范金旭， 王 靜， 薛 玉， 周中凱

（天津科技大學(xué)食品科學(xué)與工程學(xué)院，天津 300457）

藜麥（Chenopodium quinoa）原產(chǎn)于南美洲安第斯山脈地區(qū)，在當(dāng)?shù)赜?000 余年的種植歷史，是印第安土著的傳統(tǒng)食物[1-2]。 與其他谷物相比，藜麥氨基酸組成豐富，聯(lián)合國糧食及農(nóng)業(yè)組織（FAO）推薦藜麥為可以滿足人體全部基本物質(zhì)的完美營養(yǎng)食物[3]。藜麥不含麩質(zhì)，升糖指數(shù)較低（GI 為35 左右），老人、小孩及高血糖、高血脂人群均可食用[4-6]。

藜麥的外殼中存在一種被稱為皂苷的糖苷化合物，皂苷味苦，食用前需要除去[7]。 傳統(tǒng)的皂苷去除方法是把藜麥浸泡在自來水中互相搓洗，但是這種方法耗水量大[8]。 而擠壓膨化作為一種熟化的處理方式，可以有效降低藜麥中的皂苷[9]，但也會(huì)對(duì)其中的酚類等生物活性物質(zhì)造成破壞，會(huì)在擠壓膨化過程中由于高溫、 高壓和高剪切力的作用發(fā)生分解、脫羧以至于受到破壞，某些酚類物質(zhì)和單寧類物質(zhì)也會(huì)發(fā)生聚合， 導(dǎo)致相應(yīng)的抗氧化能力下降。Zeng 等優(yōu)化了擠壓過程中的變量[10]，如溫度、螺桿轉(zhuǎn)速、水分質(zhì)量分?jǐn)?shù)，目的是使擠壓產(chǎn)品獲得理想的口感和物理化學(xué)特性。耐高溫α-淀粉酶是一類催化α-1，4 糖苷鍵水解的淀粉水解酶，是現(xiàn)已廣泛應(yīng)用于食品工程的酶。1980 年以來就有研究人員將耐高溫α-淀粉酶應(yīng)用于擠壓膨化處理，目的是當(dāng)擠壓機(jī)作為生物反應(yīng)器時(shí)獲得更好的淀粉液化效果。2004 年Van 等通過在擠壓過程中添加耐高溫α-淀粉酶，發(fā)現(xiàn)加酶擠出樣品的流變學(xué)特性會(huì)因?yàn)槊傅淖饔枚l(fā)生變化[11]。Xu 等發(fā)現(xiàn)在糙米以及大米擠壓過程中添加耐高溫α-淀粉酶對(duì)總酚起到保護(hù)作用[12]。

由于藜麥在我國種植時(shí)間不長，并且其中的皂苷會(huì)對(duì)口感產(chǎn)生不利的影響，導(dǎo)致國內(nèi)對(duì)藜麥產(chǎn)品精深加工較少。作者探討了添加耐高溫α-淀粉酶對(duì)擠壓膨化產(chǎn)物的理化性質(zhì)以及酚類物質(zhì)的影響，在擠壓膨化的過程中保護(hù)了藜麥中的活性物質(zhì)。 而耐高溫α-淀粉酶與擠壓工藝耦合處理也是微生物發(fā)酵的一種很好的前處理方法，為后續(xù)藜麥的微生物發(fā)酵產(chǎn)品提供了途徑。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

紅色藜麥：安第優(yōu)谷（廈門）商貿(mào)有限公司；高溫α-淀粉酶：諾維信（中國）投資有限公司；無水甲醇、福林酚、沒食子酸（GAE）等：上海源葉生物科技有限公司；碳酸鈉、鹽酸、醋酸鈉等：均為分析純，天津市風(fēng)船化學(xué)試劑科技有限公司。

1.2 儀器與設(shè)備

SLG30-IV 雙螺桿試驗(yàn)機(jī)： 山東賽百諾機(jī)械有限公司；FW100 高速磨粉機(jī)： 天津泰斯特儀器有限公司；US1510 掃描電子顯微鏡： 捷克泰思肯儀器公司；Bettersize 2600 激光粒徑分析儀：丹東百特儀器公司；IS50 傅里葉紅外光譜儀： 賽默飛世爾科技公司；TechMaster2 快速黏度分析儀： 瑞典Perten 儀器公司；Epoch2 酶標(biāo)儀： 美國Thermo 公司；1260 InfinityⅡ高效液相色譜儀、 色譜柱HP-INNOWAX（60 m×0.25 mm×0.25 um）： 美國安捷倫科技有限公司。

1.3 實(shí)驗(yàn)方法

1.3.1 樣品制備 利用高速磨粉機(jī)將藜麥進(jìn)行破碎并過40 目篩得到藜麥粉。 用雙螺桿擠壓膨化機(jī)對(duì)藜麥粉進(jìn)行處理， 擠壓參數(shù)參照張婷等的方法[13]并略作修改，Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ、Ⅳ區(qū)擠壓溫度分別為70、90、110、140 ℃；調(diào)節(jié)水分至質(zhì)量分?jǐn)?shù)20%；螺桿轉(zhuǎn)速為25 Hz。膨化后的藜麥用高速磨粉機(jī)進(jìn)行破碎，過60 目篩得到擠壓膨化的藜麥粉。 酶添加量參照Xu 等的方法[12]并略作修改，添加質(zhì)量分?jǐn)?shù)為0、0.05%、0.10%、0.30%、1.00%。 其中未處理樣品記為RAW、傳統(tǒng)擠壓樣品記為TE、酶聯(lián)擠壓處理樣品根據(jù)酶濃度記為EE-0.5、EE-1、EE-3、EE-10。

1.3.2 擠壓對(duì)吸水性、水溶性指數(shù)的影響 參照馮飛等的方法并稍作修改[14]，稱取1 g 樣品（W0）至恒重的離心管（W1）中，加入10 mL 蒸餾水，攪拌至樣品完全分散，置于30 ℃水浴保溫30 min，每10 min振蕩一次。 保溫結(jié)束后以3000 r/min 轉(zhuǎn)速離心15 min，將上清液倒入恒重的平面皿（W2）中，烘干稱質(zhì)量（W3），將離心管和下層沉淀稱質(zhì)量（W4）。 計(jì)算公式如下：

式中：IA為吸水性指數(shù)，%；IS為水溶性指數(shù)，%；W0為樣品質(zhì)量，g；W1為離心管質(zhì)量，g；W2為平面皿質(zhì)量，g；W3為烘干后平面皿質(zhì)量，g；W4為離心管和下層沉淀質(zhì)量，g。

1.3.3 擠壓對(duì)微觀結(jié)構(gòu)影響 參照肖悅等的方法并稍作修改[15]，采用掃描電子顯微鏡（SU1510）觀察藜麥樣品的微觀結(jié)構(gòu)。 將樣品進(jìn)行噴金處理，之后在40 kV 下進(jìn)行觀察。

1.3.4 擠壓對(duì)粒徑的影響 參照Liu 等的方法并稍作修改[16]，使用激光粒徑分析儀（Bettersize 2600）測定，將樣品分散在攪拌池中，設(shè)定循環(huán)泵轉(zhuǎn)速為1600 r/min，遮光范圍10%～15%，檢測結(jié)果由儀器專用軟件對(duì)結(jié)果進(jìn)行分析。

1.3.5 傅里葉紅外光譜分析 參照Blan 等的方法并略作修改[17]，使用傅里葉紅外光譜儀（IS50）進(jìn)行測定，將1 mg 樣品與150 mg KBr 于研缽中研磨，充分研磨后置于紅外光譜儀，掃描范圍為4000 cm-1～500 cm-1，共掃描32 次，分辨率為4 cm-1。

1.3.6 快速黏度分析 參照鄭排云的方法并稍作修改[18]，將3 g 樣品與25 mL 蒸餾水在鋁制罐中混合，待樣品完全分散后使用快速黏度分析儀進(jìn)行測定。 儀器按照如下程序運(yùn)行，50 ℃保持1 min，以恒速上升到95 ℃（3.8 min），保持2.5 min，再以恒速下降到50 ℃（3.8 min）， 保持1.4 min。 攪拌器在起始10 s 內(nèi)轉(zhuǎn)速為960 r/min，之后保持在160 r/min。

1.3.7 擠壓對(duì)總酚、總黃酮質(zhì)量分?jǐn)?shù)以及抗氧化能力的影響 酚類提?。?參照Yu 等的方法并略作修改[19]，將0.2 g 樣品放置于10 mL 離心管中，加入5 mL 甲醇，在50 ℃下超聲提取90 min，將混合物在4 ℃以10000 r/min 離心10 min， 收集上清液作為游離酚提取液。 向殘留物中加入5 mL 的4 mol/L NaOH 溶液，30 ℃在220 r/min 搖床中水解4 h，將混合物在4 ℃以10000 r/min 離心10 min， 收集上清液于50 mL 離心管中， 用6 mol/L HCl 溶液將上清液的pH 調(diào)至1.5～2.0，并用10 mL 乙酸乙酯萃取結(jié)合的酚類化合物，萃取3 次。 將萃取液在35 ℃下旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)干燥后，向燒瓶中加入5 mL 甲醇，超聲處理以溶解提取物，所得提取物為結(jié)合酚，與先前提取的游離酚混合后作為總酚提取物在-20 ℃儲(chǔ)存?zhèn)溆谩?/p>

總酚質(zhì)量分?jǐn)?shù)的測定：參照李靜等的方法并略作修改[20]，取200 μL 酚類提取液加入200 μL 的0.25 mol/L 福林酚試劑，避光反應(yīng)3 min，加400 μL質(zhì)量分?jǐn)?shù)15%Na2CO3溶液進(jìn)行中和反應(yīng)，25 ℃保溫30 min， 在760 nm 處測定吸光度， 并以沒食子酸（GAE） 制作標(biāo)準(zhǔn)曲線：y=12.949x+0.2671 （R2=0.993）。 樣品以每克干質(zhì)量樣品中沒食子酸的質(zhì)量分?jǐn)?shù)表示。

總黃酮質(zhì)量分?jǐn)?shù)的測定：參照高秀印等并略作修改[21]，取200 μL 酚類提取液加入100 μL 的5 g/dL NaNO2溶液。反應(yīng)6 min 后加100 μL 質(zhì)量分?jǐn)?shù)10%Al（NO3）3溶液。靜置6 min，加800 μL 質(zhì)量分?jǐn)?shù)4%NaOH 溶液，繼續(xù)靜置15 min，在510 nm 處測定吸光度， 并以蘆丁（CE） 制作標(biāo)準(zhǔn)曲線：y=0.8725x+0.0528（R2=0.998）。 樣品以蘆丁質(zhì)量分?jǐn)?shù)計(jì)（mg/g）。

ABTS 自由基清除能力的測定： 參照Ti 等的方法并略作修改[22]，將7 mmol/L ABTS 溶液與2.45 mmol/L K2S2O2溶液以體積比1∶1 混合， 反應(yīng)12～16 h，制成ABTS＋儲(chǔ)備液。使用前，用甲醇稀釋25 倍，使其在734 nm 處的吸光度為0.70±0.02。將200 μL 酚類提取物與3 mL ABTS＋儲(chǔ)備液混合6 min， 在734 nm 處測定其吸光度， 并以水溶性維生素E 制作標(biāo)準(zhǔn)曲線，標(biāo)準(zhǔn)曲線為：y=-0.95x+0.678（R2=0.998）。結(jié)果以水溶性維生素E 質(zhì)量摩爾濃度表示（μmol/kg）。

鐵氰化鉀法（FRAP）總還原能力的測定：參照Xu 等的方法并略作修改[12]，將300 mmol/L 乙酸鈉緩沖液（pH 3.6）、10 mmol/L TPTZ 溶液和20 mmol/L FeCl3溶液以體積比10∶1∶1 混合配制FRAP 工作液。取10 μL 酚類提取液， 加入1 mL 預(yù)熱過的FRAP工作液，37 ℃反應(yīng)5 min，在593 nm 處測定吸光度。并以水溶性維生素E 制作標(biāo)準(zhǔn)曲線， 標(biāo)準(zhǔn)曲線如下：y=0.2531x+0.1026（R2=0.999）。結(jié)果以水溶性維生素E 質(zhì)量摩爾濃度表示（μmol/kg）。

DPPH 自由基清除能力測定：參照Yu 等的方法并略作修改[23]，將0.25 mL 酚類提取物加入3.75 mL甲醇中， 然后加入1 mL 的0.2 mmol/L DPPH·至甲醇溶液中，避光反應(yīng)30 min，在517 nm 處測定其吸光度，并以水溶性維生素E 制作標(biāo)準(zhǔn)曲線，標(biāo)準(zhǔn)曲線為：y=-0.4608x+0.6354（R2=0.998）。 結(jié)果以水溶性維生素E 質(zhì)量摩爾濃度表示（μmol/kg）。

1.3.8 擠壓對(duì)酚酸含量的影響 總酚的提取參考Ge 等的方法[24]并略作改動(dòng)，將10 g 樣品用甲醇超聲提取90 min 后離心取上清液，重復(fù)提取3 次，將提取液在45 ℃旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)干燥后， 用水溶出并真空冷凍干燥得到酚類提取物。 將酚類提取物溶于色譜級(jí)甲醇并過0.22 μm 微孔膜。

HPLC 測定酚類化合物參考Cai 等的方法并略作改動(dòng)，采用Apollo C18色譜柱（4.6 mm×250 mm×5 μm），流動(dòng)相A 為體積分?jǐn)?shù)1%冰乙酸，流動(dòng)相B為色譜級(jí)無水甲醇[25]，洗脫程序：體積分?jǐn)?shù)90% A和10% B（0 min）、65% A 和35% B（30 min）、50%A 和50% B （55 min）、40% A 和60% B （60 min）、90% A 和10% B（65 min）、90%A 和10%B（70 min），進(jìn)樣量為10 μL，流量為0.6 mL/min，柱溫為30 ℃，檢測波長為280 nm。

1.4 數(shù)據(jù)處理

采用Origin 2018 以及SPSS 22 對(duì)實(shí)驗(yàn)數(shù)據(jù)進(jìn)行處理及統(tǒng)計(jì)分析， 顯著性差異水平為P＜0.05，所有實(shí)驗(yàn)均重復(fù)3 次。

2 結(jié)果與分析

2.1 擠壓對(duì)吸水性、水溶性指數(shù)的影響

吸水性指數(shù)（IA）和水溶性指數(shù)（IS）可以描述擠壓產(chǎn)品的分子損傷程度，是微生物發(fā)酵的關(guān)鍵[26]。由表1 可以發(fā)現(xiàn)，樣品的IA，經(jīng)傳統(tǒng)擠壓后由2.02 上升至4.84，經(jīng)加酶擠壓后隨酶濃度的增加從4.52 下降至3.19。 樣品的IS，經(jīng)傳統(tǒng)擠壓后由0.13 下降至0.08，經(jīng)加酶擠壓后隨酶濃度的增加從0.11 上升至0.29。 擠出物的IA反映了淀粉的持水能力，TE 的IA最高，這可能是由于淀粉在擠壓過程的高溫、高壓和高剪切力下， 降解為大量親水基團(tuán)的糊精分子。隨著酶濃度的增加，EE 的IA降低。 證明酶促進(jìn)了淀粉的水解，產(chǎn)生了更多的可溶性小分子物質(zhì)。 TE 的IS降低約一半， 而隨著酶濃度增加，EE 的IS從0.11逐漸升高到0.29。 EE 的IS上升主要是因?yàn)闃悠反蠓肿游镔|(zhì)降解為大量可溶性小分子物質(zhì)。 并且這種IS升高的現(xiàn)象會(huì)影響擠出物的抗氧化性能， 因?yàn)闃悠分幸恍┟览庐a(chǎn)物（MRP）是由氨基酸與酶解產(chǎn)生的還原糖作用生成的， 而這些水溶性MRP 具有抗氧化性[27]。

表1 藜麥樣品吸水性和水溶性指數(shù)Table 1 Water-absorption and water-soluble index of quinoa samples

2.2 擠壓對(duì)微觀結(jié)構(gòu)的影響

藜麥淀粉顆粒相較于其他來源的淀粉顆粒較小，當(dāng)放大倍數(shù)為500 倍時(shí)，由圖1（a）可看出藜麥淀粉呈球形和橢圓形的團(tuán)聚體，與文獻(xiàn)報(bào)道一致[28]。當(dāng)放大倍數(shù)達(dá)到3000 倍后由圖可以清楚觀察到淀粉顆粒表面， 可觀察到RAW 樣品邊緣光滑具有完整的結(jié)構(gòu)。 而擠壓處理后當(dāng)放大倍數(shù)為500 倍時(shí)，由圖1（b）～（f）可以看出，淀粉顆粒以相對(duì)較大的顆粒結(jié)合在一起，放大3000 倍后，由圖1（h）可以看出TE 樣品表面有裂痕，EE 樣品形狀與TE 相似。擠壓過程中樣品的不同物質(zhì)發(fā)生聚集，導(dǎo)致擠壓處理后樣品顆粒變大，由圖1（i）～（l）可以看出擠壓過程中在酶解作用下，淀粉發(fā)生水解導(dǎo)致顆粒表面有大量孔洞[26]，結(jié)構(gòu)和形態(tài)發(fā)生了很大的改變，變得更為松散。

圖1 藜麥樣品的掃描電鏡圖Fig. 1 Scanning electron microscopy of quinoa samples

圖2 藜麥樣品的粒徑分布圖Fig. 2 Particle size distribution of quinoa samples

2.3 擠壓對(duì)粒徑的影響

由表2 可以發(fā)現(xiàn)，擠壓樣品其D10、D50、D90、D[4，3]都明顯高于RAW 樣品。 RAW 樣品有2 個(gè)峰，其中第一個(gè)峰主要對(duì)應(yīng)于單個(gè)淀粉顆粒的存在，第二個(gè)峰主要對(duì)應(yīng)淀粉、 蛋白質(zhì)等物質(zhì)組成的聚集顆粒的存在。 而擠壓處理后的樣品都只有一個(gè)峰，這是因?yàn)闃悠方?jīng)擠壓處理其蛋白質(zhì)、淀粉等物質(zhì)發(fā)生粘連。 雖然淀粉被酶水解成小分子， 但是在擠壓過程中還是發(fā)生了粘連，所以EE 樣品的D[4，3]、D10、D50、D90依然明顯高于RAW，與電鏡觀察得到的結(jié)論一致。

表2 藜麥樣品粒徑Table 2 Particle size of quinoa samples 單位：μm

2.4 傅里葉紅外光譜分析

FTIR 對(duì)短程分子水平上的結(jié)構(gòu)變化很敏感，不同酶添加量的FTIR 光譜如圖3 所示。 RAW 的紅外光譜圖在3432 cm-1處觀察到單一強(qiáng)吸收峰， 對(duì)應(yīng)淀粉分子中O—H 的伸縮振動(dòng)。 分別在2926 cm-1和2855 cm-1附近觀察到不對(duì)稱的—CH 伸縮和對(duì)稱的-CH 伸縮。此外，羰基和H—O—H 伸縮分別在1743 cm-1和1654 cm-1附近清晰可見[27]。 然而TE和EE 的FTIR 光譜圖與RAW 基本相同。

圖3 藜麥樣品的傅里葉紅外光譜圖Fig. 3 Fourier infrared spectrum of quinoa samples

FTIR 光譜已被用于在分子水平上探索淀粉結(jié)構(gòu)的短程有序性。 1022 cm-1和1045 cm-1的吸收帶分別與非結(jié)晶區(qū)和結(jié)晶區(qū)相關(guān)，所以可以用A1045/A1022來表示淀粉的短程有序程度[26]。RAW 樣品的比值最高，但經(jīng)傳統(tǒng)擠壓后其比值下降，由0.85 下降到0.77。 這說明擠壓處理使得淀粉發(fā)生糊化，結(jié)構(gòu)受到破壞，淀粉短程有序性下降。 而擠壓過程中酶的加入使得比值再次明顯下降，說明酶的加入使得淀粉發(fā)生水解，其結(jié)構(gòu)發(fā)生更加劇烈的變化，與電鏡觀察得到的結(jié)論一致。

2.5 快速黏度分析

RVA 可以模擬樣品的蒸煮過程，是一種重要的分析樣品糊化特性的方法。 不同處理樣品RVA 黏度曲線見圖4。樣品經(jīng)熱處理后的黏度均顯著降低。經(jīng)TE 處理后的樣品峰值黏度由822 降低至288，經(jīng)EE 處理后的樣品峰值黏度隨酶質(zhì)量分?jǐn)?shù)的提高逐步降低至32。 經(jīng)TE 處理的樣品最終黏度由551 降低至331， 經(jīng)EE 處理的樣品最終黏度隨酶質(zhì)量分?jǐn)?shù)的逐步提高降低至10。 樣品經(jīng)TE 處理后黏度不僅下降，峰也發(fā)生前移，同時(shí)糊化溫度降低，這是因?yàn)閿D壓處理過程中淀粉發(fā)生糊化，淀粉顆粒遭到破壞，一部分直鏈淀粉暴露，淀粉吸水膨脹能力減弱，進(jìn)而使得黏度下降。 一部分大分子聚合物被分解成小分子物質(zhì)，導(dǎo)致其吸水膨脹能力下降，也會(huì)導(dǎo)致黏度下降。 最終由于在擠壓處理過程中淀粉結(jié)構(gòu)發(fā)生變化進(jìn)而導(dǎo)致黏度降低[29]。EE 處理后黏度進(jìn)一步下降，峰繼續(xù)發(fā)生前移，糊化溫度下降，這是因?yàn)楦咝У拿附庾饔眉觿×说矸鄣谋澜?，產(chǎn)生更多的小分子糊精[26]。 最終黏度的下降也說明酶解使得淀粉結(jié)構(gòu)被破壞，與電鏡觀察到的結(jié)論一致。

圖4 快速黏度分析曲線變化圖Fig. 4 Rapid viscosity analysis curve

2.6 擠壓對(duì)總酚、總黃酮質(zhì)量分?jǐn)?shù)及抗氧化能力的影響

樣品總酚、 黃酮質(zhì)量分?jǐn)?shù)以及抗氧化能力（DPPH、ABTS、FRAP）的變化趨勢與Xu 等的研究結(jié)果相似[12]。 由表3 可以看出，樣品經(jīng)TE 處理后多酚和黃酮質(zhì)量分?jǐn)?shù)分別由0.46%和1.58%降低至0.31%和1.07%；經(jīng)EE 處理的樣品多酚以及黃酮質(zhì)量分?jǐn)?shù)隨酶濃度的升高而升高，至0.44%和1.45%，相較TE 處理的樣品多酚以及黃酮質(zhì)量分?jǐn)?shù)更高。由于擠壓是一個(gè)持續(xù)高溫高壓的狀態(tài)，雖然可以通過打破細(xì)胞壁的基質(zhì)和多酚復(fù)合物中的共價(jià)鍵來提高酚類物質(zhì)的可及性，但是一些不穩(wěn)定的酚類化合物會(huì)發(fā)生脫羧反應(yīng)并且分解，其他的一些生物活性物質(zhì)也會(huì)被破壞，所以樣品的多酚以及黃酮質(zhì)量分?jǐn)?shù)有所下降[12]。 而EE 處理樣品的多酚以及黃酮質(zhì)量分?jǐn)?shù)隨酶濃度的提高而提高。 這是由于酶高效水解實(shí)現(xiàn)了淀粉的快速糊化與液化，使得原本惡劣的擠壓環(huán)境得到改善， 減小了機(jī)械沖擊和剪切力，因此酚類物質(zhì)得到了保護(hù)[17]。

表3 總酚、總黃酮及抗氧化能力Table 3 Total phenols，total flavonoids contentand antioxidant activity

采用DPPH、ABTS 和FRAP 法測定樣品的抗氧化性， 由表3 可以看出，TE 處理的樣品比RAW 處理的樣品其抗氧化能力要低，這與其他膨化谷物得到的結(jié)果一致[12]。 這是由于惡劣的擠壓環(huán)境不僅使酚類物質(zhì)受到損傷，還使得一些活性物質(zhì)失活導(dǎo)致其抗氧化能力下降。 而相較于傳統(tǒng)擠壓，擠壓過程中酶的加入，不僅保護(hù)了酚類物質(zhì)，而且還保護(hù)了其他活性物質(zhì)免受機(jī)械能沖擊[17]。 而EE 處理的樣品的抗氧化能力隨酶濃度的升高而提高，最終超過RAW 的值， 這可能是由于擠壓過程中氨基和部分還原糖會(huì)發(fā)生反應(yīng)產(chǎn)生一些MRP，而其中一些水溶性MRP 具有抗氧化性導(dǎo)致的[12]。

2.7 擠壓對(duì)酚酸質(zhì)量分?jǐn)?shù)影響

由表4 可知，樣品中的8 種酚酸類物質(zhì)呈現(xiàn)的變化趨勢與總酚和黃酮質(zhì)量分?jǐn)?shù)測定的結(jié)果一致。對(duì)比不同的加工方式，TE 樣品的酚酸質(zhì)量分?jǐn)?shù)最低， 相較TE 處理，EE 處理樣品的酚酸質(zhì)量分?jǐn)?shù)有所提高， 在酶質(zhì)量分?jǐn)?shù)0.3%時(shí)，EE 處理使得阿魏酸、 蘆丁以及沒食子酸的保留量分別是TE 的200.8%、128.7%和443.7%。 雖然擠壓過程中對(duì)結(jié)構(gòu)的改變可能會(huì)使結(jié)合的酚酸隨著細(xì)胞壁的破壞從細(xì)胞內(nèi)釋放出來，轉(zhuǎn)化為游離形式，提高酚類物質(zhì)的萃取性， 但是TE 樣品的酚酸質(zhì)量分?jǐn)?shù)依舊會(huì)下降。 這說明傳統(tǒng)擠壓環(huán)境不利于酚酸的保留，不穩(wěn)定的酚類化合物在擠壓過程中會(huì)發(fā)生脫羧反應(yīng)，而在擠壓過程中酶的加入使得酚類物質(zhì)得到了保護(hù)。這是因?yàn)槊傅母咝庑?，液化了擠壓環(huán)境，但是擠壓還是會(huì)使得除沒食子酸和咖啡酸之外其他酚酸的質(zhì)量分?jǐn)?shù)下降， 這點(diǎn)與總酚測定的結(jié)果相同，而EE 樣品中沒食子酸、 咖啡酸質(zhì)量分?jǐn)?shù)高于未處理樣品。 這是因?yàn)樵诿傅淖饔孟路?葡萄糖苷（共軛酚）中可能釋放出酚酸[10]，會(huì)導(dǎo)致酚酸質(zhì)量分?jǐn)?shù)上升。

表4 藜麥樣品中酚酸質(zhì)量分?jǐn)?shù)Table 4 Phenolic acid mass concentration in quinoa samples

3 結(jié)語

通過對(duì)藜麥不同處理組理化性質(zhì)的測定分析，發(fā)現(xiàn)傳統(tǒng)擠壓會(huì)使藜麥中淀粉發(fā)生糊化和降解，結(jié)構(gòu)發(fā)生破壞，導(dǎo)致其水溶性指數(shù)下降、吸水性指數(shù)上升、黏度下降、粒徑變大、抗氧化性減弱，而酶促擠壓處理的樣品相較傳統(tǒng)擠壓處理的樣品水溶性指數(shù)上升、吸水性指數(shù)下降、黏度下降、粒徑變小、抗氧化性提高。 作者通過對(duì)其酚酸質(zhì)量分?jǐn)?shù)的測定發(fā)現(xiàn)，藜麥經(jīng)傳統(tǒng)擠壓工藝后酚酸質(zhì)量分?jǐn)?shù)明顯下降，而加酶擠壓之后，由于酶的高效水解性能，其樣品中淀粉實(shí)現(xiàn)了快速液化，從而改善了惡劣的擠壓環(huán)境，使得酶促擠壓中酚酸得到保護(hù)，質(zhì)量分?jǐn)?shù)有所提高。