亚洲免费av电影一区二区三区,日韩爱爱视频,51精品视频一区二区三区,91视频爱爱,日韩欧美在线播放视频,中文字幕少妇AV,亚洲电影中文字幕,久久久久亚洲av成人网址,久久综合视频网站,国产在线不卡免费播放

        ?

        深?;苌鷳B(tài)系統(tǒng)雙殼綱共生體系互作機(jī)制研究進(jìn)展*

        2021-03-30 06:30:06王敏曉李超倫李夢娜鐘兆山
        海洋與湖沼 2021年2期
        關(guān)鍵詞:營養(yǎng)型深海宿主

        王敏曉 李超倫, 5 李夢娜, 5 鐘兆山

        深?;苌鷳B(tài)系統(tǒng)雙殼綱共生體系互作機(jī)制研究進(jìn)展*

        王敏曉1, 2, 3, 4李超倫1, 2, 3, 4, 5李夢娜1, 2, 3, 4, 5鐘兆山1, 3, 4①

        (1. 中國科學(xué)院海洋研究所深海中心 青島 266071; 2. 中國科學(xué)院海洋生態(tài)與環(huán)境科學(xué)重點實驗室 青島 266071; 3. 中國科學(xué)院海洋大科學(xué)研究中心 青島 266071; 4. 青島海洋科學(xué)與技術(shù)試點國家實驗室海洋生態(tài)與環(huán)境科學(xué)功能實驗室 青島 266237; 5. 中國科學(xué)院大學(xué) 北京 100049)

        雙殼綱貝類在深海特殊生境——熱液、冷泉及有機(jī)沉落生態(tài)系統(tǒng)中分布廣泛, 并且在其體內(nèi)常含有化能共生細(xì)菌為貝類提供營養(yǎng)物質(zhì)。雙殼綱貝類與化能共生菌形成的共生體系對于其適應(yīng)深海還原性生境至關(guān)重要。近40 a來隨著海洋科考力度加大, 深?;苌车纳衩孛婕啽恢饾u揭開, 越來越多的深海物種被發(fā)現(xiàn), 雙殼綱貝類無疑是這些化能生態(tài)系統(tǒng)中的優(yōu)勢物種。在此, 我們對常見的深海化能共生雙殼綱貝類與其內(nèi)共生菌的互作研究進(jìn)行總結(jié), 主要雙殼綱門類包含貽貝科(Mytilidae)、囊螂科(Vesicomyidae)、蟶螂科(Solemyidae)、索足蛤科(Thyasiridae)和滿月蛤科(Lucinidae), 梳理歸納的內(nèi)容包括深?;苌鷳B(tài)系統(tǒng)的發(fā)現(xiàn)、“雙殼綱貝類—內(nèi)共生菌”共生體系的組成、共生體系的營養(yǎng)互作、共生體系的建立與維持以及對未來研究的展望。對這些研究內(nèi)容的總結(jié)有利于進(jìn)一步加深我們對深海特殊生命系統(tǒng)中共生互作機(jī)制的認(rèn)識。

        深海化能生態(tài)系統(tǒng); 雙殼綱; 共生體系; 互作機(jī)制

        20世紀(jì)70年代, 科學(xué)家利用載人深潛器(Human Occupied Vehicle, HOV)阿爾文號對東太平洋加拉帕戈斯裂谷的科學(xué)考察時, 發(fā)現(xiàn)海底的異常溫度波動。進(jìn)一步的探查顛覆了人們對深海荒漠的傳統(tǒng)認(rèn)知, 在熱液噴口羽狀流周邊, 活躍著高密度的生物群落, 呈現(xiàn)一片欣欣向榮的場景: 主要包括微生物菌席, 魚類, 軟體動物門雙殼綱、腹足綱類生物, 環(huán)節(jié)動物門的管狀蠕蟲, 節(jié)肢動物門的蝦、蟹等(Lonsdale, 1977; Weiss, 1977; Corliss, 1979)。隨著深??茖W(xué)考察的深入, 其他特殊的深?;苌骋仓鸩奖话l(fā)現(xiàn), 最為典型的包括熱液、冷泉、鯨落及沉木生態(tài)系統(tǒng)等(Martin, 2008; Bienhold, 2013; Smith, 2015; Ceramicola, 2018)。

        這些生態(tài)系統(tǒng)往往分布于水深超過500 m的深海海域, 遠(yuǎn)離真光層, 黑暗是這里的常態(tài), 光合作用合成的有機(jī)物匱乏。與萬物生長靠太陽的陸地、淺海生態(tài)系統(tǒng)不同, 化能生態(tài)系統(tǒng)眾多化能微生物是這里的主要初級生產(chǎn)力貢獻(xiàn)者, 它們氧化熱液、冷泉流體中的還原性物質(zhì)(硫化氫H2S、元素硫S、甲烷CH4和氫氣H2等)獲取所需的能量, 進(jìn)行固碳, 并通過黑暗食物網(wǎng)將物質(zhì)能量傳遞到整個生態(tài)系統(tǒng), 因此化能微生物及其行使的化能合成作用是深?;苌鷳B(tài)系統(tǒng)存在的基礎(chǔ)(Felbeck, 1981; Childress, 1986; Fisher, 1990; Stewart, 2005; Petersen, 2011; Zhou, 2020)(圖1a, b)。而在漫長的演化過程中, 為了更加高效的獲取這些化能細(xì)菌產(chǎn)生的有機(jī)物, 深海化能生態(tài)系統(tǒng)中的無脊椎動物與化能合成菌建立了形式多樣的共生關(guān)系, 而雙殼綱是其中最典型的示例, 它們形成了深海生物群落中的優(yōu)勢物種(Dubilier, 2008) (圖1b)。根據(jù)文獻(xiàn)調(diào)研, 以及最新的世界海洋生物名錄(WoRMS)的記錄, 有超過500種雙殼綱生物被報道體內(nèi)共生有化能合成細(xì)菌(Duperron, 2010; Decker, 2012; Roeselers, 2012; Johnson, 2017)。

        在此, 我們對已有的研究深?;苌鷳B(tài)系統(tǒng)中的雙殼綱貝類的深海物種相關(guān)文獻(xiàn)進(jìn)行綜述, 總結(jié)其中含有共生菌的5個主要類群的宿主(圖1b中化能共生雙殼綱貝類)與共生菌相互作用, 包括貽貝科(Mytilidae)、囊螂科(Vesicomyidae)、蟶螂科(Solemyidae)、索足蛤科(Thyasiridae)和滿月蛤科(Lucinidae)。其中, 貽貝科中的一支深海偏頂蛤亞科(Bathymodiolinae)已經(jīng)成功地定殖于深海化能生態(tài)系統(tǒng)中, 在全球的熱液、冷泉、鯨落、沉木生態(tài)系統(tǒng)中均有其廣泛分布, 至今為止共發(fā)現(xiàn)深海偏頂蛤亞科物種8屬60種(Xu, 2019); 囊螂科包含兩個亞科分別為Pliocardiinae亞科與Vesicomyinae亞科, 在熱液、冷泉和鯨落等其他還原性生境中均有分布, 物種有記錄的超過百種(Krylova, 2010; Kharlamenko, 2019); 蟶螂科也含有2個亞科, 分別為Acharacinae 和Solemyinae, 每個亞科下各包含1個屬, 共2個屬分別為Acharax和Solemya屬, 現(xiàn)共有34種, 在系統(tǒng)進(jìn)化關(guān)系上, 蟶螂科屬于早期分化的物種, 而囊螂科則屬于后來分化出的一支(Taylor, 2008; Lemer, 2019; Ip, 2020); 索足蛤科物種同樣約有超過100種被發(fā)現(xiàn), 全球分布極為廣泛(Taylor, 2007); 滿月蛤科是至今為止已知的含有化能共生細(xì)菌雙殼綱貝類中全球分布最廣, 多樣性最高的門類, 迄今為止物種記錄有超過400種(Taylor, 2013)。上述類群廣泛分布于潮間帶到深海, 除了貽貝科和囊螂科僅深海類群具備共生菌(Krylova, 2010; Miyazaki, 2010; Johnson, 2017), 其他類群中不同深度的種類均與變形菌綱細(xì)菌建立了共生關(guān)系(Felbeck, 1983; Gros, 1996; Fujiwara, 2001; Taylor, 2013, 2006; Batstone, 2014)。系統(tǒng)梳理這些雙殼綱共生體系的組成方式、營養(yǎng)互作模式、及共生建立與維持的機(jī)制, 對進(jìn)一步研究深?;苌鷳B(tài)系統(tǒng)的組成、群落結(jié)構(gòu)、物種多樣性具有重要意義。

        注: a: 光合生態(tài)系統(tǒng); b: 深?;苌鷳B(tài)系統(tǒng); c: 甲烷營養(yǎng)型內(nèi)共生菌及其代謝通路; d: 硫營養(yǎng)型內(nèi)共生菌及其代謝通路

        1 深海雙殼綱共生體系的組成與傳遞

        1.1 共生的方式

        含有共生菌的雙殼綱5科貝類的共生方式多種多樣, 從共生的位置來看, 雙殼綱中共生菌主要分布于特化的鰓組織中, 但可以細(xì)分為兩類, 一類是內(nèi)共生, 即共生菌分布于宿主鰓上皮細(xì)胞內(nèi)部, 宿主形成特殊的含菌細(xì)胞, 主要包括貽貝科深海偏頂蛤亞科、囊螂科、蟶螂科和滿月蛤科; 另外一類是共生菌分布于鰓細(xì)胞外側(cè), 主要在鰓細(xì)胞纖毛之間, 稱為外共生或表共生(圖2), 主要為索足蛤科和少數(shù)貽貝科(、、屬等)物種(Fiala-Médioni, 1986a, b; Gros, 2007; Fujiwara, 2010; Oliver, 2015)。以上兩類皆存在特例, 比如在深海偏頂蛤亞科(Bathymodiolinae)的小型深海偏頂蛤?qū)僦? 存在鰓部完全不含有共生菌的物種, 這與其生活環(huán)境中富含有機(jī)顆粒物相關(guān), 充足的食物來源使得通過濾食作用即可滿足自身營養(yǎng)需求, 因此推測其在進(jìn)化過程中共生菌逐漸丟失(Rodrigues, 2015); 在索足蛤科中也存在含有內(nèi)共生菌的物種(Fujikura, 1999; Fujiwara, 2001)。

        雙殼綱鰓部的優(yōu)勢共生菌均屬于γ-變形菌綱的細(xì)菌(Dubilier, 2008)。根據(jù)共生菌的營養(yǎng)型劃分, 主要分為兩大支, 一支為硫營養(yǎng)型(Thiotrophic)細(xì)菌(Felbeck, 1981; Felbeck, 1983; Fiala-Médioni, 1986a, b), 另一支為甲烷營養(yǎng)型(Methanotrophic)細(xì)菌(Streams, 1997; Barry, 2002; Petersen, 2010), 除上述兩大類細(xì)菌外, 在雙殼綱貝類鰓中還發(fā)現(xiàn)可以利用甲基類化合物、短烷烴類和氫氣的內(nèi)共生菌(Cavanaugh, 1987; Wood, 1989; Petersen, 2011)。

        圖2 雙殼綱物種鰓上皮細(xì)胞中常見的共生菌分布方式

        注: 從左至右刻畫進(jìn)化尺度上共生菌與宿主細(xì)胞建立共生關(guān)系的過程, 圖片修改自Miyazaki等(2010)

        甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌(圖1c)主要在深海偏頂蛤亞科物種鰓內(nèi)被發(fā)現(xiàn), 在其他4科雙殼綱宿主含菌細(xì)胞內(nèi)鮮有報道, 研究表明, 甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌進(jìn)行化能合成固碳時, 一碳化合物甲烷(CH4)既被當(dāng)作電子供體也被用作碳源, O2作為電子受體進(jìn)行反應(yīng)。深海偏頂蛤亞科物種鰓部含菌細(xì)胞中的甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌一般為I型甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌, 該菌主要通過核酮糖單磷酸(RuMP)途徑進(jìn)行一碳化合物的同化, 首先CH4在細(xì)菌細(xì)胞膜上顆粒甲烷單加氧酶(pMMO)或者細(xì)胞質(zhì)中可溶性甲烷單加氧酶(sMMO)的作用下氧化為甲醇CH3OH, 然后在甲醇脫氫酶(MDH)的作用下氧化為甲醛, 甲醛可以與核酮糖-5-磷酸(Ru5P)反應(yīng)生成己糖-6-磷酸(G6P), 甲醛通過多種酶的氧化成為甲酸, 氧化的過程取決于不同類型的甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌, 最終甲酸在甲酸脫氫酶作用下被氧化成CO2(DeChaine, 2005)。

        硫營養(yǎng)型細(xì)菌(圖1d)利用的還原性物質(zhì)包括硫化氫(H2S)、硫代硫酸鹽()、硫單質(zhì)(S0)等, 硫營養(yǎng)型內(nèi)共生菌主要通過卡爾文-本森-巴薩姆(Calvin-Benson-Bassham, CBB)循環(huán)進(jìn)行二氧化碳(CO2)的固定, CBB循環(huán)中最關(guān)鍵的酶是核酮糖-1, 5-二磷酸羧化加氧酶(RubisCO)。沉積物孔隙水中的還原性硫化物(H2S)與氨氮化合物(NH3:和NH3)以及CO2和O2進(jìn)入組織內(nèi)后, 高毒的硫化氫在宿主細(xì)胞的線粒體和共生菌內(nèi)硫醌氧化還原酶(Sqr)的作用下被氧化為低毒的硫代硫化物(), 并產(chǎn)生三磷酸腺苷(ATP)(Powell, 1985, 1986; Anderson, 1987)。低毒的硫代硫酸鹽在含菌細(xì)胞中繼續(xù)發(fā)生氧化反應(yīng)。共生菌可以通過SOX酶系將硫代硫酸鹽氧化為亞硫化物(), 最終通過5′-磷酰硫酸腺苷酸途徑(APS)經(jīng)過5′-磷酰硫酸腺苷酸還原酶和ATP硫酸化酶催化形成, 并且在此過程中通過底物水平磷酸化產(chǎn)生1分子ATP, 同時在還原性硫化物氧化過程形成的自由電子可以通過電子傳遞鏈驅(qū)動O2消耗產(chǎn)生ATP和NADPH(Chen, 1987), 并通過CBB途徑固碳。此外, 硫營養(yǎng)型細(xì)菌也可以通過反向異化亞硫酸鹽還原酶(rDsr)途徑直接將硫化氫氧化為硫酸鹽獲取ATP和NADH(劉陽等, 2018)。

        在同一種雙殼綱宿主中, 內(nèi)共生菌的類型若僅為1種則稱為單一共生, 若為2種至多種則稱為雙共生和多共生。通過形態(tài)學(xué)的顯微觀察、酶學(xué)、16S rRNA序列分析以及熒光原位雜交(fluorescence in situ hybridization, FISH)等方法發(fā)現(xiàn)多個深海偏頂蛤物種鰓內(nèi)含菌細(xì)胞的同一個上皮細(xì)胞中存在甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌和硫營養(yǎng)型細(xì)菌兩種共生菌(Fisher, 1993; Distel, 1995; Duperron, 2005, 2006), 后續(xù)隨著分子技術(shù)及測序技術(shù)的發(fā)展, 原先根據(jù)共生菌形態(tài)學(xué)發(fā)現(xiàn)的只有兩種內(nèi)共生菌的深海偏頂蛤被發(fā)現(xiàn)含有四種不同的內(nèi)共生菌, 其中兩種為硫營養(yǎng)型細(xì)菌, 一種為甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌, 另外一種為甲基營養(yǎng)型細(xì)菌(Duperron, 2007), 而在冷泉區(qū)分布的屬物種被報道含有6種內(nèi)共生菌, 其中4種內(nèi)共生菌和相似, 另外兩種與已知的內(nèi)共生菌譜系均不相同(Duperron, 2008)。除了在貽貝科深海偏頂蛤亞科中存在雙共生或多共生現(xiàn)象外, 在索足蛤科物種中也報道含有兩種內(nèi)共生菌, 其中1種和囊螂科物種中的硫營養(yǎng)型細(xì)菌類似, 另外一種內(nèi)共生菌在之前并未有報道, 但也屬于γ-變形菌綱(Fujiwara, 2001)。值得注意的是, 即便在多共生的共生體系中, 宿主與共生菌仍然具有嚴(yán)格的共生專一性, 即同種宿主與特定的共生菌形成共生關(guān)系。即便在同一貽貝灘中的不同深海偏頂蛤近緣物種, 共生菌的種類也不相同, 二者如何建立嚴(yán)格的對應(yīng)關(guān)系是目前深海雙殼綱共生互作研究的熱點問題之一。

        1.2 共生菌的傳遞方式

        深海雙殼綱生物主要通過兩種方式進(jìn)行共生菌的傳遞: 一種是垂直傳遞, 主要表現(xiàn)形式是共生菌通過宿主母系的配子細(xì)胞傳遞給后代, 雙殼綱宿主在全生活史過程中均含有內(nèi)共生菌, 另一種是水平傳遞, 主要表現(xiàn)形式是宿主新產(chǎn)生子代在一定時期內(nèi)體內(nèi)不含有共生菌, 而在后期生長發(fā)育過程中從環(huán)境中重新獲取共生菌(Dubilier, 2008; Bright, 2010), 深海雙殼綱貝類的共生菌類型與傳遞方式不盡相同(圖3)。

        關(guān)于共生菌傳遞方式的研究主要利用分子生物學(xué)手段和顯微觀察的方式對宿主的性腺組織或者配子進(jìn)行共生菌信號的檢測。針對深海偏頂蛤亞科開展的一系列研究表明, 已調(diào)查的物種性腺中均未發(fā)現(xiàn)共生菌證據(jù), 而水體中則檢出了與共生菌相同的菌株(Fontanez, 2014)。而深海偏頂蛤的個體從環(huán)境中重新獲取共生菌的能力也得到了實驗的證實(Kádár, 2005; Wang, 2019)。與貽貝科深海偏頂蛤亞科共生菌傳遞方式相同的雙殼綱貝類是索足蛤科(Thyasiridae)和滿月蛤科(Lucinidae), 研究發(fā)現(xiàn)在滿月蛤科物種在卵巢、精巢、卵細(xì)胞、面盤幼蟲以及附著變態(tài)的稚貝中缺少共生菌, 利用菌特異性PCR引物同樣在精巢和卵巢中未擴(kuò)增出細(xì)菌信號, 通過透射電鏡也沒有在滿月蛤的性腺組織中觀察到細(xì)菌樣物質(zhì)(Gros, 1996, 1999)。除了上述直接證據(jù), 大量間接證據(jù)同樣支持以上三種雙殼綱宿主中共生菌通過水平傳遞方式獲得?;诜肿由飳W(xué)的手段對宿主內(nèi)共生菌和線粒體偶聯(lián)關(guān)系進(jìn)行研究發(fā)現(xiàn)后代如果從母系卵細(xì)胞中獲取內(nèi)共生菌, 則體內(nèi)共生菌與線粒體會存在一一對應(yīng)的偶聯(lián)關(guān)系, 如果發(fā)現(xiàn)后代中共生菌類型與線粒體之間不存在穩(wěn)定的偶聯(lián)關(guān)系, 則表明后代體內(nèi)共生菌并非來自于母系個體卵細(xì)胞。而在水平傳遞的深海偏頂蛤、滿月蛤和索足蛤科相關(guān)研究中, 共生菌和宿主并未表現(xiàn)出穩(wěn)定的共進(jìn)化模式(Gros, 2012; Johnson, 2013; Batstone, 2016; Ho, 2017)。

        關(guān)于以上三科雙殼綱貝類通過水平傳遞獲取共生菌的生活史具體時期存在兩種假說, 一種是共生菌只能在生活史中稚貝期中較短的一個時間窗口獲取環(huán)境中的共生菌, 之后的生長發(fā)育過程中, 只能通過接觸貝體中含有共生菌的組織完成自我感染獲取共生菌, 而另外一種假說推測貝體在整個生活史階段均可以從環(huán)境中獲取共生菌, 不受貝體發(fā)育階段的限制(Ansorge, 2019; Picazo, 2019), 這兩個假說還需要后續(xù)進(jìn)一步研究討論。

        圖3 共生菌的水平傳遞與垂直傳遞示意圖

        注: 對于垂直傳遞的物種來說, 共生菌從親本的配子細(xì)胞中傳遞給子代, 因此在全生活史階段始終存在共生菌①; 對于水平傳遞的物種來說, 共生菌從周圍環(huán)境中獲得自體其他含有共生菌的組織中獲得, 因此共生菌可能在源②或匯③處獲得; 當(dāng)在源②處獲得共生菌, 則個體生活史中僅有很短時期不含有共生菌, 如果在匯③處獲得, 則在附著前很長時間的浮游期皆可能是非共生狀態(tài), 在幼蟲擴(kuò)散的大洋浮游過程中則被認(rèn)為不能獲得共生菌, 因為大洋環(huán)境中缺乏共生菌生活的環(huán)境; 圖片根據(jù)Laming(2014)修改

        與貽貝科深海偏頂蛤亞科、索足蛤科和滿月蛤科共生菌通過水平傳遞方式不同, 囊螂科(Vesicomyidae)和蟶螂科(Solemyidae)的共生菌來源于母系的卵細(xì)胞, 在生活史全階段皆含有共生菌(Endow, 1990; Cary, 1994; Krueger, 1996)。研究主要集中于通過電子顯微鏡對含有共生菌的雙殼綱貝類的卵巢組織進(jìn)行觀察, 在囊螂科卵巢組織的超薄切片觀察中發(fā)現(xiàn), 在一個初級卵母細(xì)胞的切片視野中可以發(fā)現(xiàn)多達(dá)6個硫營養(yǎng)型細(xì)菌, 這些在卵細(xì)胞內(nèi)發(fā)現(xiàn)的細(xì)菌和鰓部的內(nèi)共生菌形態(tài)相似, 大小相近, 并且也有鰓內(nèi)硫營養(yǎng)型細(xì)菌周質(zhì)中特有的電子致密物沉積和電子透明空泡(Endow, 1990)。同樣在蟶螂科物種中利用電鏡技術(shù)對性腺組織超薄切片觀察, 發(fā)現(xiàn)了共生菌通過宿主母系卵細(xì)胞在親子代傳遞, 而且通過電鏡對的后期幼蟲外套腔觀察同樣發(fā)現(xiàn)大量共生菌細(xì)胞, 但有趣的是, 在稚貝的鰓中和配子發(fā)育部位中均無共生菌。關(guān)于這種現(xiàn)象的解釋是這些細(xì)菌代表了共生菌垂直傳遞的一個階段, 這些共生菌存在于成體的鰓中, 而在稚貝中, 雖然也存在共生菌, 但共生菌被顆粒狀囊泡包裹, 所以在稚貝鰓中或性腺配子中不明顯(Gustafson, 1988a)。

        在垂直傳遞的囊螂科中, 也有某些物種被報道出現(xiàn)有水平傳遞的現(xiàn)象, 絕對的母系遺傳會始終保持宿主線粒體與共生菌16S rRNA的系統(tǒng)進(jìn)化一致性, 但是在囊螂科物種中也有少許的宿主線粒體與共生菌不一致的現(xiàn)象發(fā)生(Stewart, 2009)。在囊螂科物種中出現(xiàn)的宿主線粒體與共生菌不一致的現(xiàn)象表明在以母系遺傳共生菌為主的囊螂科物種中同樣存在少量的共生菌水平傳遞現(xiàn)象。有不同的假說來解釋共生菌在囊螂科物種的水平傳遞機(jī)制, 其中包括可能不同囊螂科物種間存在雜交, 或者是從穩(wěn)定的自養(yǎng)共生菌群體中獲得, 或者是直接通過宿主間的轉(zhuǎn)移, 比如通過不同囊螂科物種卵細(xì)胞間的接觸, 或者瀕死的囊螂科蛤類釋放出鰓中的共生菌被其他物種接觸(Stewart, 2008; Decker, 2013)。

        兩種傳遞模式對于生態(tài)環(huán)境的適應(yīng)各有利弊, 對于垂直傳遞來說, 雖然可以保證后代無縫銜接的獲取內(nèi)共生菌, 但是連續(xù)多代的傳遞過程會導(dǎo)致內(nèi)共生菌群體出現(xiàn)瓶頸效應(yīng), 即內(nèi)共生菌的遺傳多樣性降低, 遺傳漂變對共生菌群體或者宿主產(chǎn)生的負(fù)面影響增加。而對于水平傳遞策略來說, 后代宿主均要及時重新從環(huán)境中獲取內(nèi)共生菌, 如果不能迅速建立共生體系, 則難以適應(yīng)深?;苌鷳B(tài)系統(tǒng), 但有利之處是后代可以獲取的內(nèi)共生菌的多樣性會明顯高于垂直傳遞的宿主, 這種共生菌的多樣性是否是導(dǎo)致宿主體內(nèi)可以進(jìn)行雙共生或多共生的原因還需要進(jìn)一步研究, 但更高的遺傳多樣性有利于適應(yīng)熱液冷泉復(fù)雜的微環(huán)境(Duperron, 2006, 2007, 2008)。水平傳遞的深海偏頂蛤鰓上皮細(xì)胞中共生菌具有非常高的遺傳多樣性, 通過菌株的代謝和適應(yīng)性互補(bǔ), 使得該共生體系可以適應(yīng)高變的熱液環(huán)境(Ansorge, 2019)。此外, 從進(jìn)化的角度, 垂直傳遞往往意味著更加緊密的共生聯(lián)系, 垂直傳遞的共生菌往往傾向于減小基因組, 因此更多依賴于宿主的酶系統(tǒng), 往往出現(xiàn)于協(xié)同演化歷程更長的共生體系中(Fisher, 2017)。

        2 深海雙殼綱共生生活方式的適應(yīng)性特征

        2.1 形態(tài)適應(yīng)

        由于共生菌的供給, 共生體系的雙殼綱濾食能量貢獻(xiàn)顯著降低, 深海共生雙殼綱生物這方面尤其明顯; 從形態(tài)學(xué)和解剖結(jié)構(gòu)來看, 其形態(tài)特征發(fā)生了適應(yīng)深海環(huán)境的眾多特化, 這些組織器官的特化有利于為貝體內(nèi)共生菌提供充足的化能合成反應(yīng)的原料, 反過來, 有利于宿主自身的營養(yǎng)獲取, 是一種進(jìn)化上的適應(yīng)。其中最直觀的特點呈現(xiàn)在宿主濾食性行為及消化系統(tǒng)的變化。從深海雙殼綱解剖結(jié)構(gòu)和超微結(jié)構(gòu)看, 其鰓部食物溝明顯退化, 唇瓣縮小或消失, 腸道縮短變直回環(huán)減少或腸道消失(Page, 1991; Pile, 1999; Von Cosel, 2002), 這些特征與濾食貢獻(xiàn)的下降密切相關(guān), 而鰓的表面積則明顯增大, 從而可以寄宿更多的共生菌(Duperron, 2016); 通過同位素的研究也發(fā)現(xiàn), 宿主體內(nèi)大部分能量來源于內(nèi)共生菌的化能合成作用, 而非濾食性營養(yǎng)過程(Dando, 1993; Van Dover, 2003;Yamanaka, 2003; 王孝程, 2018)。雖然不同科雙殼貝共生的方式有差異, 比如在深海偏頂蛤亞科其共生菌主要以內(nèi)共生為主, 而在索足蛤科其共生菌主要以鰓上皮細(xì)胞外表共生為主, 但這兩科物種鰓部均明顯擴(kuò)大增生, 在深海偏頂蛤中, 其鰓部長度約占77%的殼長(Von Cosel, 1998), 除了表面積的擴(kuò)增之外, 深海偏頂蛤亞科物種的單一鰓絲厚度明顯加厚, 這種增生以及加厚極有可能是有利于更多共生菌進(jìn)行附著和共生, 反過來講, 也有可能是由于細(xì)菌的共生導(dǎo)致, 膨大增生的鰓絲有利于宿主和共生菌間高效的水氣等交換(Kenk, 1985; Dufour, 2005; Piquet, 2019)。在宿主的行為適應(yīng)方面主要體現(xiàn)宿主對生存環(huán)境的主動選擇方面, 這種選擇在囊螂科、蟶螂科、索足蛤科和滿月蛤物種表現(xiàn)較為突出, 囊螂科物種可以用足挖掘使貝體深入沉積物或熱液、冷泉區(qū)流體釋放形成的裂縫中, 同時將其虹吸管留在含氧較高的海水中, 這種行為特性保證了還原性硫化物和O2同時充足的供給(Childress, 1991), 在蟶螂科物種, 為了獲取足夠的還原性硫化物和O2, 蟶螂在沉積物挖掘形成Y型或U型的通道(Stewart, 2006), 在通道底部獲取還原性硫化物, 在通道的上方口O2, 并且蟶螂科物種在鰓內(nèi)含有的血紅蛋白可以同時結(jié)合O2和還原性硫化物, 為鰓內(nèi)共生菌的化能反應(yīng)提供便利(Doeller, 1988)。在索足蛤科和滿月蛤科物種中, 在足部直徑保持不變或縮小的情況下蛤的足部具有非常靈活的可伸展性和柔韌性, 其足可以伸長至收縮狀態(tài)下的30倍長, 在伸長的條件下, 來自沉積物或孔隙水中的硫化物很容易擴(kuò)散到足部的血液中, 當(dāng)足部縮回至外套腔中, 或隨著血液循環(huán)過程中, 足部的硫化物就會運送到蛤鰓部的內(nèi)共生菌中(Dufour, 2003)。蟶螂科的宿主還可以通過特殊的蛋白攜帶H2S和O2傳遞給共生菌, 包括蟶螂科中H2S和O2分別通過胞質(zhì)中兩種不同的血紅蛋白進(jìn)行運輸傳遞給鰓內(nèi)的共生菌(Doeller, 1988), 而和體內(nèi)的O2除了可以通過血紅蛋白運輸外, 也可以通過血藍(lán)蛋白運輸(Sanders, 1998)。

        2.2 營養(yǎng)互作

        深?;茈p殼綱貝類通過共生菌直接或者間接提供營養(yǎng), 主要存在兩種假說, 分別為“奶?!焙汀澳翀觥?圖4)。 “奶?!奔僬f主要內(nèi)容為共生菌通過分泌代謝產(chǎn)物, 為宿主持續(xù)地提供所需的物質(zhì)和能量, 主要的支持證據(jù)是研究人員通過細(xì)胞酶學(xué)和X射線微區(qū)分析技術(shù)發(fā)現(xiàn)細(xì)胞內(nèi)共生菌的消化不是在溶酶體中, 衰老的共生菌會在細(xì)菌酸性磷酸酶的作用下發(fā)生自溶, 共生菌產(chǎn)生的小分子代謝物轉(zhuǎn)移到宿主細(xì)胞內(nèi)完成營養(yǎng)物質(zhì)的傳遞(Kádár, 2008); “牧場”假說描述為宿主為共生菌提供了合適的生長環(huán)境,同時宿主可以通過細(xì)胞內(nèi)消化共生菌的方式獲取所需的物質(zhì)能量, 在此過程中含菌細(xì)胞內(nèi)溶酶體起到重要作用, 溶酶體可以與含菌細(xì)胞內(nèi)包裹共生菌的囊泡結(jié)合, 在消化酶的作用下將共生菌分解為小分子(Nelson, 1995; Fiala-Médioni, 2002)。

        在深海偏頂蛤亞科中, 最先是通過電子顯微鏡觀察以及細(xì)胞酶學(xué)實驗發(fā)現(xiàn)鰓部含菌細(xì)胞內(nèi)存在“髓磷脂樣物”, 這種形狀的物質(zhì)被認(rèn)為是細(xì)菌被溶酶體分解后形成的殘留物, 后來通過檢測溶酶體標(biāo)志性酶—酸性磷酸酶(EC 3.1.3.2)的活性來反映溶酶體的活性, 如果在細(xì)菌周圍檢測到高的酸性磷酸酶活性即可推測細(xì)菌正在被溶酶體消化。對墨西哥灣深海偏頂蛤的鰓部含菌細(xì)胞酶學(xué)觀察中并沒有發(fā)現(xiàn)大量的酸性磷酸酶活性, 但后續(xù)通過14C標(biāo)記甲烷進(jìn)行培養(yǎng)觀察到至少1 d后其他非共生的組織才有14C標(biāo)記物被檢測到, 而且含有14C標(biāo)記的組織增量緩慢, 證明共生菌固定的有機(jī)物轉(zhuǎn)移到宿主的時間緩慢, 即共生菌并非通過“奶牛”分泌有機(jī)物的方式供給宿主而是被溶酶體分解供給宿主能量(Streams, 1997), 但在深海偏頂蛤亞科其他種屬物種中也觀察到不同的營養(yǎng)轉(zhuǎn)移方式, 比如在觀察到細(xì)菌通過自我裂解的方式將營養(yǎng)物質(zhì)轉(zhuǎn)移到宿主(Kádár, 2008)。

        圖4 宿主獲取共生菌營養(yǎng)物質(zhì)的兩種解說

        注: 含菌細(xì)胞中左面表示“奶?!狈绞? 內(nèi)共生菌分泌營養(yǎng)物質(zhì)傳遞給宿主, 右面所示“牧場”方式, 宿主通過含菌細(xì)胞內(nèi)溶酶體將內(nèi)共生菌直接消化獲取營養(yǎng)

        在蟶螂科(Solemyidae)研究的模式物種中, 被報道共生菌通過“奶?!狈绞綄I養(yǎng)物質(zhì)傳遞給宿主(Fisher, 1986); 索足蛤科(Thyasiridae)相關(guān)物種研究中發(fā)現(xiàn)宿主通過“牧場”方式獲取共生菌的營養(yǎng)物質(zhì)(Dufour, 2006); 滿月蛤科(Lucinidae)物種中, 有報道通過“牧場”方式從鰓內(nèi)共生菌中獲取營養(yǎng)物質(zhì)(Liberge, 2001)。

        通過比較組學(xué)研究, 對于囊螂科和貽貝科的營養(yǎng)互作機(jī)制有了初步的認(rèn)知。在囊螂科的中, 與氣體交換(碳酸酐酶、血紅蛋白等)、代謝物交換相關(guān)的基因擴(kuò)張, 從而有利于共生菌代謝底物的傳遞轉(zhuǎn)運以及共生菌產(chǎn)生有機(jī)物的運出(Ip, 2020)。而碳酸酐酶、通道蛋白、內(nèi)吞、溶酶體相關(guān)基因在深海偏頂蛤中也顯著擴(kuò)張并表達(dá)(Sun, 2017)。更深入的基于轉(zhuǎn)錄組的研究發(fā)現(xiàn)在鰓細(xì)胞中與三羧酸循環(huán)(TCA)相關(guān)基因、Rab基因家族及溶菌酶基因具有高表達(dá), 而且與囊泡運輸、溶酶體、線粒體和能量代謝相關(guān)的基因也受到正向選擇; 在鰓部內(nèi)共生菌中發(fā)現(xiàn)參與硫氧化、氧化磷酸化、ATP合成相關(guān)的基因高度表達(dá)。這些研究表明囊螂科物種為其共生菌提供了重要的能量代謝及有機(jī)物合成的中間體, 反過來, 共生菌合成的有機(jī)物可以通過囊泡運輸或者直接在含菌細(xì)胞中被溶酶體降解為宿主提供能量。這些與囊泡運輸及能量代謝相關(guān)基因的正向選擇表明了囊螂科物種從其共生體系中獲益的分子適應(yīng)機(jī)制(Lan, 2019)。類似的機(jī)制在深海偏頂蛤的相關(guān)研究中也有所報道, 細(xì)胞骨架介導(dǎo)的細(xì)胞內(nèi)運輸、通道蛋白、溶酶體以及消化酶相關(guān)基因在深海偏頂蛤種同樣高表達(dá)或者受到選擇(Ponnudurai, 2017a, 2020; Zheng, 2017), 因此雙殼綱宿主與共生菌的營養(yǎng)互作分子機(jī)制可能存在趨同進(jìn)化。

        在共生體系中, 最重要的體現(xiàn)就是共生的雙方或多方進(jìn)行物質(zhì)的互補(bǔ), 簡單來看, 雙殼綱宿主可以通過接觸還原性物質(zhì)和O2為內(nèi)共生菌提供化能合成反應(yīng)的原材料, 內(nèi)共生菌反過來將合成的有機(jī)物提供給宿主。相關(guān)研究首先在墨西哥灣冷泉區(qū)的深海偏頂蛤中被報道, 通過同位素研究發(fā)現(xiàn)宿主體內(nèi)的膽固醇由內(nèi)共生的甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌產(chǎn)生(Jahnke, 1995), 該結(jié)果也得到了后續(xù)分子生物學(xué)證據(jù)的支持, 通過對內(nèi)共生菌進(jìn)行基因組測序發(fā)現(xiàn)了細(xì)菌中含有利用甲烷合成膽固醇生物合成所需中間物的基因, 另外, 轉(zhuǎn)錄組的證據(jù)也表明冷泉區(qū)生活的深海偏頂蛤中含有利用細(xì)菌產(chǎn)生的固醇中間物合成固醇的一系列下游酶系統(tǒng), 證實共生菌為宿主提供固醇合成的甾醇中間體(Takishita, 2017); 利用高空間分辨率的質(zhì)譜成像開展宿主和共生菌代謝互作研究, 結(jié)果發(fā)現(xiàn)甘油三脂及其他脂類物質(zhì)是重要的物質(zhì)傳遞載體分子(Geier, 2020)。在與甲烷營養(yǎng)型菌細(xì)單一共生的深海偏頂蛤中, 共生菌通過氨固定途徑合成谷氨酰胺, 并提供給宿主以滿足有機(jī)氮需求(Sun, 2017)。在含有雙共生的深海偏頂蛤中, 共生菌可以合成宿主需要的氨基酸, 通過ABC轉(zhuǎn)運體轉(zhuǎn)運到含菌細(xì)胞中, 宿主也可以通過提供合成氨基酸、輔酶等的原料通過轉(zhuǎn)運體轉(zhuǎn)運至細(xì)菌細(xì)胞內(nèi), 這種生理過程中氨基酸的合成與轉(zhuǎn)運體現(xiàn)了共生體系內(nèi)兩者的高度協(xié)作(Zheng, 2017; Ponnudurai, 2020)。宿主與共生菌在氨基酸合成協(xié)作的示例在深海囊螂科與共生菌中得到了充分展示, 共生菌基因組中缺乏氨基酸合成所需的轉(zhuǎn)錄因子, 而上述轉(zhuǎn)錄因子存在于宿主基因組中(Ip, 2020)。同樣共生菌之間, 甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌和硫營養(yǎng)型細(xì)菌也可以進(jìn)行物質(zhì)傳遞, 例如,鰓含菌細(xì)胞內(nèi)共生的甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌產(chǎn)生的CO2可以直接作為另外一類內(nèi)共生的硫營養(yǎng)型細(xì)菌碳固定的原料, 另外, 硫營養(yǎng)型細(xì)菌缺少TCA循環(huán)中的關(guān)鍵酶(草酰乙酸脫氫酶、蘋果酸脫氫酶和琥珀酸脫氫酶), 而甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌有完整的TCA循環(huán)途徑, 產(chǎn)生的中間產(chǎn)物或可作為硫營養(yǎng)型細(xì)菌TCA循環(huán)的補(bǔ)充, 這種利用共生伴侶產(chǎn)生代謝物完成生命過程的現(xiàn)象在深海含有共生菌的生物體內(nèi)普遍存在(Ponnudurai, 2017a, 2020; Li, 2020b)。

        3 深海雙殼綱共生體系的建立與維持

        不管是以垂直傳遞獲取共生菌的囊螂科與蟶螂科還是水平傳遞獲得共生菌的深海偏頂蛤亞科、索足蛤科和滿月蛤科, 深海雙殼綱貝類與共生菌的相互識別是共生建立的第一步, 共生雙方相互識別與共生建立過程的研究在貽貝科深海偏頂蛤亞科物種中研究較為充分(圖5)。

        圖5 深海偏頂蛤與鰓內(nèi)共生菌的可能相互作用機(jī)制

        注: 硫營養(yǎng)型細(xì)菌與甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌分別來自于沖繩熱液區(qū)深海偏頂蛤sp及臺西南冷泉區(qū)深海偏頂蛤的鰓絲透射電鏡照片(未發(fā)表數(shù)據(jù))。關(guān)于深海偏頂蛤與共生菌的相互作用存在以下未知過程: 在建立共生關(guān)系過程中細(xì)菌是否釋放特殊物質(zhì), 與宿主進(jìn)行通訊, 促進(jìn)宿主釋放黏液進(jìn)而富集共生菌; 宿主通過什么模式識別受體肽聚糖識別蛋白(PGRP)識別共生菌, 如何介導(dǎo)上皮細(xì)胞對共生菌的特異胞吞; 在維持共生關(guān)系過程中, 共生菌分泌的毒力蛋白是否作用于宿主免疫系統(tǒng), 進(jìn)行免疫屏蔽; 而宿主的溶酶體也可以對內(nèi)共生菌進(jìn)行反向控制, 調(diào)控共生菌的數(shù)量與代謝過程

        3.1 宿主與共生菌的協(xié)同演化

        以深海偏頂蛤亞科為例, 在演化歷程中, 深海偏頂蛤與共生菌的聯(lián)系逐漸緊密。白堊紀(jì)晚期時進(jìn)入深海的沉木生境, 并與γ-變形菌綱硫營養(yǎng)型細(xì)菌建立了共生關(guān)系(Lorion, 2013)。在早期分化的物種中(屬), 共生菌主要分布于細(xì)胞外的微絨毛間隙中, 屬于細(xì)胞外共生。在始新世中期, 隨著適宜生境范圍的不斷擴(kuò)大, 深海偏頂蛤逐漸擴(kuò)展, 進(jìn)入鯨落、冷泉、熱液等化能生態(tài)系統(tǒng)(Miyazaki, 2010), 此時共生菌與深海偏頂蛤(屬和屬等)的聯(lián)系更加緊密, 共生菌被細(xì)胞膜部分包被(Duperron, 2016); 但對比內(nèi)共生的大型深海偏頂蛤, 外共生模式的小型深海偏頂蛤(屬等)與共生菌的物種特異性更為寬松(Laming, 2015; Rodrigues, 2015), 共生菌的類群也更加多樣化(Duperron, 2016, 2008), 個別種類的共生菌甚至丟失(Rodrigues, 2015); 中新世后, 深海偏頂蛤(和屬)逐漸成功占據(jù)熱液、冷泉的生態(tài)位, 形成了現(xiàn)今的生物格局(Thubaut, 2013)。它們在熱液冷泉生境的快速擴(kuò)散是基于這一共生系統(tǒng)多次獨立演化的結(jié)果, 在貽貝種群擴(kuò)散過程中, 共生菌由胞外進(jìn)入到細(xì)胞內(nèi), 建立了內(nèi)共生關(guān)系(Lorion, 2013)。同時, 共生菌和宿主交互約束作用加強(qiáng), 絕大大多數(shù)內(nèi)共生型深海偏頂蛤種類與共生菌具有高度共生專一性, 同一種深海偏頂蛤不同個體中的甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌和硫營養(yǎng)型細(xì)菌都是同一種類(Ponnudurai, 2020)。同時, 而共生菌在環(huán)境水體菌群中的相對豐度通常不足1%, 并非優(yōu)勢菌群, 如何實現(xiàn)共生體雙方的相互選擇, 目前尚缺少深入的研究(Fontanez, 2014)。以西北太平洋的熱液和冷泉系統(tǒng)為例, 同一貽貝灘中交錯分布的深海偏頂蛤(,和)鰓上皮細(xì)胞內(nèi)共生有不同的甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌, 因此深海偏頂蛤共生菌種類組成的特異性無法用環(huán)境中菌群差異解釋, 更多的是宿主和共生菌相互選擇的結(jié)果。

        3.2 宿主與共生菌的互作與調(diào)控機(jī)制

        伴隨著雙殼綱宿主的發(fā)育, 共生菌的范圍也會逐漸聚焦, 最終在鰓組織定生。以深海偏頂蛤亞科物種為例, 共生菌存在的位置會隨著宿主的生長發(fā)育而發(fā)生明顯的轉(zhuǎn)移, 在深海偏頂蛤幼蟲由浮游期轉(zhuǎn)變?yōu)楦街顣r, 共生菌在宿主全身的上皮細(xì)胞中均有發(fā)現(xiàn), 但在稚貝后期, 共生菌的分布位置逐漸單一, 僅在鰓中可以發(fā)現(xiàn)共生菌的分布, 而在身體其他上皮細(xì)胞中無法檢出共生菌的分布(Streams, 1997; Salerno, 2005; Wentrup, 2013; 鐘兆山, 2020)。在垂直傳遞的物種中, 比如囊螂科與蟶螂科物種中, 共生菌分布在胚胎外殼上, 在發(fā)育過程中逐漸被幼體攝入并且轉(zhuǎn)運到前腸, 消化系統(tǒng)分解吸收含有細(xì)菌胚胎外殼, 使細(xì)菌定殖于外套腔中(Gustafson, 1988a, b), 與水平傳遞的深海偏頂蛤亞科物種類似, 細(xì)菌如何轉(zhuǎn)移到鰓中還缺乏清晰的路徑解析, 這種內(nèi)共生菌分布與再分布過程中涉及宿主與內(nèi)共生菌的相互作用對于理解雙殼綱共生體系的建立與維持具有重要作用。綜上, 共生的建立與維持是宿主與共生菌動態(tài)互作的結(jié)果, 其中涉及以下幾個關(guān)鍵問題: 內(nèi)共生菌如何應(yīng)對宿主的免疫攻擊, 宿主如何特異識別共生菌, 二者互作的關(guān)鍵調(diào)控分子是什么?上述共生領(lǐng)域的核心問題在深海共生體系中尚缺少系統(tǒng)的結(jié)論(Bettencourt, 2017)。

        為了研究共生菌與宿主之間的相互關(guān)系, 對共生菌進(jìn)行純培養(yǎng)是常規(guī)的方法, 雖然經(jīng)過科學(xué)家多年嘗試, 至今為止, 少有化能共生菌被成功人工培養(yǎng), 因此通過傳統(tǒng)的微生物學(xué)方法難以實現(xiàn)化能共生菌與宿主的互作關(guān)系, 雙殼綱貝類的內(nèi)共生菌的一些生理生化特點也難以被表征, 分子生物學(xué)技術(shù)的快速發(fā)展為認(rèn)知深海共生互作機(jī)制打開了一扇窗口。隨著新一代測序技術(shù)的發(fā)展, 構(gòu)建文庫及測序費用的降低, 使得大規(guī)模地平行測序得以實現(xiàn), 在內(nèi)共生微生物的區(qū)分, 以及微生物和宿主之間相互作用關(guān)系方面應(yīng)用廣泛, 其中關(guān)于內(nèi)共生菌在共生體系中的生理適應(yīng)方面也通過基因組學(xué)、比較基因組學(xué)和宏轉(zhuǎn)錄組等手段陸續(xù)開展, 其中代表性的研究成果有深海偏頂蛤亞科平端深海偏頂蛤(之前被命名為)的基因組信息已被測序完成, 結(jié)果發(fā)現(xiàn)平端深海偏頂蛤的內(nèi)源性免疫系統(tǒng)較近海偏頂蛤物種相比更加復(fù)雜, 與內(nèi)吞作用和凋亡抑制相關(guān)的基因家族明顯擴(kuò)張并且表達(dá)量也較高, 這些基因組層面的信息表明了平端深海偏頂蛤?qū)ι詈;苌鷳B(tài)系統(tǒng)以及化能合成細(xì)菌的適應(yīng)(Sun, 2017)。然而與深海偏頂蛤不同, 囊螂科物種基因組中免疫相關(guān)基因家族顯著收縮(Ip, 2020), 同為雙殼綱的兩個共生生物似乎采用了不同的免疫策略適應(yīng)共生。對比兩種共生體系, 深海偏頂蛤(水平傳遞)與囊螂科物種(垂直傳遞)的共生菌傳遞方式截然不同。相比于從受精卵獲得共生菌的囊螂科, 貽貝需要與環(huán)境中的共生菌進(jìn)行廣泛互作, 通過富集、內(nèi)吞等一系列過程獲取共生菌, 因此需要更加復(fù)雜的免疫系統(tǒng)。而垂直傳遞的囊螂蛤, 免疫系統(tǒng)的弱化可能有利于共生菌在宿主體內(nèi)的維持。兩者具有一個共同點, 凋亡抑制相關(guān)基因家族菌顯著擴(kuò)張, 提示凋亡抑制在含菌細(xì)胞功能維持中可能發(fā)揮重要作用, 相關(guān)基因也被發(fā)現(xiàn)在含菌組織中顯著高表達(dá)(Sun, 2017; Zheng, 2017; 鄭平, 2018)。

        通過比較平端深海偏頂蛤與其近海近緣物種的轉(zhuǎn)錄組發(fā)現(xiàn), 在深海偏頂蛤鰓中只有特定的免疫基因類型擴(kuò)張和受到正向選擇(TLRs與C1QDC蛋白), 但是模式識別受體相關(guān)基因收縮、表達(dá)量減少, 這些結(jié)果表明平端深海偏頂蛤與其內(nèi)共生菌之間有著非常協(xié)調(diào)的相互識別機(jī)制, 通過整體弱化免疫系統(tǒng)、增強(qiáng)胞吞作用, 調(diào)控具有附著和富集作用的細(xì)胞外基質(zhì)、增強(qiáng)重要底物的主動運輸, 為共生的建立提供有利條件(Zheng, 2017; 鄭平, 2018)。隨著研究的逐步深入眾多與共生菌識別以及與維持共生體系穩(wěn)定相關(guān)的基因被鑒定, 相關(guān)基因在深海偏頂蛤含菌細(xì)胞中的定位與功能也被逐漸認(rèn)知(Chen, 2019; Wang, 2019; Li, 2020a), TLR和LRR可能是深海偏頂蛤共生菌識別的主要免疫受體, 而LPS是主要靶標(biāo)(Chen, 2019)。

        除了宿主的基因組信息被測序完成之外, 關(guān)于內(nèi)共生菌的基因組信息研究發(fā)現(xiàn)在大西洋中脊熱液區(qū)的兩種深海偏頂蛤和sp內(nèi)共生硫營養(yǎng)型細(xì)菌的基因組中與毒素相關(guān)的基因家族發(fā)生了特異的擴(kuò)張, 后續(xù)通過轉(zhuǎn)錄組和蛋白質(zhì)組研究發(fā)現(xiàn), 共生菌的毒素相關(guān)基因在宿主中表達(dá)量較高, 推測高表達(dá)量的毒素蛋白可以防止宿主被其他病原微生物感染(Sayavedra, 2015), 另外, 在基因組中也發(fā)現(xiàn)了大量與細(xì)菌毒性和噬菌體免疫相關(guān)的基因, 除此之外, 也發(fā)現(xiàn)了與細(xì)胞黏附相關(guān)的基因, 推測與共生體系雙方特異性識別相關(guān)(Ponnudurai, 2017b), 在雙共生或多共生體系中, 內(nèi)共生菌間分泌的毒素組成和數(shù)量存在物種特異性, 這可能與含有多共生體系中內(nèi)共生菌間的相互選擇有關(guān)(Sayavedra, 2019)。通過去共生前后的組學(xué)比較研究, 發(fā)現(xiàn)共生菌不僅為宿主細(xì)胞提供物質(zhì)和能量, 還可以調(diào)控宿主鰓的代謝形式、免疫應(yīng)答和凋亡(Détrée, 2019)。囊螂蛤基因組中發(fā)現(xiàn)多個祖先共生菌的水平轉(zhuǎn)移基因, 其中包括潛在的轉(zhuǎn)錄因子, 提示水平轉(zhuǎn)移基因可能在共生互作中發(fā)揮作用(Ip, 2020)。

        4 總結(jié)與展望

        細(xì)菌與真核生物的共生關(guān)系在自然界廣泛存在, 是生物生存環(huán)境與演化更新的基礎(chǔ)。在深海無光的化能生態(tài)系統(tǒng)中, 雙殼綱生物與化能合成菌形成的共生體是深?;苌鷳B(tài)系統(tǒng)中大型生物區(qū)系的代表, 穩(wěn)定共生體系的形成也是宿主適應(yīng)深海化能環(huán)境的重要基礎(chǔ), 同時, 這些共生體為復(fù)雜的深?;苌鷳B(tài)提供了主要的初級營養(yǎng)。本文中提及的化能合成細(xì)菌主要包括硫營養(yǎng)型細(xì)菌和甲烷營養(yǎng)型細(xì)菌, 這兩類細(xì)菌可以與雙殼貝類形成緊密的共生關(guān)系, 將CO2或CH4轉(zhuǎn)化成有機(jī)物, 提供宿主生存的主要營養(yǎng)物質(zhì), 比如氨基酸、固醇等。關(guān)于雙殼綱宿主鰓部對內(nèi)共生菌的營養(yǎng)獲取的兩種假說“奶?!焙汀澳翀觥边€未得到直觀的驗證, 有可能兩種方式均存在于鰓部含菌細(xì)胞中。綜上, 具體的傳遞方式和介質(zhì)是什么缺少系統(tǒng)研究, 目前的結(jié)果更多基于組學(xué)數(shù)據(jù)的推斷, 在將來的實驗研究中需要通過標(biāo)記培養(yǎng)、單細(xì)胞原位觀測的手段繼續(xù)明確共生菌為宿主提供的物質(zhì)種類和傳遞途徑、效率和方式。

        至今為止, 報道的深?;茈p殼貝類主要分布在5科中, 但這5科生物與化能合成細(xì)菌間的互作關(guān)系各有異同, 從共生的方式來說, 內(nèi)共生的方式占5科生物的主導(dǎo)地位, 除了索足蛤科大部分物種主要以鰓表共生為主外, 其他4科物種中多以鰓部上皮細(xì)胞內(nèi)共生為主, 這些共生菌以化能合成方式固定有機(jī)碳傳遞給宿主, 支撐宿主的繁衍。除了以內(nèi)共生方式為主的雙殼綱生物在其鰓表面同樣含有大量附生的細(xì)菌, 附生菌是否也在雙殼綱物種的深海適應(yīng)性中發(fā)揮重要作用有待深入研究。

        從共生菌的傳遞方式來看, 5科雙殼貝中貽貝科、滿月蛤科以水平傳遞方式從環(huán)境中獲取共生菌, 即生活史的早期階段存在以非共生生活的方式, 后期逐步與環(huán)境中的共生菌建立共生關(guān)系; 囊螂科、蟶螂科以垂直傳遞方式從母系卵細(xì)胞中獲取共生菌, 即生活史中沒有不含共生菌的階段; 索足蛤科物種與上述4科物種相比, 宿主與共生菌間的關(guān)系非常靈活, 本科物種中有的含有共生菌, 有的無共生菌, 但共生菌的獲取方式為水平傳遞。多種類型的共生菌傳遞過程是不同演化過程適應(yīng)性進(jìn)化的產(chǎn)物, 因此, 將來系統(tǒng)地采樣加上綜合比較研究, 將為揭示共生的建立過程和協(xié)同演化研究提供有力支撐。

        宿主與內(nèi)共生菌相互識別是建立和維持共生關(guān)系的基石, 認(rèn)知共生菌與宿主深海偏頂蛤的協(xié)同演化, 解析共生互作的關(guān)鍵機(jī)制, 對于理解深海共生和共生體系的極端環(huán)境適應(yīng)具有重要意義。通過組學(xué)比較研究, 深海偏頂蛤和囊螂科的共生菌–宿主互作識別機(jī)制已經(jīng)有了初步認(rèn)知, 但是在其他深海雙殼綱生物中研究幾近空白。相比較于海洋無脊椎動物–微生物共生體系中研究最為成熟的頭足綱魷魚–發(fā)光弧菌共生體系, 深海共生中有許多亟待解決的科學(xué)問題。以深海偏頂蛤–化能細(xì)菌共生體系為例, 主要包括: (1)宿主通過什么化學(xué)、物理方式富集共生菌?(2)共生菌如何誘導(dǎo)上皮細(xì)胞進(jìn)行胞吞, 完成環(huán)境中低豐度共生菌的胞內(nèi)定殖?(3)細(xì)菌進(jìn)入細(xì)胞內(nèi)后, 如何避免宿主的免疫攻擊?(4)宿主如何監(jiān)測共生菌狀態(tài)并進(jìn)行有效調(diào)控?由于深海生物缺少合適的遺傳工具, 因此目前深海共生的研究更多需要集中在組學(xué)大數(shù)據(jù)的篩查中。相似性狀近緣物種比較基因組是快速篩選共生互作備選基因最為有效的途徑, 以趨同進(jìn)化的視角研究雙殼綱生物與共生菌互作的一般性規(guī)律, 將為揭示深海雙殼綱生物共生互作機(jī)制提供最初的理論假設(shè)。特別是同棲息地但具有不同共生菌的姊妹種為揭示專一共生的關(guān)鍵識別和互作機(jī)制提供了有利模型。除了基于組學(xué)比較的靜態(tài)分析, 隨著深海研究裝備和技術(shù)水平的不斷提升, 原位條件下的共生過程動態(tài)研究已成為可能。深海原位培養(yǎng)設(shè)備以及岸基深海模擬裝置正逐漸用于深海共生體系的相關(guān)研究。中國科學(xué)院海洋研究所已經(jīng)嘗試開展了包括深海去共生和共生復(fù)染實驗(Wang, 2019), 在宿主與共生菌的動態(tài)互作過程中揭示識別、調(diào)控機(jī)制。未來還需繼續(xù)開展不同宿主和與近緣物種共生菌的交叉侵染研究, 篩選宿主共生菌識別、互作的關(guān)鍵分子。此外, 關(guān)注其繁殖發(fā)育的不同階段與環(huán)境中共生菌的相互作用, 準(zhǔn)確確定共生關(guān)系建立的生活史階段以及繪制清晰的共生菌分布轉(zhuǎn)移路徑也是未來有關(guān)共生互作相關(guān)研究的重點。

        王孝程, 2018. 深?;苌鷳B(tài)系統(tǒng)大型生物營養(yǎng)來源分析及對重金屬的富集作用. 青島: 中國科學(xué)院大學(xué)(中國科學(xué)院海洋研究所)博士學(xué)位論文, 28—34

        劉 陽, 姜麗晶, 邵宗澤, 2018. 硫氧化細(xì)菌的種類及硫氧化途徑的研究進(jìn)展. 微生物學(xué)報, 58(2): 191—201

        鄭 平, 2018. 深海偏頂蛤()對深海環(huán)境的適應(yīng)性機(jī)制. 青島: 中國科學(xué)院大學(xué)(中國科學(xué)院海洋研究所)博士學(xué)位論文, 93—112

        鐘兆山, 2020. 中國南海福爾摩沙冷泉區(qū)平端深海偏頂蛤繁殖生物學(xué)的初步研究. 青島: 中國科學(xué)院大學(xué)(中國科學(xué)院海洋研究所)博士學(xué)位論文, 66—91

        Anderson A E, Childress J J, Favuzzi J A, 1987. Net uptake of CO2driven by sulphide and thiosulphate oxidation in the bacterial symbiont-containing clam. Journal of Experimental Biology, 133(1): 1—31

        Ansorge R, Romano S, Sayavedra L, 2019. Functional diversity enables multiple symbiont strains to coexist in deep-sea mussels. Nature Microbiology, 4(12): 2487—2497

        Barry J P, Buck K R, Kochevar R K, 2002. Methane‐based symbiosis in a mussel,, from cold seeps in Sagami Bay, Japan. Invertebrate Biology, 121(1): 47—54

        Batstone R T, Dufour S C, 2016. Closely related thyasirid bivalves associate with multiple symbiont phylotypes. Marine Ecology, 37(5): 988—997

        Batstone R T, Laurich J R, Salvo F, 2014. Divergent chemosymbiosis-related characters incf.(Bivalvia: Thyasiridae). PLoS One, 9(3): e92856

        Bettencourt R, Barros I, Martins E, 2017. An insightful model to study innate immunity and stress response in deep-sea vent animals: profiling the mussel. In: Ray S ed. Organismal and Molecular Malacology. Rijeka: Intech

        Bienhold C, Pop Ristova P, Wenzh?fer F, 2013. How deep-sea wood falls sustain chemosynthetic life. PLoS One, 8(1): e53590

        Bright M, Bulgheresi S, 2010. A complex journey: transmission of microbial symbionts. Nature Reviews Microbiology, 8(3): 218

        Cary S C, 1994. Vertical transmission of a chemoautotrophic symbiont in the protobranch bivalve,. Molecular Marine Biology and Biotechnology, 3(3): 121—130

        Cavanaugh C M, Levering P R, Maki J S, 1987. Symbiosis of methylotrophic bacteria and deep-sea mussels. Nature, 325(6102): 346—348

        Ceramicola S, Dupré S, Somoza L, 2018. Cold seep systems. In: Micallef A, Krastel S, Savini A eds. Submarine Geomorphology. Cham: Springer, 367—387

        Chen C, Rabourdin B, Hammen C S, 1987. The effect of hydrogen sulfide on the metabolism ofand enzymes of sulfide oxidation in gill tissue. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Comparative Biochemistry, 88(3): 949—952

        Chen H, Wang M X, Zhang H, 2019. An LRR-domain containing protein identified inserves as intracellular recognition receptor for the endosymbiotic methane-oxidation bacteria. Fish & Shellfish Immunology, 93: 354—360

        Childress J J, Fisher C R, Brooks J M, 1986. A methanotrophic marine molluscan (Bivalvia, Mytilidae) symbiosis: mussels fueled by gas. Science, 233(4770): 1306—1308

        Childress J J, Fisher C R, Favuzzi J A, 1991. Sulfide and carbon dioxide uptake by the hydrothermal vent clam,, and its chemoautotrophic symbionts. Physiological Zoology, 64(6): 1444—1470

        Corliss J B, Dymond J, Gordon L I, 1979. Submarine thermal springs on the Galápagos Rift. Science, 203(4385): 1073—1083

        Dando P R, Spiro B, 1993. Varying nutritional dependence of the thyasirid bivalvesandon chemoautotrophic symbiotic bacteria, demonstrated by isotope ratios of tissue carbon and shell carbonate. Marine Ecology Progress Series, 92: 151—158

        DeChaine E G, Cavanaugh C M, 2005. Symbioses of methanotrophs and deep-sea mussels (Mytilidae: Bathymodiolinae). In: Overmann J ed. Molecular Basis of Symbiosis. Berlin, Heidelberg: Springer, 227—249

        Decker C, Olu K, Arnaud-Haond S, 2013. Physical proximity may promote lateral acquisition of bacterial symbionts in vesicomyid clams. PLoS One, 8(7): e64830

        Decker C, Olu K, Cunha R L, 2012. Phylogeny and diversification patterns among vesicomyid bivalves. PLoS One, 7(4): e33359

        Détrée C, Haddad I, Demey-Thomas E, 2019. Global host molecular perturbations upon in situ loss of bacterial endosymbionts in the deep-sea musselassessed using proteomics and transcriptomics. BMC Genomics, 20(1): 109

        Distel D L, Lee H K, Cavanaugh C M, 1995. Intracellular coexistence of methano- and thioautotrophic bacteria in a hydrothermal vent mussel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 92(21): 9598—9602

        Doeller J E, Kraus D W, Colacino J M, 1988. Gill hemoglobin may deliver sulfide to bacterial symbionts of(Bivalvia, Mollusca). The Biological Bulletin, 175(3): 388—396

        Dubilier N, Bergin C, Lott C, 2008. Symbiotic diversity in marine animals: the art of harnessing chemosynthesis. Nature Reviews Microbiology, 6(10): 725—740

        Dufour S C, 2005. Gill anatomy and the evolution of symbiosis in the bivalve family thyasiridae. The Biological Bulletin, 208(3): 200—212

        Dufour S C, Felbeck H, 2003. Sulphide mining by the superextensile foot of symbiotic thyasirid bivalves. Nature, 426(6962): 65—67

        Dufour S C, Felbeck H, 2006. Symbiont abundance in thyasirids (Bivalvia) is related to particulate food and sulphide availability. Marine Ecology Progress Series, 320: 185—194

        Duperron S, 2010. The diversity of deep-sea mussels and their bacterial symbioses. In: Kiel S ed. The Vent and Seep Biota: Aspects from Microbes to Ecosystems. Dordrecht: Springer, 137—167

        Duperron S, Bergin C, Zielinski F, 2006. A dual symbiosis shared by two mussel species,and(Bivalvia: Mytilidae), from hydrothermal vents along the northern Mid-Atlantic Ridge. Environmental Microbiology, 8(8): 1441—1447

        Duperron S, Gros O, 2016.and sulfur-oxidizing bacteria: an unusual dual symbiosis in amussel (Mytilidae: Bathymodiolinae) from whale falls in the Antilles arc. Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers, 115: 112—122

        Duperron S, Halary S, Lorion J, 2008. Unexpected co-occurrence of six bacterial symbionts in the gills of the cold seep musselsp. (Bivalvia: Mytilidae). Environmental Microbiology, 10(2): 433—445

        Duperron S, Nadalig T, Caprais J C, 2005. Dual symbiosis in asp. mussel from a methane seep on the Gabon continental margin (Southeast Atlantic): 16S rRNA phylogeny and distribution of the symbionts in gills. Applied and Environmental Microbiology, 71(4): 1694—1700

        Duperron S, Quiles A, Szafranski K M, 2016. Estimating symbiont abundances and gill surface areas in specimens of the hydrothermal vent musselmaintained in pressure vessels. Frontiers in Marine Science. 3: 16

        Duperron S, Sibuet M, MacGregor B J, 2007. Diversity, relative abundance and metabolic potential of bacterial endosymbionts in threemussel species from cold seeps in the Gulf of Mexico. Environmental Microbiology, 9(6): 1423—1438

        Endow K, Ohta S, 1990. Occurrence of bacteria in the primary oocytes of vesicomyid clamMarine Ecology Progress Series, 64: 309—311

        Felbeck H, 1983. Sulfide oxidation and carbon fixation by the gutless clam: an animal-bacteria symbiosis. Journal of Comparative Physiology, 152: 3—11

        Felbeck H, Childress J J, Somero G N, 1981. Calvin-Benson cycle and sulphide oxidation enzymes in animals from sulphide-rich habitats. Nature, 293(5390): 291—293

        Fiala-Médioni A, Métivier C, 1986a. Ultrastructure of the gill of the hydrothermal vent bivalve, with a discussion of its nutrition. Marine Biology, 90(2): 215—222

        Fiala-Médioni A, Métivier C, Herry A, 1986b. Ultrastructure of the gill of the hydrothermal-vent mytilidsp. Marine Biology, 92(1): 65—72

        Fiala-Médioni A, McKiness Z, Dando P, 2002. Ultrastructural, biochemical, and immunological characterization of two populations of the mytilid musselfrom the mid-Atlantic ridge: evidence for a dual symbiosis. Marine Biology, 141(6): 1035—1043

        Fisher C R, 1990. Chemoautotrophic and methanotrophic symbioses in marine invertebrates. Reviews in Aquatic Sciences, 2: 399—436

        Fisher C R, Brooks J M, Vodenichar J S, 1993. The co-occurrence of methanotrophic and chemoautotrophic sulfur-oxidizing bacterial symbionts in a deep-sea mussel. Marine Ecology, 14(4): 277—289

        Fisher C R, Childress J J, 1986. Translocation of fixed carbon from symbiotic bacteria to host tissues in the gutless bivalve. Marine Biology, 93(1): 59—68

        Fisher R M, Henry L M, Cornwallis C K, 2017. The evolution of host-symbiont dependence. Nature Communications, 8: 15973

        Fontanez K M, Cavanaugh C M, 2014. Evidence for horizontal transmission from multilocus phylogeny of deep-sea mussel (Mytilidae) symbionts. Environmental Microbiology, 16(12): 3608—3621

        Fujikura K, Kojima S, Tamaki K, 1999. The deepest chemosynthesis-based community yet discovered from the hadal zone, 7326 m deep, in the Japan Trench. Marine Ecology Progress Series, 190: 17—26

        Fujiwara Y, Kato C, Masui N, 2001. Dual symbiosis in the cold-seep thyasirid clamfrom the hadal zone in the Japan Trench, western Pacific. Marine Ecology Progress Series, 214: 151—159

        Fujiwara Y, Kawato M, Noda C, 2010. Extracellular and mixotrophic symbiosis in the whale-fall mussel: a trend in evolution from extra- to intracellular symbiosis. PLoS One, 5(7): e11808

        Geier B, Sogin E M, Michellod D, 2020. Spatial metabolomics of in situ host–microbe interactions at the micrometre scale. Nature Microbiology, 5(3): 498—510

        Gros O, Darrasse A, Durand P, 1996. Environmental transmission of a sulfur-oxidizing bacterial gill endosymbiont in the tropical lucinid bivalve. Applied and Environmental Microbiology, 62(7): 2324—2330

        Gros O, Duplessis M R, Felbeck H, 1999. Embryonic development and endosymbiont transmission mode in the symbiotic clam(Bivalvia: Lucinidae). Invertebrate Reproduction & Development, 36(1—3): 93—103

        Gros O, Elisabeth N H, Gustave S D D, 2012. Plasticity of symbiont acquisition throughout the life cycle of the shallow-water tropical lucinid(Mollusca: Bivalvia). Environmental Microbiology, 14(6): 1584—1595

        Gros O, Gaill F, 2007. Extracellular bacterial association in gills of ?wood mussels?. Cahiers de Biologie Marine, 48: 103—109

        Gustafson R G, Reid R G B, 1988a. Association of bacteria with larvae of the gutless protobranch bivalve(Cryptodonta: Solemyidae). Marine Biology, 97(3): 389—401

        Gustafson R G, Reid R G B, 1988b. Larval and post-larval morphogenesis in the gutless protobranch bivalve(Cryptodonta: Solemyidae). Marine Biology, 97(3): 373—387

        Ho P T, Park E, Hong S G, 2017. Geographical structure of endosymbiotic bacteria hosted bymussels at eastern Pacific hydrothermal vents. BMC Evolutionary Biology, 17: 121

        Ip J C H, Xu T, Sun J, 2020. Host-endosymbiont genome integration in a deep-sea chemosymbiotic clam. Molecular Biology and Evolution, doi: 10.1093/molbev/msaa241

        Jahnke L L, Summons R E, Dowling L M, 1995. Identification of methanotrophic lipid biomarkers in cold-seep mussel gills: chemical and isotopic analysis. Applied and Environmental Microbiology, 61(2): 576—582

        Johnson S B, Krylova E M, Audzijonyte A, 2017. Phylogeny and origins of chemosynthetic vesicomyid clams. Systematics and Biodiversity, 15(4): 346—360

        Johnson S B, Won Y J, Harvey J B J, 2013. A hybrid zone betweenmussel lineages from eastern Pacific hydrothermal vents. BMC Evolutionary Biology, 13: 21

        Kádár E, Bettencourt R, Costa V, 2005. Experimentally induced endosymbiont loss and re-acquirement in the hydrothermal vent bivalve. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 318(1): 99—110

        Kádár E, Davis S A, Lobo-da-Cunha A, 2008. Cytoenzymatic investigation of intracellular digestion in the symbiont-bearing hydrothZermal bivalve. Marine Biology, 153(5): 995—1004

        Kenk V C, Wilson B R, 1985. A new mussel (Bivalvia, Mytilidae) from hydrothermal vents in the Galapagos Rift zone. Malacologia, 26: 253—271

        Kharlamenko V I, Kiyashko S I, Sharina S N, 2019. An ecological study of two species of chemosymbiotrophic bivalve molluscs (Bivalvia: Vesicomyidae: Pliocardiinae) from the Deryugin Basin of the Sea of Okhotsk using analyses of the stable isotope ratios and fatty acid compositions. Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers, 150: 103058

        Krueger D M, Gustafson R G, Cavanaugh C M, 1996. Vertical transmission of chemoautotrophic symbionts in the bivalve(Bivalvia: Protobranchia). The Biological Bulletin, 190(2): 195—202

        Krylova E M, Sahling H, 2010. Vesicomyidae (Bivalvia): current taxonomy and distribution. PLoS One, 5(4): e9957

        Laming S R, Duperron S, Cunha M R, 2014. Settled, symbiotic, then sexually mature: adaptive developmental anatomy in the deep-sea, chemosymbiotic mussel. Marine biology, 161(6):1319—1333

        Laming S R, Duperron S, Gaudron S M, 2015. Adapted to change: the rapid development of symbiosis in newly settled, fast-maturing chemosymbiotic mussels in the deep sea. Marine Environmental Research, 112: 100—112

        Lan Y, Sun J, Zhang W P, 2019. Host–symbiont interactions in deep-sea chemosymbiotic vesicomyid clams: insights from transcriptome sequencing. Frontiers in Marine Science, 6: 680

        Lemer S, Bieler R, Giribet G, 2019. Resolving the relationships of clams and cockles: dense transcriptome sampling drastically improves the bivalve tree of life. Proceedings of the Royal Society B, 286(1896): 20182684

        Li L L, Wang M X, Li L F, 2020b. Endosymbionts of metazoans dwelling in the PACManus hydrothermal vent: diversity and potential adaptive features revealed by genome analysis. Applied and Environmental Microbiology, 86(21): e00815—00820

        Li M N, Chen H, Wang M X, 2020a. Identification and characterization of endosymbiosis-related immune genes in deep-sea mussels. Journal of Oceanology and Limnology, 38(4): 1292—1303

        Liberge M, Gros O, Frenkiel L, 2001. Lysosomes and sulfide-oxidizing bodies in the bacteriocytes of, a cytochemical and microanalysis approach. Marine Biology, 139(3): 401—409

        Lonsdale P, 1977. Clustering of suspension-feeding macrobenthos near abyssal hydrothermal vents at oceanic spreading centers. Deep Sea Research, 24(9): 857—858, IN3—IN4, 859—863

        Lorion J, Kiel S, Faure B, 2013. Adaptive radiation of chemosymbiotic deep-sea mussels. Proceedings of the Royal Society B, 280(1770): 20131243

        Martin W, Baross J, Kelley D, 2008. Hydrothermal vents and the origin of life. Nature Reviews Microbiology, 6(11): 805—814

        Miyazaki J, de Oliveira Martins L, Fujita Y, 2010. Evolutionary process of deep-seamussels. PLoS One, 5(4): e10363

        Nelson D C, Hagen K D, Edwards D B, 1995. The gill symbiont of the hydrothermal vent musselis a psychrophilic, chemoautotrophic, sulfur bacterium. Marine Biology, 121(2): 487—495

        Oliver P G, 2015. Description and morphology of the “Juan de Fuca vent mussel”,sp. n. (Bivalvia, Mytilidae, Bathymodiolinae): “phylogenetically basal but morphologically advanced”. Zoosystematics and Evolution, 91(2): 151—165

        Page H M, Fiala-Medioni A, Fisher C R, 1991. Experimental evidence for filter-feeding by the hydrothermal vent mussel,. Deep Sea Research Part A. Oceanographic Research Papers, 38(12): 1455—1461

        Petersen J M, Dubilier N, 2010. Symbiotic methane oxidizers. In: Timmis K N ed. Handbook of Hydrocarbon and Lipid Microbiology. Berlin, Heidelberg: Springer, 1977—1996

        Petersen J M, Zielinski F U, Pape T,, 2011. Hydrogen is an energy source for hydrothermal vent symbioses. Nature, 476(7359): 176—180

        Picazo D R, Dagan T, Ansorge R, 2019. Horizontally transmitted symbiont populations in deep-sea mussels are genetically isolated. The ISME Journal, 13(12): 2954—2968

        Pile A J, Young C M, 1999. Plankton availability and retention efficiencies of cold-seep symbiotic mussels. Limnology and Oceanography, 44(7): 1833—1839

        Piquet B, Shillito B, Lallier F H, 2019. High rates of apoptosis visualized in the symbiont-bearing gills of deep-seamussels. PLoS One, 14(2): e0211499

        Ponnudurai R, Heiden S E, Sayavedra L, 2020. Comparative proteomics of related symbiotic mussel species reveals high variability of host-symbiont interactions. The ISME Journal, 14(2): 649—656

        Ponnudurai R, Kleiner M, Sayavedra L, 2017a. Metabolic and physiological interdependencies in thesymbiosis. The ISME Journal, 11(2): 463—477

        Ponnudurai R, Sayavedra L, Kleiner M, 2017b. Genome sequence of the sulfur-oxidizinggill endosymbiont. Standards in Genomic Sciences, 12(1): 50

        Powell M A, Somero G N, 1985. Sulfide oxidation occurs in the animal tissue of the gutless clam,. The Biological Bulletin, 169(1): 164—181

        Powell M A, Somero G N, 1986. Hydrogen sulfide oxidation is coupled to oxidative phosphorylation in mitochondria of. Science, 233(4763): 563—566

        Rodrigues C F, Laming S R, Gaudron S M, 2015. A sad tale: has the small mussellost its symbionts? Biological Journal of the Linnean Society, 114(2): 398—405

        Roeselers G, Newton I L G, 2012. On the evolutionary ecology of symbioses between chemosynthetic bacteria and bivalves. Applied Microbiology and Biotechnology, 94(1): 1—10

        Salerno J L, Macko S A, Hallam S J, 2005. Characterization of symbiont populations in life-history stages of mussels from chemosynthetic environments. The Biological Bulletin, 208(2): 145—155

        Sanders N, Childress J J, McMahon B R, 1998. Oxygen transport by the hemocyanin of the protobranch mollusc. Marine Biology, 131(2): 293—299

        Sayavedra L, Ansorge R, Rubin-Blum M, 2019. Horizontal acquisition followed by expansion and diversification of toxin-related genes in deep-sea bivalve symbionts. Biorxiv, 605386

        Sayavedra L, Kleiner M, Ponnudurai R, 2015. Abundant toxin-related genes in the genomes of beneficial symbionts from deep-sea hydrothermal vent mussels. eLife, 4: e07966

        Smith C R, Glover A G, Treude T, 2015. Whale-fall ecosystems: recent insights into ecology, paleoecology, and evolution. Annual Review of Marine Science, 7: 571—596

        Stewart F J, Cavanaugh C M, 2006. Bacterial endosymbioses in(Mollusca: Bivalvia)—Model systems for studies of symbiont–host adaptation. Antonie van Leeuwenhoek, 90(4): 343—360

        Stewart F J, Cavanaugh C M, 2009. Pyrosequencing analysis of endosymbiont population structure: co‐occurrence of divergent symbiont lineages in a single vesicomyid host clam. Environmental Microbiology, 11(8): 2136—2147

        Stewart F J, Newton I L G, Cavanaugh C M, 2005. Chemosynthetic endosymbioses: adaptations to oxic-anoxic interfaces. Trends in Microbiology, 13(9): 439—448

        Stewart F J, Young C R, Cavanaugh C M, 2008. Lateral symbiont acquisition in a maternally transmitted chemosynthetic clam endosymbiosis. Molecular Biology and Evolution, 25(4): 673—687

        Streams M E, Fisher C R, Fiala-Médioni A, 1997. Methanotrophic symbiont location and fate of carbon incorporated from methane in a hydrocarbon seep mussel. Marine Biology, 129(3): 465—476

        Sun J, Zhang Y, Xu T, 2017. Adaptation to deep-sea chemosynthetic environments as revealed by mussel genomes. Nature Ecology & Evolution, 1(5): 0121

        Takishita K, Takaki Y, Chikaraishi Y, 2017. Genomic evidence that methanotrophic endosymbionts likely provide deep-seamussels with a sterol intermediate in cholesterol biosynthesis. Genome Biology and Evolution, 9(5): 1148—1160

        Taylor J D, Glover E A, 2006. Lucinidae (Bivalvia)—the most diverse group of chemosymbiotic molluscs. Zoological Journal of the Linnean Society, 148(3): 421—438

        Taylor J D, Glover E A, 2013. New lucinid bivalves from shallow and deeper water of the Indian and West Pacific Oceans (Mollusca, Bivalvia, Lucinidae). ZooKeys, 326: 69—90

        Taylor J D, Glover E A, Williams S T, 2008. Ancient chemosynthetic bivalves: Systematics of Solemyidae from eastern and southern Australia (Mollusca: Bivalvia). Memoirs of the Queensland Museum, 54(1): 75—104

        Taylor J D, Williams S T, Glover E A, 2007. Evolutionary relationships of the bivalve family Thyasiridae (Mollusca: Bivalvia), monophyly and superfamily status. Marine Biological Association of the United Kingdom. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom, 87(2):565—574.

        Thubaut J, Puillandre N, Faure B, 2013. The contrasted evolutionary fates of deep-sea chemosynthetic mussels (Bivalvia, Bathymodiolinae). Ecology and Evolution, 3(14): 4748—4766

        Van Dover C L, Aharon P, Bernhard J M, 2003. Blake Ridge methane seeps: characterization of a soft-sediment, chemosynthetically based ecosystem. Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers, 50(2): 281—300

        Von Cosel R, 2002. A new species of bathymodioline mussel (Mollusca, Bivalvia, Mytilidae) from Mauritania (West Africa), with comments on the genusKenk & Wilson, 1985. Zoosystema, 24(2): 259—272

        Von Cosel R, Olu K, 1998. Gigantism in mytilidae. a new bathymodiolus from cold seep areas on the barbados accretionary prism. Comptes Rendus de l’Académie des Sciences – Series III – Sciences de la Vie, 321: 655—663

        Wang H, Zhang H, Wang M X, 2019. Comparative transcriptomic analysis illuminates the host-symbiont interactions in the deep-sea mussel. Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers, 151: 103082

        Weiss R F, Lonsdale P, Lupton J E, 1977. Hydrothermal plumes in the Galapagos Rift. Nature, 267(5612): 600—603

        Wentrup C, Wendeberg A, Huang J Y, 2013. Shift from widespread symbiont infection of host tissues to specific colonization of gills in juvenile deep-sea mussels. The ISME Journal, 7(6): 1244—1247

        Wood A P, Kelly D P, 1989. Methylotrophic and autotrophic bacteria isolated from lucinid and thyasirid bivalves containing symbiotic bacteria in their gills. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom, 69(1): 165—179

        Xu T, Feng D, Tao J, 2019. A new species of deep-sea mussel (Bivalvia: Mytilidae:) from the South China Sea: morphology, phylogenetic position, and gill-associated microbes. Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers, 146: 79—90

        Yamanaka T, Mizota C, Fujiwara Y, 2003. Sulphur-isotopic composition of the deep-sea musselfrom currently active hydrothermal vents in the Indian Ocean. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom, 83(4): 841—848

        Zheng P, Wang M X, Li C L, 2017. Insights into deep-sea adaptations and host-symbiont interactions: a comparative transcriptome study on Bathymodiolus mussels and their coastal relatives. Molecular Ecology, 26(19): 5133—5148

        Zhou L, Cao L, Wang X C, 2020. Metal adaptation strategies of deep-seamussels from a cold seep and three hydrothermal vents in the West Pacific. Science of the Total Environment, 707: 136046

        RESEARCH PROGRESS ON THE INTERACTION MECHANISM OF BIVALVE SYMBIOSIS SYSTEM IN DEEP-SEA CHEMOSYNTHETIC ECOSYSTEM

        WANG Min-Xiao1, 2, 3, 4, LI Chao-Lun1, 2, 3, 4, 5, LI Meng-Na1, 2, 3, 4, 5, ZHONG Zhao-Shan1, 3, 4

        (1.Center of Deep Sea Research, Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Qingdao266071, China; 2.Key Laboratory of Marine Ecology & Environmental Sciences, Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Qingdao266071, China; 3.Center for Ocean Mega-Science, Chinese Academy of Sciences, Qingdao 266071, China; 4. Laboratory for Marine Ecology and Environmental Science, Pilot National Laboratory for Marine Science and Technology (Qingdao), Qingdao 266237, China; 5.University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China)

        Bivalves are most dominant species in the deep-sea habitats, such as hydrothermal vents, cold seeps, and organic falls, and often contain chemosynthetic symbionts dwelling at the gills to provide nutrients. The symbiosis of bivalve with chemosynthetic symbionts is the milestone event for symbionts surviving in the harsh deep-sea reduction habitats. The ways of an invertebrate host interaction with the symbiotic bacteria, and the functions of symbiosis in the deep-sea adaptation are hotspots of deep-sea researches. Therefore, the status quo of studies on the interaction between common deep-sea chemosynthetic bivalves (Mytilidae, Vesicomyidae, Solemyidae, Thyasiridae, and Lucinidae) and their endosymbiotic bacteria was reviewed and summarized. In addition, issues of the diversity of the “bivalve-endosymbiotic” symbiotic systems, the nutritional interaction between hosts and bacteria, the mechanisms of symbiosis establishment and maintenance, and the prospects for the future work were discussed. At last, the achievement, the problems, and the future works were summarized, and the promotion of deep-sea Bivalvia symbiosis study with current new technology was emphasized.

        deep-sea chemosynthetic ecosystem; bivalves; symbiosis; interaction mechanism

        * 中國科學(xué)院戰(zhàn)略性先導(dǎo)科技專項B類, XDB42000000號; 中國科學(xué)院戰(zhàn)略性先導(dǎo)科技專項A類, XDA22050303號; 國家自然科學(xué)基金42076091號, 42030407號; 中國科學(xué)院重大科技基礎(chǔ)設(shè)施開放研究項目, NMST-KEXUE2017K01號; 科學(xué)號高端用戶項目, KEXUE2019GZ02號, KEXUE2018G16號。王敏曉, 副研究員, E-mail: wangminxiao@qdio.ac.cn

        鐘兆山, 博士, E-mail: zhongzhaoshan@163.com

        2020-09-28,

        2020-11-28

        Q958

        10.11693/hyhz20200900265

        猜你喜歡
        營養(yǎng)型深海宿主
        向深海進(jìn)發(fā)
        不同營養(yǎng)型水庫對鳙形態(tài)性狀和風(fēng)味物質(zhì)的影響
        營養(yǎng)型乳制品發(fā)展的六大趨勢
        更 正
        病原體與自然宿主和人的生態(tài)關(guān)系
        科學(xué)(2020年3期)2020-11-26 08:18:22
        龜鱉類不可能是新冠病毒的中間宿主
        深海特“潛”隊
        國家營養(yǎng)型農(nóng)業(yè)科技創(chuàng)新聯(lián)盟成立
        隱藏在深海里的神秘生物
        表現(xiàn)為扁平苔蘚樣的慢性移植物抗宿主病一例
        亚洲国产美女精品久久久久∴| 中文字幕精品亚洲一区二区三区| 无码国产精品一区二区av| 日本少妇春药特殊按摩3| 色欲色欲天天天www亚洲伊| 久久久精品456亚洲影院| 国产精品久久久久国产a级| 欧美疯狂做受xxxxx高潮| 国产一级片毛片| 日本色偷偷| 亚洲av日韩一区二三四五六七| 亚洲熟妇av一区二区三区hd| 日本视频在线观看二区| 国产玉足榨精视频在线观看| 亚洲一区二区三区小说| 国产伦理一区二区| 国产精品成人va| 亚洲一区二区三区在线观看播放| 亚洲精品中文字幕乱码二区| 国产精品国产三级农村妇女| 在线观看 国产一区二区三区| 色狠狠色狠狠综合天天| 玩两个丰满老熟女| 国产极品美女到高潮视频| 国产一区二区在三区在线观看| 美女扒开内裤让我捅的视频| 国产午夜精品无码| 亚洲av天天做在线观看| 亚洲自偷自偷偷色无码中文| 亚洲电影中文字幕| 日韩人妻中文字幕一区二区| 亚洲精品美女中文字幕久久| 国产在线播放一区二区不卡| 先锋五月婷婷丁香草草| 三年片免费观看大全国语| 色综合久久丁香婷婷| 无码av专区丝袜专区| 久久国产精品国语对白| 国产亚av手机在线观看| 嗯啊哦快使劲呻吟高潮视频| 夜夜被公侵犯的美人妻|