宋 瑩 張 咪 張昌偉 李 英 侯喜林 王建軍 劉照坤 劉同坤,*

(1 南京農(nóng)業(yè)大學作物遺傳與種質(zhì)創(chuàng)新國家重點實驗室/農(nóng)業(yè)農(nóng)村部華東地區(qū)園藝作物生物學與種質(zhì)創(chuàng)制重點實驗室/園藝作物種質(zhì)創(chuàng)新與利用教育部工程研究中心/南京蘇曼等離子工程研究院，江蘇 南京 210095；2 蘇州市農(nóng)業(yè)科學院，江蘇 蘇州 215000)

不結(jié)球白菜黃心烏又稱烏塌菜，屬十字花科蕓薹屬蕓薹種白菜亞種的一個變種，葉面皺縮，植株耐寒，盛產(chǎn)于淮南地區(qū)，但其株型塌地、易感病等問題阻礙了新品種的選育，因此培育高產(chǎn)、抗病的黃心烏新種質(zhì)對不結(jié)球白菜育種具有重要意義。

基于多倍體植株表現(xiàn)出植株膨大、抗逆性增強等特點，多倍體育種已成為培育新種質(zhì)的關(guān)鍵技術(shù)之一。該技術(shù)目前已取得很大進步，如利用多倍體茶樹“巨大性”增強茶樹光合作用，促進植株生長以及內(nèi)含物積累[1]；四倍體西瓜較二倍體對枯萎病表現(xiàn)為發(fā)病時間延遲、癥狀減輕，具有明顯抗病優(yōu)勢[2]；利用秋水仙素誘導技術(shù)，選育出高產(chǎn)、抗病的晚抽薹不結(jié)球白菜新材料，為進一步選育奠定基礎[3]；不結(jié)球白菜超華一號經(jīng)誘導、繼代選擇后，培育出市場前景廣闊、性狀優(yōu)良、整齊度高的新品種[4]；在不結(jié)球白菜華鳳育種工作中發(fā)現(xiàn)，誘導多倍體能有效地縮短育種年限并篩選出結(jié)實率高、花期長、營養(yǎng)品質(zhì)高的新材料[5]。此外，目前市場上銷售的不結(jié)球白菜黃心烏品種多數(shù)為二倍體，鮮見四倍體品種。因此，本研究采用秋水仙素誘導幼苗生長點的方法，以高產(chǎn)、抗病等性狀為目標開展同源四倍體不結(jié)球白菜黃心烏誘導工作，培育高產(chǎn)、抗病不結(jié)球白菜黃心烏新品種，旨在為不結(jié)球白菜育種提供新的種質(zhì)資源。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

本試驗所需材料不結(jié)球白菜二倍體黃心烏(2n=2x=20)由南京農(nóng)業(yè)大學園藝學院白菜系統(tǒng)生物學實驗室提供。試驗于2019年9月—2021年5月在江蘇句容農(nóng)博園試驗基地進行。

1.2 四倍體不結(jié)球白菜誘導方法

用0.2%(w/v)秋水仙素溶液以點滴的方式處理二倍體子葉生長點，以點滴蒸餾水為對照(CK)，每天分別于9:00和17:00各處理1次，共計處理5 d[6]。

1.3 多倍體的鑒定方法

1.3.1 形態(tài)解剖學鑒定 生長期、開花期分別觀察誘變植株與二倍體植株葉片、株型、花器官等并比較形態(tài)學特征，依據(jù)多倍體植株多具有巨大性篩選出疑似植株。對疑似植株解剖學鑒定，主要以氣孔和花粉粒作為主要依據(jù)[7]。氣孔鑒定：選取疑似四倍體植株的平展且生長良好的葉片，避開葉脈，用鑷子或強力膠帶撕取葉片下表皮，并用平頭鑷刮去多余葉肉，在正置熒光顯微鏡(DM6B，Leica，瑞士)下觀察和拍照；花粉粒鑒定：以二倍體花粉粒作為對照，在顯微鏡下觀察二倍體與疑似四倍體花粉粒大小及形狀的差異。

1.3.2 細胞學鑒定 收取經(jīng)形態(tài)解剖學鑒定過植株的種子于培養(yǎng)皿中在25℃培養(yǎng)箱內(nèi)催芽，待根長1～2 cm時，切去子葉，將根放在盛有蒸餾水的1.5 mL離心管中，放置在4℃冰箱預處理24 h；用卡諾[v(無水乙醇) ∶v(冰乙酸)=3∶1]固定7～9 h后，蒸餾水洗凈，以去除多余的卡諾；然后用1 mol·L-1的鹽酸在60℃下解離3～5 min，切取1～2 mm根尖，改良卡寶品紅染液染色7 min后，制成臨時玻片，在正置熒光顯微鏡下觀察并拍照。

1.3.3 流式細胞儀倍性分析 從黃心烏疑似植株上取0.1 g新鮮幼嫩葉片放置于預冷的玻璃培養(yǎng)皿中，加入1 mL解離液[200 mmol·L-1Tris+4 mmol·L-1MgCl2·6H2O+0.5% (v/v) TritonX-100，pH值7.5]，并用冰上預冷過的刀片快速切碎。將切碎后材料使用50 μm過濾網(wǎng)過濾至1.5 mL離心管中，置于冰上10～15 min，離心5 min(4℃、1 000 r·min-1)，棄上清。重復上述步驟3～5次，直至沉淀由綠色變?yōu)榘咨?。加入染色?0.5 mL Tris-MgCl2+10 μL RNase+7 μL碘化丙啶)混合均勻，4℃避光放置15 min后取混合液上機檢測細胞DNA含量。

1.4 二、四倍體黃心烏的農(nóng)藝性狀統(tǒng)計及營養(yǎng)品質(zhì)測定

1.4.1 農(nóng)藝性狀測定 將被鑒定為黃心烏同源四倍體的M0代植株蕾期及開花期自交并套袋，單株收種。將M1代種子與其二倍體種子同期播種與定植。隨機選取生長健壯、無病蟲害的二、四倍體黃心烏各10株，對其株高、十葉厚、全株葉數(shù)、葉長、葉寬、葉柄長、葉柄寬、葉柄厚等農(nóng)藝性狀進行統(tǒng)計。

1.4.2 營養(yǎng)品質(zhì)測定 隨機選取二、四倍體黃心烏各3株，取各植株同一部位葉片測定可溶性糖、可溶性蛋白、纖維素、有機酸、葉綠素、硝態(tài)氮等營養(yǎng)品質(zhì)指標。

可溶性糖和纖維素含量分別使用MB-C-B602植物可溶性糖含量測試盒(廣州邁博生物)，CLL-2-Y纖維素含量測試盒(蘇州科銘生物)測定。

1.4.3 可溶性蛋白含量測定 取植物組織0.2～0.3 g于預冷研缽中，加4 mL預冷的磷酸緩沖液在冰浴上研磨至勻漿，離心15 min(4℃、10 000 r·min-1)，上清液即為蛋白粗提液；取上述蛋白質(zhì)粗提液0.1 mL于試管中并加入3 mL考馬斯亮藍G-250蛋白試劑，混勻，室溫靜置2 min，以空白為對照，測定595 mm處的吸光值(OD595)；以蛋白質(zhì)濃度為橫坐標，吸光度值為縱坐標繪制標準曲線，根據(jù)上述曲線計算相應可溶性蛋白含量，每組取3次重復。

1.4.4 有機酸含量測定 稱取植物葉片5～10 g于研缽中研磨至勻漿，用蒸餾水洗入250 mL三角瓶中，體積約100 mL。于80℃恒溫水浴中浸提30 min并不斷攪拌。取出，待冷卻后過濾，蒸餾水沖洗殘渣2～3次，合并濾液，用蒸餾水定容至100 mL，混勻備用。取稀釋后的濾液20 mL，加酚酞指示劑2～3滴，用0.1 mol·L-1氫氧化鈉標準液滴定至瓶中溶液由無色變?yōu)闇\紅色且保持30 s顏色不變。記錄滴定使用的氫氧化鈉標準液的體積V1，同時用水做空白試驗，記錄消耗標準滴定溶液的體積V2。按照公式計算有機酸含量：

有機酸含量=(V1-V2)×C×0.067/m

式中，V1為氫氧化鈉標準溶液的滴定體積，mL；V2為空白試驗氫氧化鈉標準溶液的滴定體積，mL；C為氫氧化鈉標準滴定溶液的濃度，mol·L-1；m為樣品取樣量，g。

1.4.5 葉綠素含量測定 用剪刀將新鮮待測葉片剪碎，以增加萃取面積，取0.2 g放入研缽中，加入提取緩沖液(丙酮∶乙醇∶蒸餾水=4.5∶4.5∶1)，放置在4℃避光條件下24 h至樣品變白，充分浸提后過濾，取提取液在649 nm波長下測定吸光度值，進行3次重復。根據(jù)Chl=27.9×A649計算葉綠素含量。

硝態(tài)氮含量測定：稱取植物組織2～3 g于試管中，研磨至勻漿，加入10 mL無離子水并用封口膜封口，置于沸水浴中30 min，冷卻至室溫，將提取液反復過濾至25 mL容量瓶中，定容；取樣品液0.1 mL，加入0.4 mL 5%水楊酸-硫酸溶液，混勻后室溫下靜置20 min，緩慢加入9.5 mL 8%NaOH溶液，冷卻至室溫，以空白做參比，測定OD410，以硝態(tài)氮濃度為橫坐標，以吸光度為縱坐標建立標準曲線，由回歸方程計算硝態(tài)氮含量。

1.5 二、四倍體黃心烏光合特性分析

在光照條件良好的晴天，采用Li6400XT便攜式光合儀(北京力高泰科技有限公司)測定光合響應曲線，使用CO2注入系統(tǒng)控制CO2S的濃度為400 μmol·mol-1， 設定光照強度梯度為0、20、50、100、150、250、500、750、1 000、1 200、1 500 μmol·m-2·s-1，每個梯度之間設定等待時間120～200 s，測定單位面積的凈光合速率(net photosynthetic rate，Pn)、蒸騰速率(transpiration rate，Tr)、氣孔導度(stomatal conductance，Gs)、胞間 CO2濃度(intercellular CO2concentration，Ci)，二、四倍體各隨機選取3株并取同一部位作為重復。數(shù)據(jù)處理后根據(jù)非直角雙曲線模型擬合光響應曲線，進一步求得光飽和點(light saturation point，LSP)、光補償點(light compensation point，LCP)、最大凈光合速率(maximum net photosynthetic rate，Pmax)、表觀量子效率(apparent quantum yield of photosynthesis，AQY)、暗呼吸速率(dark respiration rate，Rd)等光合指標。

1.6 二、四倍體黃心烏抗病測定

1.6.1 灰霉菌小孢子懸浮液的制備及侵染 將灰霉菌接種至36% V8果汁、2%瓊脂、0.2% CaCO3配制成V8固體培養(yǎng)基中繼代培養(yǎng)，接種后的培養(yǎng)皿放置在恒溫避光條件下培養(yǎng)一周左右，待培養(yǎng)皿內(nèi)長滿孢子后，在無菌條件下將菌絲用組培刀刮出并置于1%蛋白胨、4%麥芽糖配制成的重懸液中，震蕩30 min，使菌絲中孢子完全釋放，使用血球計數(shù)板在光學顯微鏡下計數(shù)，并用重懸液調(diào)節(jié)孢子濃度為1×107個·mL-1?；铙w接種葉片時，將含孢子的懸浮液點滴在葉片上，每次約20 μL，在植株上方加透明罩子以增加濕度，提高侵染效率，12 h/12 h 光暗交替、光強300 μmol·m-2·s-1、 25℃恒溫的培養(yǎng)箱中培養(yǎng)3 d ，觀察葉片發(fā)病情況。接種3～4 d后，以二倍體黃心烏為對照組，四倍體黃心烏為試驗組，取對照組和試驗組葉片病斑半徑1 cm內(nèi)的健康組織， -80℃ 條件下備用。每個處理設置3次重復。

1.6.2 總RNA的提取、純化和cDNA的合成 取 0.1 g 樣品于液氮中用磨樣機研磨，用植物總RNA提取試劑盒(北京天根生化科技有限公司)提取RNA。按照PrimeScriptTM RT reagent Kit 反轉(zhuǎn)錄試劑盒說明書(TaKaRa，日本)進行反轉(zhuǎn)錄。

1.6.3 實時熒光定量PCR反應體系和反應程序 使用上海翊圣生物科技有限公司Hieff qPCR SYBR Green Master mix(High Rox Plus)試劑盒進行實時熒光定量PCR(quantitative real-time PCR qRT-PCR)反應，反應體系為20 μL：SYBRPremixExTaq10 μL，cDNA(100 ng·μL-1) 1 μL，正、反引物(10 μmol·L-1)各1 μL，ddH2O 7 μL。反應程序：95℃預變性 5 min；95℃、72℃變性10 s，60℃退火20 s，72℃延伸20 s，40個循環(huán)；72℃終延伸10 min。每組設置3次重復。所得數(shù)據(jù)利用2-ΔΔCT進行分析[6]，檢測灰霉菌Botrytiscinereaactin基因在不結(jié)球白菜中的表達水平，以不結(jié)球白菜基因actin作為內(nèi)參基因(表1)。

表1 實時熒光定量PCR引物設計Table 1 Primers for qRT-PCR

1.7 數(shù)據(jù)分析

利用Excel 2019進行數(shù)據(jù)整理，采用SPSS 26軟件進行數(shù)據(jù)分析。

2 結(jié)果與分析

2.1 黃心烏的倍性鑒定

2.1.1 形態(tài)學與解剖學鑒定 由圖1可知，與二倍體黃心烏相比，其同源四倍體植株粗壯，開展度增加(圖1-A)；葉長、葉寬，葉柄長、寬增大，且葉片顏色加深，皺縮程度加深(圖1-B)；花器官膨大，其各個組成部分具有同樣趨勢(圖1-C、D)；種子大小無明顯差異(圖1-E)；種莢膨大，但莢內(nèi)種子數(shù)量變少(圖1-F)；與二倍體形狀規(guī)則的花粉相比，四倍體花粉膨大至形狀不規(guī)則的棒狀或橄欖形(圖1-G、H)；顯微鏡下觀察四倍體與二倍體相比，氣孔孔徑變大，單位面積氣孔密度變小(圖1-I、J)。

注：A：植株；B：葉片；C：花；D：花器官；E：種子；F：種莢；G、H：花粉粒；I、J：氣孔。Note: A: Plant. B: Leaf. C: Flower. D: Floral organ. E: Seed. F: Silique. G、H: Pollen. I、J: Stomata.圖1 二倍體(2x)、四倍體(4x)不結(jié)球白菜形態(tài)比較Fig.1 Comparison of tetraploid (4x) and diploid (2x) plants of non-heading Chinese cabbage

2.1.2 細胞學鑒定 將經(jīng)形態(tài)學鑒定，判定疑似為四倍體的種子進行催芽，做切片染色處理后，在顯微鏡下觀察根尖染色體數(shù)，如圖2所示。與對照組二倍體染色體數(shù)2n=2x=20條相比，疑似植株的染色體數(shù)為2n=4x=40，說明本試驗成功誘導出黃心烏的同源四倍體，收獲種子。

圖2 二倍體(2x)、四倍體(4x)不結(jié)球白菜細胞學鑒定結(jié)果Fig.2 The cytological identification of diploid (2x) and tetraploid (4x) non-heading Chinese cabbage

2.1.3 流式細胞儀鑒定 通過流式細胞儀檢測二、四倍體植株細胞內(nèi)的DNA含量，如圖3所示。二、四倍體細胞核內(nèi)的DNA相對含量峰值分別在50及100處，四倍體熒光值約為二倍體植株的2倍，即四倍體內(nèi)細胞DNA含量為二倍體的2倍，能夠驗證本試驗中誘導的植株為同源四倍體。

圖3 二倍體(左)、四倍體(右)不結(jié)球白菜流式細胞儀鑒定結(jié)果Fig.3 Identification results of diploid (left) and tetraploid (right) non-heading Chinese cabbage by flow cytometry

2.2 二、四倍體黃心烏農(nóng)藝性狀比較

由表2可知，同源四倍體較二倍體株高增加1.29%，差異不顯著；開展度增加30.21%，差異顯著；葉長、葉寬、葉數(shù)以及十葉厚分別降低1.20%、12.70%、5.63%、11.28%，差異不顯著；葉柄長、葉柄寬分別增加28.73%、38.37%，差異極顯著；葉柄厚增加21.49%，差異顯著。

2.3 二、四倍體黃心烏營養(yǎng)品質(zhì)比較

由表3可知，同源四倍體與二倍體相比，可溶性糖含量降低0.43%，差異不顯著；可溶性蛋白含量增加2.74%，差異不顯著；纖維素、有機酸含量分別顯著增加42.03%、15.13%；葉綠素含量顯著降低2.00%；硝態(tài)氮含量極顯著降低49.40%。

表2 二、四倍體植株主要農(nóng)藝學性狀比較Table 2 Comparison of main agronomic traits of diploid and tetraploid plants

表3 二、四倍體植株主要營養(yǎng)品質(zhì)比較Table 3 Comparison of content of nutritional substance between diploid and tetraploid non-heading Chinese cabbage

表4 二、四倍體的光響應曲線參數(shù)比較Table 4 Comparison of the parameters of response curves of diploid and tetraploid

2.4 二、四倍體黃心烏的光合特性分析

葉片光合速率反映作物代謝強弱，影響作物體內(nèi)干物質(zhì)積累。如圖4-A光合響應曲線所示，隨著光強的變化，二、四倍體凈光合速率的變化趨勢一致，均保持上升趨勢。當光強為0～200 μmol·m-2·s-1時，二、四倍體凈光合速率無明顯差異；光強高于200 μmol·m-2·s-1，四倍體光合速率明顯高于二倍體；當光強達到1 200 μmol·m-2·s-1左右時，二者分別達到飽和光強，凈光合速率均達到最大值。表明強光下四倍體黃心烏表現(xiàn)出較高的凈光合速率。

氣孔導度作為衡量氣孔開放程度的標準，是影響植物光合作用、呼吸作用及蒸騰作用的重要因素。如圖4-B所示，隨著光強增加，二倍體氣孔導度的增長趨勢變化較為平緩，而四倍體的氣孔導度明顯呈逐漸增加趨勢。四倍體的氣孔導度比二倍體強，這與2.1.1得到的二、四倍體氣孔孔徑變大的結(jié)果相一致。

圖4-C表明，隨著光強增加，二、四倍體的胞間CO2濃度均呈下降趨勢，且變化趨勢基本一致。具體表現(xiàn)為四倍體的胞間CO2濃度略低于二倍體。

圖4-D表明，隨著光強增加，二、四倍體單位時間單位葉面積的蒸騰速率平緩增加且保持相同趨勢。相同光強下，四倍體的蒸騰速率明顯高于二倍體，這與氣孔導度的變化趨勢大致相同。

圖4 光照強度對光合特性的影響Fig.4 Effects of illumination intensity on photosynthetic characteristics

由表4可知，相較二倍體，四倍體的LSP、LCP、Rd分別顯著增加34.09%、75.64%、35.41%；Pmax增加1.24%，無顯著差異；AQY顯著減少23.58%。

2.5 二、四倍體黃心烏灰霉菌抗性比較

為了比較二、四倍體植株的抗病性，使用灰霉菌侵染二、四倍體植株葉片，結(jié)果表明(圖5)，二者均能被灰霉菌侵染，但較二倍體，同源四倍體葉片灰霉菌量顯著降低60.59%，表明誘導后的同源四倍體的抗病性更強。

注：A：灰霉菌侵染表型, 紅色圓圈內(nèi)為灰霉菌菌斑; B：灰霉菌定量分析結(jié)果。Note: A: Botrytis cinerea infection phenotype, the red circle is Botrytis cinerea plaque. B: Quantitative analysis of Botrytis cinerea.圖5 二、四倍體不結(jié)球白菜灰霉菌侵染分析Fig.5 Analysis of the infection of Botrytryus cinerea in tetraploid non-heading Chinese cabbage

3 討論

近年來，多倍體育種已廣泛應用于植物新品種培育中，主要以農(nóng)作物倍性育種為主[7]。國內(nèi)外已成功研究出小黑麥[8]、水稻[9]、草莓[10]、蘆筍[11]等多倍體品種，且部分已投入生產(chǎn)中。本試驗通過誘導不結(jié)球白菜黃心烏的同源四倍體發(fā)現(xiàn)，該四倍體在農(nóng)藝性狀上表現(xiàn)為葉片皺縮程度加深進而導致葉面積變小，植株器官膨大，結(jié)實率較低。前人研究指出，皺縮癥狀葉片的產(chǎn)生可能是由于參與葉片發(fā)育過程中產(chǎn)生基因突變以及外界環(huán)境因素影響[12]；彩色馬蹄蓮四倍體表現(xiàn)出器官巨大、抗逆性增強、觀賞價值增加[13]；四倍體蘿卜結(jié)實率低但經(jīng)過多代單株選擇及馴化，結(jié)實率進一步提高[14],與上述結(jié)論一致,同時結(jié)實率提升方面有待進一步研究驗證。營養(yǎng)指標方面，前人研究結(jié)果發(fā)現(xiàn)二、四倍體營養(yǎng)成分含量有差異[15]。本研究發(fā)現(xiàn)四倍體的可溶性蛋白、纖維素、有機酸含量分別比二倍體增加2.74%、42.03%、15.13%，這可能是由于染色體加倍和核質(zhì)互作的影響，導致多倍體生理活化性增加，進而使代謝產(chǎn)物增加；可溶性糖、葉綠素、硝態(tài)氮含量分別比二倍體降低0.43%、2.00%、49.40%，其含量不隨倍性水平直線上升，與前人在水稻上研究發(fā)現(xiàn)植物的性狀并非隨倍性增加而增大的結(jié)果一致[16]，與鼠毛草加倍后次生長代謝產(chǎn)物含量呈隨機變化的結(jié)果相吻合[17]。

植物光合能力的強弱影響植物對光的適應能力，通過光合響應曲線及相關(guān)參數(shù)分析比較二、四倍體葉片光合生理特性，能夠進一步反映植物在不同光照條件下的適應能力[18]。本試驗通過比較二、四倍體的光合特性發(fā)現(xiàn)，四倍體的Pmax、LSP、Rd均高于二倍體，表明在強光下，四倍體擁有較強的光合能力，代謝能力強，有利于干物質(zhì)的積累；LCP、AQY均低于二倍體，表明四倍體弱光耐受力較弱。數(shù)種植物多倍體誘導試驗發(fā)現(xiàn)，多倍體植物光合能力未呈規(guī)律性變化，如四倍體紫錐菊的光合效率在生長各個時期均高于二倍體，為四倍體生物量的增加奠定了生物基礎[19]；二倍體馬鈴薯與其染色體加倍后的個體相比，多倍體的光合能力強于二倍體，具體表現(xiàn)為多倍體利用弱光的能力較強，CO2的固定和轉(zhuǎn)化能力增強[20]；同時在不結(jié)球白菜暑綠四倍體中也發(fā)現(xiàn)其光適應能力、耐蔭性增強[21]。目前，通常用植物LSP和LCP作為植物對光環(huán)境適應能力的判斷依據(jù)，LSP較高、LCP較低表明植物對光環(huán)境具有更好的適應能力[22]，結(jié)合本研究結(jié)果表明誘導后的不結(jié)球白菜黃心烏同源四倍體的光合能力優(yōu)于二倍體。此外，在木薯多倍體研究中發(fā)現(xiàn)DNA含量增加導致染色體重排及DNA序列的得失等結(jié)構(gòu)變化，基因表達水平發(fā)生顯著改變并且二、四倍體在蛋白質(zhì)類型上存在明顯差異，主要表現(xiàn)在光合特性及抗病性方面[23]，該現(xiàn)象在甘藍[24]、棉花[25]中也被發(fā)現(xiàn)。染色體加倍還可能導致多倍體植物的抗逆性增加[26]，通過對二、四倍體植株灰霉菌侵染的分析發(fā)現(xiàn)，與二倍體相比，四倍體的抗逆性強。相關(guān)抗病機制研究發(fā)現(xiàn)，不同品種水稻對黑條萎縮病表現(xiàn)出不同抗性與其體內(nèi)的激素水平有關(guān)[27]；煙草抗病品種的光合特性優(yōu)于感病品種，進而保持較強的抗病性[28]，由此推測同源四倍體黃心烏抗病性增強可能與生理活動改變及光合能力增強有關(guān)，但其具體抗病機制還有待探索。

4 結(jié)論

本研究通過比較二、四倍體黃心烏農(nóng)藝性狀、營養(yǎng)指標、光合特性、抗病性等指標，發(fā)現(xiàn)四倍體較二倍體表現(xiàn)出植株巨大性，具有較強的光環(huán)境適應能力和抗病性等優(yōu)良性狀，為選育高產(chǎn)、抗病的不結(jié)球白菜提供新材料。但不結(jié)球白菜黃心烏同源四倍體仍存在結(jié)實率低、葉片皺縮等缺點，因此早期加強對葉形及結(jié)實率的選擇十分重要，這為不結(jié)球白菜新品種的育種工作提供了新思路。