
1.2 GmKCS27基因的克隆
使用FastPure Universal Plant Total RNA Isolation Kit總RNA提取試劑盒(南京諾唯贊生物科技有限公司),從保存的大豆根部和葉片樣品中提取RNA,并用瓊脂糖凝膠電泳檢測所提RNA的質(zhì)量。由NCBI數(shù)據(jù)庫(https://www.ncbi.nlm.nih.gov/)檢索出GmKCS27基因的編碼區(qū)序列,使用在線工具DNAMAN設(shè)計目的基因的特異性引物,上游引物命名為 GmKCS27-F(5′-AGCTGGATCCATGACAGTGACGAGTGGAGAAGAAGA-3′)、下游引物命名為GmKCS27-R(5′-AGCTGGATCCCTATGTGACTATTTCCACAGGATACTT-3′),由北京擎科生物科技股份有限公司合成。以反轉(zhuǎn)錄產(chǎn)生的cDNA為模板進(jìn)行PCR擴(kuò)增,反應(yīng)體系為50 μL,反應(yīng)條件為95 ℃預(yù)變性 3 min;95 ℃變性30 s,59 ℃退火30 s,72 ℃延伸 1 min,34個循環(huán);72 ℃延伸5 min。擴(kuò)增產(chǎn)物用1%瓊脂糖凝膠電泳檢測后切膠回收,提純后將目的片段連接到克隆載體(pCAMBIA1300),熱激轉(zhuǎn)化入大腸桿菌感受態(tài)細(xì)胞DH5α中。經(jīng)帶有50 μg/mL Kanamycin抗性LB培養(yǎng)基篩選出多個陽性克隆,選擇單菌落進(jìn)行PCR檢測后送至北京擎科生物科技股份有限公司進(jìn)行測序。
1.3 生物信息學(xué)分析
基因基本信息在NCBI上搜索獲得,使用ExPASy、SOPMA、Swiss-Model、NetPhos 3.1、Plant-mPLoc、STRING等在線分析工具對GmKCS27蛋白的理化性質(zhì)、二級結(jié)構(gòu)、三級結(jié)構(gòu)、磷酸化位點、亞細(xì)胞定位、蛋白互作等進(jìn)行預(yù)測分析。具體網(wǎng)址和軟件名稱見表1。
1.4 GmKCS27基因表達(dá)模式分析
根據(jù)GmKCS27基因序列,經(jīng)DNAMAN軟件設(shè)計cDNA擴(kuò)增的上、下游引物,使用 Bio-Rad CFX96系統(tǒng)進(jìn)行熒光定量PCR(qRT-PCR)擴(kuò)增。以基因GmACTIN作為參考基因,采用2-ΔΔCT方法計算大豆根和葉片中GmKCS27基因的相對表達(dá)量。
2 結(jié)果與分析
2.1 GmKCS27基因的克隆與測序
根據(jù)基因編碼區(qū)序列設(shè)計GmKCS27基因特異性引物,以大豆根和葉片為材料提取總RNA,通過逆轉(zhuǎn)錄獲得cDNA,將其作為模板對基因GmKCS27進(jìn)行PCR擴(kuò)增,PCR產(chǎn)物用瓊脂糖凝膠電泳進(jìn)行檢測,結(jié)果顯示片段大小約為1 500 bp(圖1),與預(yù)期基因片段大小相符,測序結(jié)果表明克隆得到的GmKCS27基因片段為1 542 bp,編碼513個氨基酸(圖2)。
2.2 GmKCS27蛋白質(zhì)一級結(jié)構(gòu)分析
利用在線軟件ExPASy(https://www.expasy.org/)對GmKCS27蛋白的理化性質(zhì)進(jìn)行分析,結(jié)果顯示,蛋白分子式為C2 596H4 105N707O718S22,由20種常見的氨基酸組成,其中含量最高的為亮氨酸(Leu),占到總含量的12.3%;含量最低的為色氨酸(Trp),僅占總含量 的1.2%(表2)。原子總數(shù)為 8 148,分子量為57.41 ku,不穩(wěn)定系數(shù)為39.88,脂肪系數(shù)為100.16,推測其為穩(wěn)定蛋白。帶負(fù)電荷的殘基數(shù)量為44,帶正電荷的殘基數(shù)量為57,理論等電點為9.19,表明GmKCS27屬于堿性蛋白。
通過在線工具ExPASy的ProtScale,分析GmKCS27蛋白的親/疏水性,結(jié)果(圖3-A)顯示,蛋白序列長度為513 aa;在第56位達(dá)到疏水性最高峰,疏水指數(shù)為3.256; 在第308位達(dá)到親水性最高
峰,親水指數(shù)為2.778,總平均親水指數(shù)為0.029,因此推測GmKCS27蛋白屬于親水性蛋白。
使用在線軟件NetPhos 3.1對GmKCS27蛋白序列中氨基酸殘基潛在的磷酸化位點進(jìn)行預(yù)測,結(jié)果(圖3-B)顯示:該蛋白可能存在27個磷酸化位點,其中包括22個絲氨酸(Ser)位點,13個酪氨酸(Tyr)位點,5個蘇氨酸(Thr)位點,表明該蛋白在發(fā)生磷酸化時,以絲氨酸的磷酸化為主。
2.3 GmKCS27蛋白的二級、三級結(jié)構(gòu)預(yù)測
利用在線工具SOPMA對GmKCS27蛋白進(jìn)行二級結(jié)構(gòu)預(yù)測分析,結(jié)果(圖4-A)顯示:GmKCS27蛋白的多肽鏈組成成分中,α-螺旋最多,由235個氨基酸組成,占比為45.81%,其次是無規(guī)則卷曲,由169個氨基酸組成,占比為32.94%,延伸鏈有83個氨基酸,占比為16.18%,β-轉(zhuǎn)角最少,只有26個氨基酸,占比為5.07%。通過在線工具SWISS-MODLE對GmKCS27蛋白的513個氨基酸進(jìn)行蛋白三級結(jié)構(gòu)預(yù)測,得到3D結(jié)構(gòu)(圖4-B)。
2.4 GmKCS27蛋白的信號肽、跨膜結(jié)構(gòu)預(yù)測及亞細(xì)胞定位分析
利用Novopro在線工具對GmKCS27蛋白進(jìn)行信號肽分析,發(fā)現(xiàn)無信號肽結(jié)構(gòu)(圖5-A),說明該蛋白不屬于分泌型蛋白。使用在線軟件TMHMM對GmKCS27蛋白進(jìn)行跨膜預(yù)測分析,結(jié)果表明,該蛋白具有2個跨膜結(jié)構(gòu)區(qū)域(圖5-B)。利用在線工具Plant-mPLoc對GmKCS27蛋白進(jìn)行亞細(xì)胞定位預(yù)測,結(jié)果顯示,該蛋白最有可能在質(zhì)膜上發(fā)揮其相應(yīng)作用。
2.5 蛋白互作分析
蛋白互作分析是一種重要的生物信息學(xué)分析方法,通過系統(tǒng)性地揭示生物體內(nèi)蛋白質(zhì)相互作用形成的網(wǎng)絡(luò),從而了解這些蛋白的作用。使用STRING在線工具進(jìn)行了蛋白質(zhì)互作分析預(yù)測,結(jié)果顯示GmKCS27蛋白與Glyma.07G147000、Glyma.18G134800、Glyma.08G261100、Glyma.11G250400等蛋白存在互作關(guān)系(圖6)。使用Phytozome數(shù)據(jù)庫查詢各個互作蛋白的功能,結(jié)果(表3)顯示,GmKCS27與3-羥基?;o酶A脫水酶、3-酮?;o酶A合成酶等FAE組分存在互作,與預(yù)期相符。
2.6 GmKCS27的組織和脅迫表達(dá)模式分析
從Phytozome數(shù)據(jù)庫中下載GmKCS27在大豆各組織的FPKM數(shù)據(jù),結(jié)果顯示,GmKCS27在根中表達(dá)量最高,其次是豆莢,在花中的表達(dá)量最低(圖7-A)。為了進(jìn)一步分析GmKCS27的生物學(xué)功能,對大豆植株進(jìn)行低溫、高溫、高鹽和干旱處理,并分析根和葉片中GmKCS27基因在不同脅迫下的相對
表達(dá)水平。結(jié)果顯示,在高溫和低溫條件下,GmKCS27在葉片和根中的表達(dá)量與對照相比,均有顯著變化,但均未超過2倍。在高鹽條件下,GmKCS27在葉片和根中均極顯著上調(diào)表達(dá),葉片中表達(dá)水平上調(diào)了近1倍,而根中表達(dá)水平上調(diào)了近29倍。在干旱條件下,葉片和根中GmKCS27相對表達(dá)量分別上調(diào)5、13倍(圖7-B)。
3 討論與結(jié)論
大豆含有豐富的植物蛋白,是食品糧油的主要來源,中國重要的糧食作物之一,至今已有5 000多年的歷史。但由于經(jīng)受多種不良環(huán)境脅迫, 尤其是
高溫、低溫、高鹽、干旱等嚴(yán)重影響了大豆的生長發(fā)育[32]。因此,提高大豆的抗逆性具有重要的生產(chǎn)意義[33]。在前人研究中,一些KCS基因已被證實在非生物脅迫響應(yīng)中起著至關(guān)重要的調(diào)節(jié)作用[24,34]。
本研究從大豆W82品種中克隆得到了GmKCS27基因,其序列大小為1 542 bp,分析結(jié)果表明,GmKCS27基因編碼513個氨基酸,理論等電點為9.19。GmKCS27蛋白存在27個磷酸化位點,2個跨膜結(jié)構(gòu)區(qū)域,無信號肽,二級結(jié)構(gòu)中α-螺旋占比最高;亞細(xì)胞定位預(yù)測該基因編碼的蛋白位于質(zhì)膜,GmKCS27在根中表達(dá)量最高,qRT-PCR結(jié)果表明,GmKCS27基因響應(yīng)干旱、鹽脅迫,初步判斷該基因?qū)Υ蠖沟姆巧锩{迫應(yīng)答起著重要作用。
已有研究表明,KCS基因參與調(diào)節(jié)植物對非生物脅迫(干旱和鹽)以及植物激素的響應(yīng)[34]。Lian等研究發(fā)現(xiàn),在干旱脅迫處理下1 h蘋果KCS12和KCS24上調(diào)5~10倍,KCS24基因的表達(dá)量在鹽脅迫處理下24 h后達(dá)到峰值,表達(dá)量上調(diào)12倍[35],表明植物可能通過調(diào)節(jié)相關(guān)KCS基因的表達(dá)水平來響應(yīng)干旱和鹽脅迫并增強(qiáng)耐受性[35]。與上述研究結(jié)果相似,本次試驗中,在干旱脅迫下24 h大豆葉片和根中GmKCS27相對表達(dá)量分別上調(diào)5、13倍,在鹽脅迫處理下24 h大豆葉片中GmKCS27表達(dá)水平上調(diào)了近1倍,而根中表達(dá)水平上調(diào)了近29倍,據(jù)此可以推斷大豆經(jīng)受干旱和鹽脅迫時,可能通過調(diào)節(jié)KCS27基因的表達(dá)增強(qiáng)耐受性。BnKCS1-1、BnKCS1-2和BnCER1-2在甘藍(lán)型油菜中的過表達(dá)增加了葉片表面的蠟晶體密度,并且水分損失率降低,同時耐旱性增加,這在轉(zhuǎn)基因植物中得到增強(qiáng)[36]。本研究通過克隆GmKCS27基因,并對基因表達(dá)進(jìn)行了初步分析,通過實時熒光定量PCR分析了GmKCS27在不同非生物脅迫條件下的表達(dá)模式。研究了GmKCS27對非生物脅迫耐受性的響應(yīng),研究結(jié)果為GmKCS27基因的作用及大豆育種研究提供了理論依據(jù)。
參考文獻(xiàn):
[1]Khan S A,Li M Z,Wang S M,et al. Revisiting the role of plant transcription factors in the battle against abiotic stress[J]. International Journal of Molecular Sciences,2018,19(6):1634.
[2]Zhang J Y,Zhu J F,Yang L Y,et al. Mapping of the waxy gene in Brassica napus L.via bulked segregant analysis (BSA) and whole-genome resequencing[J]. Agronomy,2023,13(10):2611.
[3]Bourdenx B,Bernard A,Domergue F,et al. Overexpression of Arabidopsis ECERIFERUM1 promotes wax very-long-chain alkane biosynthesis and influences plant response to biotic and abiotic stresses[J]. Plant Physiology,2011,156(1):29-45.
[4]Bernard A,Domergue F,Pascal S,et al. Reconstitution of plant alkane biosynthesis in yeast demonstrates that Arabidopsis ECERIFERUM1 and ECERIFERUM3 are core components of a very-long-chain alkane synthesis complex[J]. The Plant Cell,2012,24(7):3106-3118.
[5]Shim Y,Seong G,Choi Y,et al. Suppression of cuticular wax biosynthesis mediated by rice lov kelch repeat protein 2 supports a negative role in drought stress tolerance[J]. Plant,Cell amp; Environment,2023,46(5):1504-1520.
[6]Gao Y L,Zhang Z X,Cheng J,et al. Genome-wide identification of the CER1 gene family in apple and response of MdCER1-1 to drought stress[J]. Functional amp; Integrative Genomics,2022,23(1):17.
[7]Liu L B,Bao A K,Li H J,et al. Overexpression of ZxABCG11 from Zygophyllum xanthoxylum enhances tolerance to drought and heat in alfalfa by increasing cuticular wax deposition[J]. The Crop Journal,2023,11(4):1140-1151.
[8]Bach L,F(xiàn)aure J D. Role of very-long-chain fatty acids in plant development,when chain length does matter[J]. Comptes Rendus Biologies,2010,333(4):361-370.
[9]Kim J,Jung J H,Lee S B,et al. Arabidopsis 3-ketoacyl-coenzyme a synthase9 is involved in the synthesis of tetracosanoic acids as precursors of cuticular waxes,suberins,sphingolipids,and phospholipids[J]. Plant Physiology,2013,162(2):567-580.
[10]Shi J H,Lang C X,Wang F L,et al. Depressed expression of FAE1 and FAD2 genes modifies fatty acid profiles and storage compounds accumulation in Brassica napus seeds[J]. Plant Science,2017,263:177-182.
[11]Ozseyhan M E,Kang J L,Mu X P,et al. Mutagenesis of the FAE1 genes significantly changes fatty acid composition in seeds of Camelina sativa[J]. Plant Physiology and Biochemistry,2018,123:1-7.
[12]Costaglioli P,Joubès J,Garcia C,et al. Profiling candidate genes involved in wax biosynthesis in Arabidopsis thaliana by microarray analysis[J]. Biochimica et Biophysica Acta,2005,1734(3):247-258.
[13]Joubès J,Raffaele S,Bourdenx B,et al. The VLCFA elongase gene family in Arabidopsis thaliana:phylogenetic analysis,3D modelling and expression profiling[J]. Plant Molecular Biology,2008,67(5):547-566.
[14]Yang L W,F(xiàn)ang J C,Wang J X,et al. Genome-wide identification and expression analysis of 3-ketoacyl-CoA synthase gene family in rice (Oryza sativa L.) under cadmium stress[J]. Frontiers in Plant Science,2023,14:1222288.
[15]Campbell A A,Stenback K E,F(xiàn)lyckt K,et al. A single-cell platform for reconstituting and characterizing fatty acid elongase component enzymes[J]. PLoS One,2019,14(3):e0213620.
[16]Gong Y J,Wang D Y,Xie H J,et al. Genome-wide identification and expression analysis of the KCS gene family in soybean (Glycine max) reveal their potential roles in response to abiotic stress[J]. Frontiers in Plant Science,2023,14:1291731.
[17]Todd J,Post-Beittenmiller D,Jaworski J G. KCS1 encodes a fatty acid elongase 3-ketoacyl-CoA synthase affecting wax biosynthesis in Arabidopsis thaliana[J]. Plant Journal,1999,17(2):119-130.
[18]Fiebig A,Mayfield J A,Miley N L,et al. Alterations in CER6,a gene identical to CUT1,differentially affect long-chain lipid content on the surface of pollen and stems[J]. The Plant Cell,2000,12(10):2001-2008.
[19]Hegebarth D,Buschhaus C,Joubès J,et al. Arabidopsis ketoacyl-CoA synthase 16 (KCS16) forms C36/C38 acyl precursors for leaf trichome and pavement surface wax[J]. Plant,Cell amp; Environment,2017,40(9):1761-1776.
[20]Kim J,Lee S B,Suh M C. Arabidopsis 3-ketoacyl-CoA synthase 4 is essential for root and pollen tube growth[J]. Journal of Plant Biology,2021,64(2):155-165.
[21]Huang H D,Ayaz A,Zheng M L,et al. Arabidopsis KCS5 and KCS6 play redundant roles in wax synthesis[J]. International Journal of Molecular Sciences,2022,23(8):4450.
[22]Huang H D,Yang X P,Zheng M L,et al. An ancestral role for 3-KETOACYL-COA SYNTHASE3 as a negative regulator of plant cuticular wax synthesis[J]. The Plant Cell,2023,35(6):2251-2270.
[23]Franke R,Hfer R,Briesen I,et al. The DAISY gene from Arabidopsis encodes a fatty acid elongase condensing enzyme involved in the biosynthesis of aliphatic suberin in roots and the chalaza-micropyle region of seeds[J]. The Plant Journal,2009,57(1):80-95.
[24]Lee S B,Jung S J,Go Y S,et al. Two Arabidopsis 3-ketoacyl CoA synthase genes,KCS20 and KCS2/DAISY,are functionally redundant in cuticular wax and root suberin biosynthesis,but differentially controlled by osmotic stress[J]. Plant J,2009,60:462-475.
[25]James D W Jr,Lim E,Keller J,et al. Directed tagging of the Arabidopsis FATTY ACID ELONGATION1 (FAE1) gene with the maize transposon activator[J]. The Plant Cell,1995,7(3):309-319.
[26]Gray J E,Holroyd G H,van der Lee F M,et al. The HIC signalling pathway links CO2 perception to stomatal development[J]. Nature,2000,408(6813):713-716.
[27]Pruitt R E,Vielle-Calzada J P,Ploense S E,et al. FIDDLEHEAD,a gene required to suppress epidermal cell interactions in Arabidopsis,encodes a putative lipid biosynthetic enzyme[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America,2000,97(3):1311-1316.
[28]Luzarowska U,Ru A K,Joubès J,et al. Hello darkness,my old friend:3-ketoacyl-coenzyme a synthase4 is a branch point in the regulation of triacylglycerol synthesis in Arabidopsis thaliana[J]. The Plant Cell,2023,35(6):1984-2005.
[29]田志喜,劉寶輝,楊艷萍,等. 我國大豆分子設(shè)計育種成果與展望[J]. 中國科學(xué)院院刊,2018,33(9):915-922.
[30]Wang L,Qiu T Q,Yue J R,et al. Arabidopsis ADF1 is regulated by MYB73 and is involved in response to salt stress affecting actin filament organization[J]. Plant amp; Cell Physiology,2021,62(9):1387-1395.
[31]Ma J,Dai J X,Liu X W,et al. Genome-wide and expression analysis of B-box gene family in pepper[J]. BMC Genomics,2021,22(1):883.
[32]王興榮,張彥軍,李 玥,等. 干旱脅迫對大豆生長的影響及抗旱性評價方法與指標(biāo)篩選[J]. 植物遺傳資源學(xué)報,2018,19(1):49-56.
[33]Qiu P C,Du Y C,Song M G,et al. Genetic overlap between salt and low-temperature tolerance loci at germination stage of soybean[J]. Engineering Sciences,2013,11(5):37-40.
[34]Lee S B,Suh M C. Cuticular wax biosynthesis is up-regulated by the MYB94 transcription factor in Arabidopsis[J]. Plant amp; Cell Physiology,2015,56(1):48-60.
[35]Lian X Y,Wang X,Gao H N,et al. Genome wide analysis and functional identification of MdKCS genes in apple[J]. Plant Physiology and Biochemistry,2020,151:299-312.
[36]Wang Y M,Jin S R,Xu Y,et al. Overexpression of BnKCS1-1,BnKCS1-2,and BnCER1-2 promotes cuticular wax production and increases drought tolerance in Brassica napus[J]. The Crop Journal,2020,8(1):26-37.