白 曼，孫麗敏，項(xiàng)露頡，賈 超，李佳蓉，姜懷志

（吉林農(nóng)業(yè)大學(xué)動(dòng)物科學(xué)技術(shù)學(xué)院，吉林長(zhǎng)春 130118）

睪丸發(fā)育與精子發(fā)生相關(guān)miRNAs的研究進(jìn)展

白 曼，孫麗敏，項(xiàng)露頡，賈 超，李佳蓉，姜懷志*

（吉林農(nóng)業(yè)大學(xué)動(dòng)物科學(xué)技術(shù)學(xué)院，吉林長(zhǎng)春 130118）

miRNAs是一類(lèi)廣泛存在于真核生物中參與調(diào)節(jié)不同生物過(guò)程的非編碼小RNA，可在轉(zhuǎn)錄后特異結(jié)合mRNAs 3'非翻譯區(qū)降解靶mRNAs或抑制其翻譯，調(diào)控其表達(dá)。miRNAs對(duì)精子發(fā)生的細(xì)胞特異性調(diào)控，對(duì)調(diào)節(jié)雄性生殖具有重要意義。本文概述了miRNAs的生物合成、作用機(jī)制，特別是miRNAs對(duì)睪丸組織發(fā)育及精子發(fā)生的表達(dá)調(diào)控，旨在為進(jìn)一步深入研究miRNAs在雄性生殖中的作用及分子調(diào)控機(jī)制提供參考。

miRNAs；生物合成；表達(dá)調(diào)控；睪丸發(fā)育；精子發(fā)生

miRNAs是一類(lèi)長(zhǎng)約19～24 nt具有調(diào)控作用的內(nèi)源性非編碼單鏈小RNA，廣泛存在于真核生物基因組，可通過(guò)特異結(jié)合mRNAs 3'非翻譯區(qū)調(diào)控靶基因表達(dá)。曾被認(rèn)為是“基因組垃圾”的miRNA調(diào)控人類(lèi)基因組1/3以上蛋白編碼基因，作為關(guān)鍵基因調(diào)控因子，參與細(xì)胞分化、增殖和凋亡等許多細(xì)胞過(guò)程，在轉(zhuǎn)錄后水平調(diào)控基因修飾作用，參與生長(zhǎng)、發(fā)育、生殖和疾病產(chǎn)生等多種生物學(xué)代謝過(guò)程調(diào)控。Lee等[1]發(fā)現(xiàn)了第1個(gè)在轉(zhuǎn)錄后水平參與調(diào)控線蟲(chóng)胚胎發(fā)育的miRNA（lin-4）。Reinhart等[2]在線蟲(chóng)中發(fā)現(xiàn)了第2個(gè)具有轉(zhuǎn)錄后調(diào)控發(fā)育功能的miRNA（let-7）。此后，研究人員相繼在線蟲(chóng)、果蠅和人體發(fā)現(xiàn)上百種長(zhǎng)度相似的小分子RNA，隨后又在動(dòng)植物中鑒定出成百上千種與lin-4和let-7功能相似的miRNAs，并命名為microRNA（miRNA）。隨著對(duì)miRNA相關(guān)進(jìn)化、生物合成、表達(dá)模式等功能和分子機(jī)制研究的深入，人們建立起miRNA登記、分類(lèi)和命名規(guī)則，并構(gòu)建了miRNA數(shù)據(jù)庫(kù)（miRBase）。

睪丸內(nèi)精子發(fā)生是一個(gè)復(fù)雜而精確的過(guò)程，精子發(fā)生過(guò)程的分子事件必須受到嚴(yán)格調(diào)控才能將遺傳信息及表觀信息正確地傳遞給下一代。研究表明，miRNA與睪丸發(fā)育及精子發(fā)生密切相關(guān)，且miRNA表達(dá)量隨著睪丸及精細(xì)胞的發(fā)育呈動(dòng)態(tài)變化，miRNA表達(dá)異常會(huì)使睪丸發(fā)育和精子發(fā)生障礙，并導(dǎo)致雄性不育[3]。因此，深入了解調(diào)控睪丸發(fā)育和精子發(fā)生的miRNA，對(duì)于找到精子發(fā)生調(diào)控靶點(diǎn)和治療雄性不育具有重要意義。

1 miRNA概述

1.1 miRNA生物合成與作用機(jī)制 真核生物miRNA合成大致需要經(jīng)歷幾個(gè)階段：pri-miRNA轉(zhuǎn)錄、pre-miRNA形成、pre-miRNA轉(zhuǎn)運(yùn)、雙鏈miRNA產(chǎn)生及成熟，每一個(gè)生物過(guò)程都需要內(nèi)切酶的參與[4]。在典型的miRNA生物合成途徑中，核內(nèi)miRNA host基因首先在RNA聚合酶Ⅱ和Ⅲ參與下，轉(zhuǎn)錄形成具有較長(zhǎng)莖環(huán)結(jié)構(gòu)的pri-miRNA，經(jīng)Drosha/DGRC（人）或Drosha-Pasha（果蠅）復(fù)合體加工形成大約70 nt具有發(fā)夾結(jié)構(gòu)的premiRNA。pre-miRNA通過(guò)exportion-5（核轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白受體）從細(xì)胞核轉(zhuǎn)移到細(xì)胞質(zhì)，并在細(xì)胞質(zhì)中被Dicer酶（RNaseⅢ核酸內(nèi)切酶）剪切掉莖環(huán)結(jié)構(gòu)，形成19～24 bp的miRNA， 即miRNA*雙鏈體。其中一條miRNA鏈裝載到Argonaute（AGO）蛋白上保留下來(lái)形成成熟miRNA，稱為“Guide Strand”，即通常所說(shuō)的miRNA；另一條鏈則被降解[5]，稱作“Passenger Strand”，也叫“*”鏈，常表示為“miR-×××*”，一般不容易檢測(cè)到。大部分miRNA是以這種形式形成的。另外，還有幾種非典型的miRNA合成途徑繞過(guò)Drosha對(duì)pri-RNA剪切，在上游加工過(guò)程中，通過(guò)套索去分支酶對(duì)Mirtron及加尾Mirtron尾部剪切，產(chǎn)生直接適合于Dicer剪切的發(fā)夾狀pre-RNA，或由shRNA及加尾shRNA在未知核酶作用下產(chǎn)生Dicer能剪切的發(fā)夾狀pre-mRNA。之后進(jìn)入細(xì)胞質(zhì)中與典型miRNA形成過(guò)程相同（miRNA的典型和非典型合成途徑見(jiàn)圖1）。通過(guò)典型合成途徑產(chǎn)生的miRNA主要來(lái)自于pri-miRNA 5'臂，而經(jīng)過(guò)非典型合成途徑產(chǎn)生的miRNA主要來(lái)自于Mirtron 3'臂[6]。

結(jié)合AGO蛋白的成熟miRNA與蛋白因子復(fù)合物結(jié)合形成RNA誘導(dǎo)沉默復(fù)合物（RISC）后，通過(guò)堿基互補(bǔ)配對(duì)原則識(shí)別靶mRNA 3'UTR，大部分miRNA通過(guò)RNA降解及翻譯抑制2種作用機(jī)制發(fā)揮調(diào)控作用。當(dāng)miRNA與靶mRNA 3'UTR完全互補(bǔ)時(shí)，可使靶mRNA降解，植物中大部分miRNA是這種作用機(jī)制；當(dāng)miRNA與靶mRNA 3'UTR不完全互補(bǔ)時(shí)，可使靶mRNA翻譯抑制，如大多數(shù)動(dòng)物miRNA通過(guò)翻譯抑制發(fā)揮作用[7]。研究發(fā)現(xiàn)，5′UTR區(qū)和編碼區(qū)同樣也可作為miRNA作用靶點(diǎn)，此時(shí)，miRNA 主要在翻譯起始階段發(fā)揮抑制作用，如通過(guò)與翻譯起始復(fù)合物競(jìng)爭(zhēng)mRNA 5′UTR區(qū)7-甲基-鳥(niǎo)嘌呤帽子結(jié)構(gòu)，或影響核糖體大小亞基聚合抑制靶基因翻譯；miRNA亦能在翻譯起始后減緩核糖體在翻譯中的移動(dòng)速度或促進(jìn)核糖體提早解離等抑制翻譯，miRNA還可通過(guò)RISC結(jié)合在靶mRNA上改變mRNP結(jié)構(gòu)和功能，從而促進(jìn)mRNA的剪切或降解[8]。

圖1 miRNA的生物合成過(guò)程[9]

1.2 miRNA命名 隨著研究發(fā)展，越來(lái)越多miRNA被發(fā)現(xiàn)，為使miRNA能夠被清楚識(shí)別而不被混淆，科學(xué)家制定了幾種命名方法，最早用“-s”（sence）和 “-as”（ antisence）來(lái)對(duì)先導(dǎo)鏈（-s）和*號(hào)鏈（-as）命名，以代表RNA雙鏈體形成過(guò)程的正向和反向，但容易混淆，在較早的文獻(xiàn)中容易見(jiàn)到這種命名方式，現(xiàn)已被取消。后來(lái)用“Guide Strand（先導(dǎo)鏈）”和“Passenger Strand（*）”分別命名2條鏈，*號(hào)鏈表達(dá)量特別低，所以經(jīng)常被認(rèn)為沒(méi)有功能[10]。但自2011年開(kāi)始，研究發(fā)現(xiàn)miRNA的*號(hào)鏈也有功能，且功能可能比先導(dǎo)鏈更強(qiáng)大。于是產(chǎn)生了新的命名方法，即根據(jù)miRNA產(chǎn)生于pre-miRNA 5'臂或3'臂而將其命名為miR-×××-5p或miR-×××-3p。miRNA成熟體一般簡(jiǎn)寫(xiě)為miR，miRNA前體則用mir表示。采用3～4個(gè)字母代表miRNA來(lái)源物種名縮寫(xiě)，阿拉伯?dāng)?shù)字表示發(fā)現(xiàn)先后順序，高度同源miRNA 在數(shù)字后加上英文小寫(xiě)字母(a，b，c， …)。以hsamiR-199a-1-5p（也叫hsa-miR-199a-1*）為例，hsa表示miRNA來(lái)源于人，miR表示miRNA成熟體，199表示第199個(gè)被發(fā)現(xiàn)的miRNA，a表示miRNA在高度同源中編號(hào)為a，1表示miRNA在1號(hào)染色體上形成，5p表示miRNA來(lái)自于前體miRNA 5’臂。

目前，miRNA命名中有先導(dǎo)鏈和*號(hào)鏈2種，而表達(dá)量很低的*號(hào)鏈到底有何作用，是不是很關(guān)鍵，還需要大量研究證明。miRNA生物合成、作用機(jī)制及命名規(guī)則也會(huì)隨著研究的新發(fā)現(xiàn)而更新。

2 睪丸發(fā)育相關(guān)調(diào)控miRNA

miRNA廣泛表達(dá)于各種組織和細(xì)胞，且許多miRNA表達(dá)模式是固定的，但miRNA表達(dá)具有組織特異性和物種特異性。睪丸是哺乳動(dòng)物產(chǎn)生精子和分泌雄激素的特殊組織，其中精子發(fā)生很大程度上受到miRNA調(diào)控，對(duì)睪丸中miRNA研究發(fā)現(xiàn)，許多miRNA在睪丸及生殖細(xì)胞（精原細(xì)胞，精母細(xì)胞及精子）中特異表達(dá)。研究人員通過(guò)高通量測(cè)序、基因芯片與qRT-PCR等方法已篩選鑒定出人、鼠、山羊等動(dòng)物睪丸及生殖細(xì)胞特異表達(dá)的miRNA，以及miRNA在人、鼠、豬、狗、果蠅等睪丸中的表達(dá)譜，并篩選出不同發(fā)育階段睪丸差異表達(dá)miRNA，發(fā)現(xiàn)不同發(fā)育階段睪丸miRNA表達(dá)模式明顯不同（表1）。睪丸miRNA表達(dá)階段特異性表明，miRNA對(duì)調(diào)節(jié)睪丸發(fā)育和精子發(fā)生具有重要作用。研究發(fā)現(xiàn)，不同時(shí)期附睪上皮和不同附睪區(qū)域miRNA表達(dá)也存在差異，新生兒附睪檢測(cè)到有127種miRNA表達(dá)，而成年人和老年人附睪分別只檢測(cè)到3種和2種miRNA[11]。牛附睪頭和附睪尾上皮細(xì)胞分泌的囊泡中也含有不同miRNA[12]?？梢?jiàn)，miRNA對(duì)附睪內(nèi)精子成熟也發(fā)揮了重要的調(diào)節(jié)作用。睪丸miRNA的差異表達(dá)見(jiàn)表1。生物技術(shù)的不斷發(fā)展將有助于發(fā)現(xiàn)更多睪丸中特異性表達(dá)miRNA，研究miRNA的物種特異性和睪丸階段特異性有助于解析miRNA在睪丸發(fā)育、成熟和精子發(fā)生中的調(diào)控作用。

表1 在睪丸中表達(dá)的miRNA

3 精子發(fā)生相關(guān)調(diào)控miRNA

精子發(fā)生是一個(gè)發(fā)生在睪丸曲細(xì)精管中由精原干細(xì)胞增殖分化，形成精子的復(fù)雜、精確而連續(xù)過(guò)程，主要分為3個(gè)階段：精原細(xì)胞分化形成初級(jí)精母細(xì)胞；初級(jí)精母細(xì)胞經(jīng)歷兩次連續(xù)減數(shù)分裂形成圓形精子細(xì)胞；圓形精子細(xì)胞分化變形為成型精子，釋放到曲精細(xì)管管腔后，轉(zhuǎn)移至附睪中成熟、儲(chǔ)存。精子發(fā)生過(guò)程中，每種細(xì)胞都會(huì)產(chǎn)生高度有序且特異的轉(zhuǎn)錄組表達(dá)譜，因此，在精原細(xì)胞有絲分裂、精母細(xì)胞減數(shù)分裂及圓形精子單倍體化和后期精子變形過(guò)程都有大量特異基因參與調(diào)控。miRNA通過(guò)調(diào)控靶基因表達(dá)來(lái)調(diào)控精子發(fā)生中有絲分裂、減數(shù)分裂及減數(shù)分裂后期過(guò)程，且miRNA以細(xì)胞特異方式參與調(diào)控精子發(fā)生各個(gè)階段。如：miR-221/ miR222可通過(guò)抑制c-KIT基因表達(dá)抑制精原細(xì)胞分化，使精原細(xì)胞處于有絲分裂狀態(tài)[23]。在精原干細(xì)胞、減數(shù)分裂前細(xì)胞及減數(shù)分裂細(xì)胞（初級(jí)精母細(xì)胞）中特異表達(dá)的miRNA分別有17、11和13個(gè)，其中miR-221（精原干細(xì)胞特異表達(dá)）、miR-203（減數(shù)分裂前細(xì)胞特異表達(dá)）和miR-34b-5（初級(jí)精母細(xì)胞特異表達(dá)）的靶基因分別是 c-KIT、 RBM44和 CDK6，三者協(xié)同互作調(diào)控精子發(fā)生[24]。

3.1 miRNA對(duì)精原干細(xì)胞的調(diào)節(jié) 精原干細(xì)胞具有自我更新和分化形成精原細(xì)胞的雙重特性，精子發(fā)生就是從精原干細(xì)胞開(kāi)始，精原干細(xì)胞增殖和分化平衡是保證其能產(chǎn)生足夠精原細(xì)胞從而確保終身提供精子的前提，miRNA在精原干細(xì)胞自我更新和分化過(guò)程中起到重要調(diào)節(jié)作用。精原干細(xì)胞分化是一個(gè)涉及維甲酸信號(hào)調(diào)控的過(guò)程。miR17-92簇、miR290-295簇、miR146、miR20、 miR21、miR106a、 miR106b、miR221和miR222 在富含THY1未分化的精原細(xì)胞中高表達(dá)，而在體內(nèi)外維甲酸誘導(dǎo)的精原細(xì)胞分化過(guò)程中均顯著下調(diào)，表明這些miRNA參與調(diào)控精原干細(xì)胞的增殖和分化。維甲酸抑制miR17-92簇和miR-106b表達(dá)，從而上調(diào)BIM、KIT、SOCS3和STAT3基因表達(dá)，調(diào)節(jié)精原干細(xì)胞分化，且miR17-92簇和miR-106b可通過(guò)協(xié)調(diào)互作調(diào)節(jié)精子發(fā)育，即當(dāng)雄性生殖細(xì)胞中miR17-92簇缺失，miR-106b表達(dá)量會(huì)顯著下調(diào)。miR-let-7家族成員（a/b/d/e/g/）可通過(guò)調(diào)節(jié)IGF1信號(hào)通路促進(jìn)精原細(xì)胞分化[25]；miR20 和miR106a通過(guò)下調(diào)靶基因STAT3和CCND1表達(dá)促進(jìn)精原干細(xì)胞自我更新[26]。對(duì)精原干細(xì)胞起調(diào)節(jié)作用的miRNA詳細(xì)見(jiàn)表2。

3.2 miRNA對(duì)減數(shù)分裂和精子形成的調(diào)控 減數(shù)分裂和精子形成是雄性生殖細(xì)胞特有過(guò)程。減數(shù)分裂階段包括染色體復(fù)制、重組和精母細(xì)胞2次連續(xù)減數(shù)分裂；精子形成階段即精子細(xì)胞分化形成精子，這2個(gè)階段中均有大量miRNA參與精子發(fā)生表達(dá)調(diào)控。miR449 和miR34b/miR34c，通過(guò)抑制NOTCH1和DA2L基因表達(dá)影響生殖細(xì)胞分化和存活，miR-34c在粗線期精母細(xì)胞和圓形精子細(xì)胞中高表達(dá)，通過(guò)抑制ATF1基因表達(dá)影響B(tài)CL-2/ BAX基因表達(dá)，促進(jìn)小鼠雄性生殖細(xì)胞凋亡。影響減數(shù)分裂和精子發(fā)生的miRNA見(jiàn)表3。

3.3 miRNA與精子發(fā)生障礙 精子發(fā)生障礙包括無(wú)精子癥、少弱精子癥、生殖細(xì)胞瘤等睪丸疾病引起的睪丸發(fā)育異常和精子發(fā)生紊亂。利用基因芯片和RT-PCR技術(shù)的研究表明，許多miRNA（如miR-449b、miR-34b、miR-517c、miR-181c和 miR-605等）在弱精子癥或少精子癥患者睪丸中表達(dá)量與正常男性明顯不同，miR-122、miR-34c-5p、miR-146-5p、miR-374b等在無(wú)精子癥患者睪丸中表達(dá)量明顯下降，但在少弱精子癥患者睪丸中表達(dá)量有所升高[42]。和正常男性相比，非梗阻性無(wú)精子癥患者精清中miR-141（靶基因CBL和TGFβ2）、miR-7-1-3P（靶基因RBL和PIK3R3）及miR-429表達(dá)量均明顯高于正常男性精清中的表達(dá)量[43]。miR-383（靶基因 FMRP ）在精子成熟受阻患者睪丸中表達(dá)量下降[44]。精子發(fā)生障礙不僅與miRNA表達(dá)異常相關(guān)，還與miRNA合成異常相關(guān)。miRNA合成受到關(guān)鍵蛋白Dicer1、DGCR8、Drosha和AGO影響。特異性滅活雄性生殖細(xì)胞中Dicer1和DGCR8基因會(huì)使減數(shù)分裂過(guò)程發(fā)生變化，增加生殖細(xì)胞凋亡，破壞精子成熟過(guò)程，造成雄性不育[45]。雄性生殖細(xì)胞早期，Drosha缺失會(huì)使減數(shù)分裂細(xì)胞和減數(shù)分裂后細(xì)胞發(fā)生異常，導(dǎo)致雄性不育，AGO4富集在精母細(xì)胞核上，決定著精母細(xì)胞從有絲分裂向減數(shù)分裂的轉(zhuǎn)變，AGO4缺失會(huì)抑制雄性生殖細(xì)胞減數(shù)分裂Ⅰ階段某些miRNA的表達(dá)[46]。

表2 調(diào)控精原干細(xì)胞增殖和分化的miRNA

表3 影響減數(shù)分裂和精子發(fā)生的miRNA

由此可見(jiàn)，miRNA是睪丸發(fā)育和精子發(fā)生不可或缺的調(diào)控因子，通過(guò)靶向抑制關(guān)鍵基因表達(dá)來(lái)調(diào)控精原干細(xì)胞分化、精母細(xì)胞減數(shù)分裂、精細(xì)胞變形及精子成熟。在睪丸發(fā)育和精子發(fā)生過(guò)程中，每一個(gè)環(huán)節(jié)都不僅僅只有一種、一簇或一個(gè)家族的miRNA參與，某些功能相關(guān)miRNA還具有補(bǔ)償效應(yīng)。miRNA表達(dá)異常與合成變異均可導(dǎo)致精子發(fā)生低下、受阻及雄性不育。因此，探索睪丸發(fā)育和精子發(fā)生中的特異miRNA及其調(diào)控功能，對(duì)于進(jìn)一步找到精子發(fā)生調(diào)控靶點(diǎn)，治療雄性不育具有重要意義。

4 小 結(jié)

正常睪丸發(fā)育和精子發(fā)生是提高動(dòng)物精液產(chǎn)量和獲得高品質(zhì)精液的基礎(chǔ)和前提，是雄性動(dòng)物生殖健康和正常生育能力的保障。miRNA通過(guò)轉(zhuǎn)錄后降解靶基因mRNA或抑制靶基因翻譯，對(duì)睪丸發(fā)育和精子發(fā)生中有絲分裂、減數(shù)分裂以及精子變形階段都具有重要調(diào)控作用。雖然部分miRNA 調(diào)控功能已經(jīng)得到確定，但還有許多miRNA功能尚不清楚，且miRNA在雄性生殖系統(tǒng)中的作用機(jī)制尚不十分明確，進(jìn)一步篩選出睪丸發(fā)育和精子發(fā)生的調(diào)控miRNA，并揭示其調(diào)控機(jī)制，不僅能為提高公畜精液品質(zhì)提供新途徑，還能為男性不育提供新的診療方法。因此，在未來(lái)的研究中，應(yīng)著眼于睪丸發(fā)育和精子發(fā)生階段特異性表達(dá) miRNA，重點(diǎn)開(kāi)展miRNA表達(dá)分析和功能驗(yàn)證等研究，進(jìn)一步探索出miRNA與睪丸發(fā)育和精子發(fā)生的相關(guān)性，找出睪丸發(fā)育和精子發(fā)生的調(diào)控靶點(diǎn)。

[1] Lee R C, Feinbaum R L, Ambros V. The C. elegansheterochronic gene lin-4, encodes small RNAs with antisense complementarity to lin-14[J]. Cell, 1993, 89(6):1828-1835.

[2] Reinhart B J, Slack F J, Basson M, et al. The 21-nucleotide let-7 RNA regulates developmental timing in Caenorhabditiselegans[J]. Nature, 2000, 403(6772):901-906.

[3] Lian C, Sun B, Niu S, et al. A comparative profile of the microRNA transcriptome in immature and mature porcine testes using Solexa deep sequencing[J]. Febs J, 2012, 279(6):964-975.

[4] Yue S B, Trujillo R D, Tang Y, et al. Loop nucleotides control primary and mature miRNA function in target recognition and repression[J]. RNA Biol, 2011, 8(6):1115-1123.

[5] O'Hara A J, Vahrson W, Dittmer D P. Gene alteration and precursor and mature microRNA transcription changes contribute to the miRNA signature of primary effusion lymphoma[J]. Blood, 2008, 111(4):2347-2353.

[6] Havens M A, Reich A A, Duelli D M, et al. Biogenesis of mammalian microRNAs by a non-canonical processing pathway[J]. Nucleic Acids Res, 2012, 40(10):4626-4640.

[7] Curtin S J, Michno J M, Campbell B W, et al. microRNA maturation and microRNA target gene expression regulation are severely disrupted in soybean dicer-like1 double mutants[J]. G3 (Bethesda), 2016, 6(2): 423-433.

[8] Piao X H, Zhang X, Wu L G, et al. CCR4-NOTDeadenylates mRNA Associated with RNA-Induced Silencing Complexes inHuman Cells[J]. Mol Cell Biol, 2010, 30(6): 1486-1494.

[9] Babiarz J E, Ruby J G, Wang Y, et al. Mouse ES cells express endogenous shRNAs, siRNAs, and other Microprocessor-independent, Dicer-dependent small RNAs[J]. Genes Dev, 2008, 22(20):2773-2785.

[10] O'Toole A S, Miller S, Haines N, et al. Comprehensive thermodynamic analysis of 3′ double-nucleotide overhangs neighboring Watson-Crick terminal base pairs[J]. Nucleic Acids Res, 2006, 34(11): 3338-3344.

[11] Zhang J, Liu Q, Zhang W, et al. Comparative profiling of genes and miRNAs expressed in the newborn, young adult, and aged human epididymides[J]. Acta Biochim Biophys Sin (Shanghai), 2010, 42(2):145-153.

[12] Belleannée C, Calvo é, Caballero J, et al. Epididymosomes convey different repertoires of microRNAs throughout the bovine epididymis[J]. Biol Reprod, 2013, 89(2):958-962.

[13] Yang Q, Hua J, Wang L, et al. MicroRNA and piRNA profiles in normal human testis detected by next generation sequencing [J]. PLoS One, 2013, 8(6):300-306.

[14] Ro S, Park C, Sanders K M, et al. Cloning and expressionprofiling of testis-expressed microRNAs[J]. Dev Biol, 2007, 311(2): 592-602.

[15] Wu J, Zhu H, Song W, et al. Identification of Conservative MicroRNAs in Saanen Dairy Goat Testis Through Deep Sequencing[J]. Reprod Domest Anim, 2013, 49(1):3-40.

[16] Yan N, Lu Y, Sun H, et al. A microarray for microRNA profiling in mouse testis tissues[J]. Reproduction, 2007, 134:73-79.

[17] Kasimanickam V R, Kasimanickam R K. Differential expression of microRNAs in sexually immature and mature canine testes[J]. Theriogenology, 2015, 83(3):394-398.

[18] Zhang X, Li C, Liu X, et al. Differential expression of miR-499 and its predicted target genes in testicular tissue of swine at different development stages[J]. DNA Cell Biol, 2015, 34(7): 464-469.

[19] Tariq K, Peng W, Saccone G, et al. Identification, characterization and target gene analysis of testicular microRNAs in the oriental fruit fly Bactroceradorsalis[J]. Insect Mol Biol, 2015, 25(1):32-43.

[20] Lian J, Zhang X, Tian H, et al. Altered microRNA expression in patients with non-obstructive azoospermia[J]. Reprod Biol Endocrinol, 2009, 7: 13.

[21] Moritoki Y, Hayashi Y, Mizuno K, et al. Expression profiling of microRNA in cryptorchid testes: miR-135a contributes to the maintenance of spermatogonial stem cells by regulating FoxO1[J]. J Urol, 2014, 191(4): 1174-1180.

[22] Abu-Halima M, Backes C, Leidinger P, et al. MicroRNA expression profiles in human testicular tissues of infertile men with different histopathologic patterns[J]. Fertil Steril, 2014, 101(1): 78-86.

[23] Yang Q E, Racicot K E, Kaucher A V, et al. MicroRNAs 221 and222 regulate the undifferentiated state in mammalian male germ cells[J]. Development, 2013, 140:280-290.

[24] Smorag L, Zheng Y, Nolte J, et al. MicroRNA signature in various cell types of mouse spermatogenesis: Evidence for stage-specifically expressed miRNA-221, -203 and -34b-5p mediated spermatogenesis regulation[J]. Biol Cell, 2012, 104(11):677-692.

[25] Shen G, Wu R, Liu B, et al. Upstream and downstream mechanismsfor the promotingeffects of IGF-1 on differentiation of spermatogonia to primary spermatocytes[J]. Life Sci, 2014, 101: 49-55.

[26] He Z, Jiang J, Kokkinaki M, et al. MiRNA-20 and mirna-106a regulate spermatogonial stem cell renewal at the posttranscriptional level via targeting STAT3 and Ccnd1[J]. Stem Cells, 2013, 31(10):2205-2217.

[27] Tong M H, Mitchell D A, McGowan S D, et al. Two miRNA clusters, Mir-17–92 (Mirc1) and Mir-106b-25 (Mirc3), are involved in the regulation of spermatogonial differentiation in mice[J]. Biol Reprod, 2012, 86(3):72, 1-10.

[28] McIver S C, Stanger S J, Santarelli D M, et al. A unique combination of male germ cell miRNAs coordinates gonocyte differentiation[J]. PLoS One, 2012, 7(4): e35553.

[29] Huszar J M, Payne C J.MicroRNA 146 (Mir146) modulates spermatogonial differentiation by retinoic acid in mice[J]. Biol Reprod, 2013, 88(1):15, 1-10.

[30] Yang Q E, Racicot K E, Kaucher A V, et al. MicroRNAs 221 and 222 regulate the undifferentiated state in mammalian male germ cells[J]. Development, 2013, 140(2): 280-290.

[31] Niu Z, Goodyear S M, Rao S, et al. MicroRNA-21 regulates the self-renewal of mouse spermatogonial stem cells[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2011, 108(31): 12740-12745.

[32] Cui N, Hao G, Zhao Z, et al. MicroRNA-224 regulates selfrenewal of mouse spermatogonial stem cells via, targeting DMRT1[J]. J Cell Mol Med, 2016, 20(8):1503-1512.

[33] Song W, Mu H, Wu J, et al. miR-544 Regulates dairy goat male germline stem cell self-renewal via targeting PLZF[J]. J Cell Biochem, 2015, 116(10):2155-2165.

[34] 梅星星, 李小勇, 吳際. 一組miRNAs在睪丸發(fā)育中的表達(dá)及miR-125a對(duì)精原干細(xì)胞發(fā)育的調(diào)節(jié)作用. 上海交通大學(xué)學(xué)報(bào):醫(yī)學(xué)版, 2015, 35(5):625-630.

[35] Liang X, Zhou D, Wei C, et al. MicroRNA-34c enhances murine male germ cell apoptosis through targeting ATF1[J]. PLoS One, 2012, 7(3): e33861.

[36] 查醒. MIR-183靶向TEX15調(diào)控精子發(fā)生[D]. 合肥: 安徽醫(yī)科大學(xué), 2016.

[37] Dai L, Tsai-Morris C H, Sato H, et al. Testis-specific miRNA-469 up-regulated in gonadotropin-regulated testicular RNA Helicase (GRTH/DDX25)-null mice silences transition protein 2 and protamine 2 messages at sites within coding region[J]. J Biol Chem, 2011, 286(52):44306-44318.

[38] Liu T, Huang Y, Liu J, et al. MicroRNA-122 influences the development of sperm abnormalities from human induced pluripotent stem cells by regulating TNP2 expression[J]. Stem Cells Dev, 2013, 22(12): 1839-1850.

[39] Bao J, Li D, Wang L, et al. MicroRNA-449 and microRNA 34b/cfunction redundantly inmurine testes by targeting E2F transcription factor-retinoblastoma protein (E2F-pRb) pathway[J]. J Biol Chem, 2012, 287(26): 21686-21698.

[40] Bj?rk J K, Sandqvist A, Elsing A N, et al. miR-18, a member of Oncomir-1, targets heat shock transcription factor 2 in spermatogenesis[J]. Development, 2010, 137(19): 3177-3184.

[41] Rajender S, Meador C, Agarwal A. Small RNA in spermatogenesis and male infertility[J]. Front Biosci (Schol Ed), 2012, 4: 1266-1274.

[42] Wang F, Yu J, Yang G H, et al. Regulation of erythroid differentiation by miR-376a and its targets[J]. Cell Res,2011, 21(8): 1196-1209.

[43] Wu W, Qin Y, Li Z, et al. Genome wide microRNA expression profiling in idiopathic non-obstructive azoospermia: significant up-regulation of miR-141, miR-429 and miR-7-1-3p[J]. Hum Reprod, 2013, 28(7):1827-1836.

[44] Tian H, Cao Y X, Zhang X S, et al. The targeting and functions of miRNA-383 are mediated by FMRP during spermatogenesis[J]. Cell Death Dis, 2013, 4: e617.

[45] Modzelewski A J, Hilz S, Crate E A, et al. Dgcr8 and Dicer are essential for sex chromosome integrity during meiosis in males[J]. J Cell Sci, 2015, 128(12): 2314-2327.

[46] Modzelewski A J, Holmes R J, Hilz S, et al. AGO4 regulates entry into meiosis and influences silencing of sex chromosomes in the male mouse germline[J]. Dev Cell, 2012, 23(2):251-264.

Research Progress on miRNAs in Testis Development and Spermatogenesis

BAI Man, SUN Li-min, XIANG Lu-jie, JIA Chao, LI Jia-rong, JIANG Huai-zhi*
(College of Animal Science and Technology, Jilin Agricultural University, Jilin Changchun 130118, China)

miRNAs are a class of non-coding small RNA, which are widely existed in eukaryotes and involved in regulating different biological processes. miRNAs can degrade the target gene or inhibit the gene translation by targeting 3’UTR of mRNAs at the post transcriptional level to regulate the expression of gene. The cell specific regulation of miRNAs in spermatogenesis is important to regulate male reproduction. This article reviewed the biosynthesis, mechanism and especially the expressions of miRNAs in testis development and spermatogenesis, which provides a reference for further research on the role and molecular regulation mechanism of miRNAs in male reproduction.

miRNAs; Biosynthesis; Expression regulation; Testis development; Spermatogenesis

R321.1

A

10.19556/j.0258-7033.2017-06-004

2016-11-15；

2017-03-10

吉林省科技發(fā)展計(jì)劃項(xiàng)目（20160204018NY）

白曼(1990-)，女，遼寧營(yíng)口人，博士研究生，研究方向?yàn)榫d山羊遺傳育種與繁殖，E-mail：1070598730@qq.com * 通訊作者：姜懷志，E-mail：jianghz6806@126.com