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        外源一氧化氮對鉛脅迫下高羊茅生理特性的影響

        2020-10-23 00:57:02劉利樂張靜吳敏陳柯
        關(guān)鍵詞:高羊茅細胞壁外源

        劉利樂,張靜,吳敏,陳柯*

        (1 中南民族大學(xué) 資源與環(huán)境學(xué)院,武漢 430074;2武漢凱迪電力環(huán)保有限公司,武漢 430074)

        重金屬鉛(Pb)是自然界中廣泛分布的有毒金屬,由于其不可進行生物降解,在環(huán)境中穩(wěn)定存在,引發(fā)了許多環(huán)境污染問題,植物修復(fù)環(huán)境友好且成本低,是修復(fù)鉛污染的良好選擇[1].植物中重金屬產(chǎn)生的影響包含影響植物種子萌發(fā)、幼苗發(fā)育、活性氧(ROS)的積累等.

        高羊茅是一種多年生草本植物,其根系發(fā)達、具有纖維根且對環(huán)境適應(yīng)性廣適應(yīng)性強,多見于園林綠化和護坡植被,現(xiàn)在生態(tài)修復(fù)方面廣泛應(yīng)用.據(jù)報道,高羊茅已經(jīng)表現(xiàn)出了對Cu、Cd、Pb、Zn等各種重金屬的抗性,在植物修復(fù)方面表現(xiàn)出了遠大的應(yīng)用前景[2].

        一氧化氮(NO)作為在生物體內(nèi)廣泛分布的水溶性和脂溶性氣體小分子信號物質(zhì),在細胞水溶液部分和細胞膜的脂相間自由穿梭,參與動植物重要的生理過程,對植物而言NO主要影響種子萌發(fā)、生長發(fā)育、光合作用、根系生長以及抗逆反應(yīng)等.NO的作用是雙重的,低濃度的NO能促進植物生長發(fā)育和提高植物的抗逆性,主要體現(xiàn)在NO的抗氧化性,減輕超氧陰離子毒害作用;高濃度NO不僅會抑制植物的生長發(fā)育,還會造成DNA損傷,甚至細胞死亡[3].NO能夠擁有以上功能并參與生理調(diào)節(jié),由于它與生物體內(nèi)的眾多信號途徑密切相關(guān),包括活性氧、茉莉酸、水楊酸和Ca2+途徑等[4].硝普鈉(SNP)是一種常用的外源一氧化氮供體,0.5 mmol的SNP約可產(chǎn)生0.2 μmol NO.施加外源SNP,可改善辣椒植株葉片和根的生理狀況,提高抗氧化酶活性,有助于適應(yīng)環(huán)境,還可提高干旱脅迫下紫花苜蓿的抗氧化酶活性等[5].因此,本文在已知高羊茅對重金屬有耐性的前提下,通過外源添加NO,改善在鉛脅迫下高羊茅的生理狀況,減弱鉛對高羊茅的損害,增加對鉛的吸收并達到提高高羊茅修復(fù)效果的目的.

        1 材料與方法

        1.1 樣品、試劑和儀器

        選擇“獵狗五號”高羊茅種子,播種于方形塑料盆中,以蛭石和珍珠巖作為培養(yǎng)基質(zhì),體積比為1∶1清水澆灌.待種子萌發(fā)并長出5 cm后,轉(zhuǎn)移至光照培養(yǎng)室培育,每天光照16 h,光照強度為300 μmol/(m2·s),室溫控制在23~26 ℃,持續(xù)2個月.

        硝酸鉛(Sinopharm);硝普鈉(Sigma);酶活性試劑盒(南京建成生物工程研究所);3,3′-二氨基聯(lián)苯胺(DAB,Sigma-Aldrich);超氧自由基染色劑氮藍四唑(NBT,Sigma-Aldrich).手持式葉綠素?zé)晒鈨x(SPAD-502,Minolta,Osaka,Japan);紫外分光光度計(MAPADA);火焰原子吸收光譜儀(AA-7001F,East & West Analytical Instrument);便攜式脈沖調(diào)制式葉綠素?zé)晒鈨x(PAM 2500,Heinz Walz GmbH);根拓?fù)鋻呙?WINRHIZO,Regent Instruments Inc.,Canada).

        1.2 實驗設(shè)計

        將發(fā)芽2個月的高羊茅轉(zhuǎn)移至錐形瓶中,用改良1/2 Hoagland營養(yǎng)液水培,其中使用氯化鉀代替磷酸二氫鉀,并通過氫氧化鉀調(diào)節(jié)營養(yǎng)液中的pH值,調(diào)整范圍為5.8~6.2,適應(yīng)環(huán)境1周.隨后用硝酸鉛和硝普鈉(SNP)進行處理,設(shè)置以下2個處理組:(1)對照組200 mg·L-1Pb2+(200Pb);(2)200 mg·L-1Pb2++200 μmol SNP(200PbS),每個處理組設(shè)置4個重復(fù).每隔1 d補充營養(yǎng)液,每隔2 d更換新的營養(yǎng)液,持續(xù)2周.

        1.3 實驗方法

        1.3.1 生物量和葉片葉綠素含量測定

        在將高羊茅轉(zhuǎn)為水培適應(yīng)1周后,除去枯黃衰老的葉片,減去多余的葉片部分,只留10 cm高,調(diào)整高羊茅的重量(重量誤差不超過10%),并記錄.用Pb2+和SNP處理2周后,優(yōu)先測定每瓶高羊茅的重量,即為最終生物量,用鮮重表示.

        高羊茅在Pb2+和SNP的環(huán)境中處理2周后,可用手持式葉綠素?zé)晒鈨x原位測定其葉綠素含量,每瓶測8個重復(fù).

        1.3.2 高羊茅根和葉中Pb2+含量測定

        先將高羊茅的根和葉用10 mmol·L-1EDTA浸泡2次,每次10 min,再用蒸餾水洗滌3次,置于烘箱中,并在60 ℃下烘烤至恒重.然后將高羊茅的葉和根單獨切割并稱重,分別取0.2 g放入消解罐中,加入2 mL H2O2和6 mL HNO3,在微波消解器中消解10 min,結(jié)束后用火焰原子吸收光譜儀測定其中Pb2+濃度.

        1.3.3 酶活性測定

        取0.1 g高羊茅的組織分別置于2 mL離心管中,加入2個直徑為3 mm的鋼球并在液氮中快速冷凍,用破碎機粉碎植物組織.再加入0.9 mL 在4 ℃下預(yù)冷凍的pH=7.8的磷酸緩沖溶液,以3500 r·min-1在4 ℃離心20 min,取上清液備用.根據(jù)SOD、POD和APX的酶活性試劑盒的說明進行紫外分光光度計測定.

        1.3.4 脂質(zhì)過氧化

        通過對ALZAHRANI和RADY描述的方法稍作修改后測定丙二醛(MDA)的含量[6].將新鮮植物組織破碎后加入緩沖溶液離心后可取上清液待測.

        1.3.5 葉片電導(dǎo)率測定

        取0.1 g高羊茅葉片,用蒸餾水洗凈后,放入試管中,加入15 mL蒸餾水,室溫下振蕩24 h即可用電導(dǎo)率儀測量初始電導(dǎo)率.將試管于121 ℃高壓滅菌30 min,待冷卻至室溫后,可確定其最終電導(dǎo)率.

        分別用DAB和NBT測定高羊茅葉片中過氧化氫和超氧陰離子的含量.取0.5 g葉子浸入DAB溶液中并在真空中染色30 min,再將染色的葉子轉(zhuǎn)移到乙酸-甘油-乙醇(體積比1∶1∶3)溶液中.在100 ℃水浴5 min,再將葉子置于甘油-乙醇(體積比1∶4)中30 min,最后,用液氮將染色后的葉片研磨成粉狀,混入0.2 mol·L-1HClO4,以12000 g在37 ℃下離心10 min.取上清液在450 nm處測量吸光度,并根據(jù)標(biāo)準(zhǔn)曲線計算H2O2的濃度.

        1.3.7 快速葉綠素(Chl)熒光瞬態(tài)和熒光動力學(xué)曲線的測定

        通過便攜式脈沖調(diào)制式葉綠素?zé)晒鈨x進行葉綠素?zé)晒馑矐B(tài)曲線和慢速葉綠素?zé)晒鈩恿W(xué)的測量.

        1.3.8 根系形態(tài)分析

        高羊茅根系形態(tài)的分析可通過自動化根拓?fù)鋻呙柩b置來確定.使用WINRHIZO掃描進行分析,從分析的結(jié)果中可獲得根的總長度(RL)、根投影面積(PA)、根表面積(RS)、根平均直徑(AD)、根體積(RV)和根尖數(shù)(RTS)的數(shù)據(jù).

        1.3.9 根細胞壁制取及多糖分析

        取0.1 g新生根尖,破碎后與1.5 mL 80%乙醇混合后,置冰中30 min,用1.5 mL 80%乙醇清洗沉淀,去掉上清液.分別用1.5 mL經(jīng)預(yù)冷凍的丙酮、甲醇-氯仿(體積比1∶1)混合物、甲醇洗滌,去掉上清液,冷凍干燥,即可得到粗細胞壁.細胞壁的分級提取.

        果膠:用0.75 mL 含有0.1% NaBH4(pH 4)的0.5%草酸銨緩沖液在沸水浴中提取2次干燥的粗細胞壁材料各1 h,離心,收集上清液得到果膠組分.

        HCl:在室溫下用0.5 mL含有0.1% NaBH4的4% KOH分別對沉淀萃取3次,總時間為24 h.離心,收集上清液得到HCl組分,再用冰醋酸中和.

        HC2:在室溫下用0.5 mL含有0.1% NaBH4的24% KOH分別對沉淀萃取3次,總時間為24 h.離心,收集上清液得到HC2組分,再用冰醋酸中和.

        纖維素:將24% KOH萃取后的沉淀凍干,稱重并討論纖維素組分.

        細胞壁組分中的多糖含量用中性糖和糖醛酸來表示,其中Pectin、HC1和HC2中的中性糖用苯酚-硫酸法檢測,糖醛酸用間羥基聯(lián)苯法檢測,而纖維素的中性糖含量檢測需要先預(yù)處理,用4 mL 2 mol·L-1的硫酸在95 ℃下水解沉淀2 h后離心,取上清液,殘渣用熱水洗滌3次后與上清液混合,定容至100 mL,再按苯酚-硫酸法測定,各細胞壁組分含量均以鮮重表示.

        1.3.10 數(shù)據(jù)分析

        2 結(jié)果與分析

        2.1 外源NO對鉛脅迫下高羊茅生物量、葉綠素含量和Pb2+吸收的影響

        高羊茅在受到Pb2+脅迫后會出現(xiàn)長勢變差,生物量逐漸下降等反應(yīng),而外源添加了SNP后,能夠緩解Pb2+的抑制現(xiàn)象.由圖1可見:分別用Pb2+和SNP處理14 d后,與對照組200Pb相比,200PbS條件下高羊茅的生物量和葉綠素含量出現(xiàn)明顯提高,分別增加了15.4%和11.1%.由于NO可直接作用于細胞壁,使其結(jié)構(gòu)變得松散,或者作用于細胞膜,增強其流動性功能,使得細胞得到擴展[7].

        圖1 硝普鈉對鉛脅迫下高羊茅生物量和葉綠素含量的影響

        相一致的,對于Pb2+的吸收來說,由表1可知:在200PbS脅迫的根中Pb2+的積累量與200Pb存在微量差別,但是葉片中200PbS Pb2+含量比200Pb少9.4%,并且向葉片的轉(zhuǎn)移量更少,這說明經(jīng)SNP處理后,Pb2+主要被保存在了根中,減少葉中的Pb2+含量.

        表1 鉛在高羊茅根和葉中的積累

        2.2 外源NO對鉛脅迫下高羊茅抗氧化酶的影響

        植物能夠正常的生長發(fā)育,是因為其內(nèi)部各個生理過程的氧化還原環(huán)境處于平衡狀態(tài),這得益于其自身的抗氧化酶系統(tǒng),SOD能清除植物細胞內(nèi)超氧陰離子自由基,POD和APX能夠?qū)⑸矬w內(nèi)的積累H2O2分解為水和氧氣,減弱H2O2對其的毒害作用.但當(dāng)受到脅迫時會打破這個平衡,使各個酶活性受到抑制,導(dǎo)致過量的活性氧對機體產(chǎn)生毒害作用[8],甚至造成植株死亡,NO作為外界脅迫下的抗氧化劑,對植物細胞起保護作用,可直接清除活性氧[9].外源NO對鉛脅迫下高羊茅抗氧化酶的影響結(jié)果見圖2,圖2中高羊茅的SOD、POD和APX的活性,無論在是根還是葉中,200PbS處理的組分,均高于200Pb的活性,葉的抗氧化物酶活性均高于根,其中200PbS葉片中APX的活性比根高234.9%.NO提高了植物的抗氧化性,相關(guān)抗氧化酶SOD、POD、APX的活性也有所改善.

        圖2 硝普鈉對鉛脅迫下高羊茅根和葉中超氧化物歧化酶(A)、過氧化物酶(B)、丙二醛水平(C)和抗壞血酸過氧化物酶(D)活性的影響

        2.3 外源NO對鉛脅迫下高羊茅活性氧含量、脂質(zhì)過氧化和電導(dǎo)率的影響

        圖3 硝普鈉對鉛脅迫下高羊茅葉片電導(dǎo)率的影響

        圖4 硝普鈉對鉛脅迫下高羊茅葉片中活性氧含量的影響

        2.4 外源NO對鉛脅迫下高羊茅光合作用的影響

        高羊茅作為一種普通的綠色植物,其生長和繁殖的主要能量來自光合作用,而葉綠素是植物進行光合作用的必需物質(zhì),決定著植物的光合速率,圖1中SNP增加了高羊茅Chl的水平,說明一定濃度的NO能促進植物葉片中Chl的合成[11].除此之外,NO還能緩解Pb2+引起的光抑制,200PbS比200Pb的初始熒光值低,說明200PbS的PSII反應(yīng)中心受到的抑制更小(圖5、圖6、表2),即Pb2+的光抑制現(xiàn)象減弱[12].圖6顯示,在Pb2+和SNP處理2周后,高羊茅葉片出現(xiàn)了明顯的K-band和L-band,說明在反應(yīng)過程中電子傳遞收到阻礙,而200PbS的影響程度更低,SNP有效緩解了這種抑制.

        圖5 硝普鈉對鉛脅迫下高羊茅葉片OJIP瞬態(tài)曲線的影響

        A表示OJIP瞬態(tài)曲線上從O點到K點的熒光值,Wok=(Ft﹣Fo)/(Fk﹣Fo);B表示O點到K點間200Pb與200PbS熒光值的差值,ΔWok

        表2 從OJIP曲線得到的光合作用基本熒光參數(shù)

        在Pb2+處理下,會使得天線色素吸收的光能更多的用于熱耗散,而減少光化學(xué)反應(yīng)的量[13],但經(jīng)SNP處理后,出現(xiàn)了相反的變化,從表3可知,和對照組200Pb相比,200PbS處理組φP0、ψE0、γRC和PIABS都出現(xiàn)上升趨勢,其中PIABS增加了15.8%,而δR0和PItotal分別下降了15.9%和10.3%.在表4中,200PbS處理組的非光化學(xué)淬滅系數(shù)(NPQ、qN)都表現(xiàn)為下降,光化學(xué)淬滅系數(shù)(qP、qL)都表現(xiàn)為上升,說明NO有利于植物光合作用過程(表4).

        表3 通過JIP-test分析OJIP熒光瞬態(tài)曲線所得光合作用參數(shù)

        表4 通過慢速葉綠素?zé)晒鈩恿W(xué)曲線得到的光合作用參數(shù)

        2.5 外源NO對鉛脅迫下高羊茅根系結(jié)構(gòu)及組分的影響

        根系在植物的生長發(fā)育過程中起重要作用,其形態(tài)和結(jié)構(gòu)均能反映受脅迫程度的大小,也是高羊茅吸取營養(yǎng)液的直接器官,是直接與Pb2+和SNP接觸的部分,能夠快速反映出植株的真實狀況.表5直觀地展示了高羊茅根結(jié)構(gòu)的狀況(RL、PA、RS、AD、RV和RTS),NO增加了高羊茅根系的生物量和比表面積,減少了根尖數(shù),由于Pb2+引起根尖分裂受阻,影響了根的正常生理過程,導(dǎo)致根系生長受阻,而NO通過減少對Pb2+的吸收,減輕了Pb2+對根系的破壞(表1).

        表5 高羊茅根系數(shù)據(jù)(總根長、根投影面積、根表面積、根平均直徑、根體積和根尖數(shù))

        細胞壁是響應(yīng)金屬脅迫的功能信號分子和代謝所在的位點,骨架主要由果膠、HC1、HC2和纖維素構(gòu)成.植物應(yīng)對Pb2+脅迫的防御策略主要是通過細胞壁增厚.由圖7可見:在根細胞壁中,200Pb的各個組分(果膠、HC1、HC2和纖維素)的含量、中性糖和糖醛酸的總量均比200PbS高,中性糖和糖醛酸的總量各高22.7%和42.9%.經(jīng)Pb2+處理后,高羊茅根系的多糖總量(中性糖和糖醛酸的和)增加,形成了Pb2+的額外積累空間,為其在植物的吸收提供了基礎(chǔ)[14].糖醛酸作為細胞壁中吸附 Pb2+主要部位,果膠中200Pb的糖醛酸與中性糖的比值也比200PbS高33.3%.而NO可以抑制細胞壁增厚的進程,減少細胞壁中Pb2+的結(jié)合位點,阻止Pb2+通過細胞壁和減少滲入原生質(zhì)體的Pb2+的量(圖7),預(yù)防引起ROS的過量積累(圖4),維持氧化還原平衡和正常生物代謝[15].

        圖7 硝普鈉對鉛脅迫下高羊茅根細胞壁中性糖(A)、糖醛酸(B)及它們比例(C)的影響

        3 結(jié)論

        外源一氧化氮緩解鉛對高羊茅的脅迫作用的機理在于:

        (2)NO提高了抗氧化酶(SOD、POD、APX)的活性,維持植物體內(nèi)的氧化還原平衡,降低脂質(zhì)過氧化對細胞膜的破壞,抑制氧化損傷.

        (3)NO重塑高羊茅根系的結(jié)構(gòu)和組成,減少細胞壁中Pb2+的附著位點,特別是減少Pb2+向葉片的轉(zhuǎn)移,促進葉綠素的合成,保證光合作用的正常運行,使其能為高羊茅的生長發(fā)育提供充足的營養(yǎng).

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