梁新紅，孫俊良，馬漢軍，王田林

（河南科技學(xué)院食品學(xué)院，河南 新鄉(xiāng) 453003）

兩步超濾法分離甘薯β-淀粉酶

梁新紅，孫俊良*，馬漢軍，王田林

（河南科技學(xué)院食品學(xué)院，河南 新鄉(xiāng) 453003）

采用50 kD和10 kD兩種超濾膜對(duì)甘薯β-淀粉酶進(jìn)行兩步超濾，研究了超濾分離甘薯中β-淀粉酶的最佳工藝。結(jié)果表明，膜超濾中跨膜壓力為0.12 MPa、超濾時(shí)間40 min、操作溫度35 ℃、物料pH值為7.0。在此條件下，β-淀粉酶比活力為71 627 U/mg，純化倍數(shù)為11.85，酶活回收率為82.79%，表明分離后的酶經(jīng)十二烷基硫酸鈉-聚丙烯酰胺凝膠電泳分析為單一條帶。

兩步超濾法；分離純化；甘薯；β-淀粉酶

β-淀粉酶（E.C.3.2.1.2）是外切型糖化酶，作用于淀粉的水解產(chǎn)物是麥芽糖及大分子β-界限糊精，主要應(yīng)用于食品、發(fā)酵、紡織、制藥等工業(yè)過程中[1-5]。β-淀粉酶廣泛存在于高等植物中，如甘薯、大麥、小麥、大豆等[6-9]。甘薯中β-淀粉酶是塊根中僅次于甘薯貯藏蛋白的一種蛋白質(zhì)成分，約占?jí)K根可溶性蛋白的5%[10-11]。與微生物β-淀粉酶相比，植物中的β-淀粉酶具有酶活力高、耐熱性好、作用pH值范圍廣等特點(diǎn)[12-13]。隨著淀粉行業(yè)的迅猛發(fā)展，β-淀粉酶的應(yīng)用范圍越來越廣，而我國β-淀粉酶的研制并沒有取得大的突破。

β-淀粉酶純化一般先用硫酸銨沉淀獲得粗酶液，然后用凝膠柱如Sephadex G-200[14-15]，離子交換柱如DEAECellulofine[14,16]、DEAE-Sephrose[17]等，以及FPLC MonoQ柱層析技術(shù)[18]進(jìn)行層析分離，這些分離方法雖然產(chǎn)品純度高，但分離規(guī)模有限且酶活回收率較低。

超濾是以大分子與小分子分離為目的，以壓力為推動(dòng)力的膜分離技術(shù)之一[19]。超濾法以膜的截留分子質(zhì)量對(duì)物料進(jìn)行分離[20-21]。超濾應(yīng)用于蛋白的分離純化已有報(bào)道，Datta等[22]應(yīng)用兩步超濾法分離純化蛋清中卵清蛋白，郝更新等[23]應(yīng)用超濾法富集了牡蠣蛋白活性肽，Zhou等[24]應(yīng)用超濾法分離純化了玉米蛋白的抗氧化活性肽。未見有應(yīng)用兩步超濾法分離純化甘薯β-淀粉酶的文獻(xiàn)報(bào)道。

本實(shí)驗(yàn)采用兩種不同孔徑的中空纖維超濾膜，研究?jī)刹匠瑸V分離純化甘薯中β-淀粉酶，并研究超濾時(shí)跨膜壓力、超濾時(shí)間、溫度及酶液pH值等對(duì)膜通量的影響，優(yōu)化兩步超濾工藝參數(shù)，為甘薯β-淀粉酶高效分離提供實(shí)踐及理論基礎(chǔ)，以期為β-淀粉酶工業(yè)化生產(chǎn)提供參考。

1 材料與方法

1.1 材料

甘薯：徐薯18號(hào)，采自河南科技學(xué)院甘薯實(shí)驗(yàn)田。

1.2 儀器與設(shè)備

膜超濾分離裝置（中空纖維超濾膜（孔徑分別為50、10 kD）） 上海亞東核級(jí)樹脂有限公司；RC5C型冷凍離心機(jī) 美國Sovall公司。

1.3 方法

1.3.1 甘薯β-淀粉酶粗酶液制備

稱取1 000 g甘薯，洗凈后切塊，加入蒸餾水2 000 mL，于粉碎機(jī)中粉碎1 min。過40 目篩，濾液置于冷凍離心機(jī)中4 ℃、4 000 r/min離心15 min。取上清液于4 ℃冰箱中保存。

稱取硫酸銨472 g，上清液1 000 mL，調(diào)至硫酸銨的飽和度為70%，用磷酸鹽緩沖液調(diào)pH值至5.0，于4 ℃冰箱中靜置4 h。然后用冷凍離心機(jī)4 ℃、8 000 r/min離心15 min，收集沉淀。將沉淀溶解至500 mL，選用截留分子質(zhì)量為10 kD的透析袋透析除鹽24 h。

1.3.2 膜通量的測(cè)定

膜通量即單位時(shí)間內(nèi)通過單位膜面積的透過液體積。超濾系統(tǒng)運(yùn)行穩(wěn)定后，控制壓力、溫度、pH值等操作參數(shù)，待運(yùn)行穩(wěn)定后取樣，記錄一定時(shí)間內(nèi)的透過液體積，膜通量計(jì)算見下式。

式中：J為膜通量/（L/（m2·h））；V為透過液總體積/L；t為過濾時(shí)間/h；A為有效膜面積/m2。

1.3.3 超濾操作

第1步：粗酶液經(jīng)50 kD膜超濾，主要截留粗酶液中大分子蛋白及其他大分子有機(jī)物，甘薯β-淀粉酶分子質(zhì)量小于50 kD[25-26]，進(jìn)入透過液中，進(jìn)行第2步超濾。

第2步：用10 kD膜超濾，主要將第1步透過液中低分子蛋白及其他小分子物質(zhì)與β-淀粉酶分離，同時(shí)將β-淀粉酶濃縮。β-淀粉酶被截留，冷凍干燥后獲得純化的β-淀粉酶。

1.3.4 超濾工藝參數(shù)對(duì)膜通量的影響

將透析除鹽過后的樣液進(jìn)行抽濾。抽濾過后，取濾液1 000 mL置于燒杯中待用。連接好超濾裝置，提取100 mL濾液與燒杯中加水稀釋至500 mL。經(jīng)離心泵壓入膜組件，透過液經(jīng)膜外側(cè)流出，用刻度量筒收集，截留液經(jīng)膜內(nèi)側(cè)流回?zé)小Ｕ{(diào)節(jié)壓力旋鈕分別記錄在壓力為0.02～0.16 MPa、溫度20～40 ℃、pH 4～8、時(shí)間5～60 min時(shí)的不同透過液體積，計(jì)算膜通量。

1.4 分析方法

1.4.1 蛋白質(zhì)含量測(cè)定

采用Folin-酚法[27]測(cè)定。

1.4.2 β-淀粉酶活力的測(cè)定

采用3,5-二硝基水楊酸（3,5-dinitrosalicylic acid，DNS）法[28]測(cè)定β-淀粉酶活力。酶活力單位定義為：在60 ℃、pH 5.6條件下，每小時(shí)從1.1%的可溶性淀粉溶液中釋放出1 mg麥芽糖的酶量定義為1 個(gè)酶活力單位（U）。

1.4.3 β-淀粉酶的純化

采用十二烷基硫酸鈉-聚丙烯酰胺凝膠電泳法（sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis，SDS-PAGE）[28]測(cè)定。

1.5 數(shù)據(jù)統(tǒng)計(jì)分析

采用DPS 7.55數(shù)據(jù)處理軟件對(duì)實(shí)驗(yàn)數(shù)據(jù)的方差顯著性進(jìn)行分析。

2 結(jié)果與分析

2.1 跨膜壓力對(duì)超濾膜通量的影響

在粗酶液pH 6.0、溫度35 ℃條件下，對(duì)粗酶液進(jìn)行兩步超濾，兩步超濾時(shí)間均為40 min，考察操作壓力為0.02～0.14 MPa時(shí)對(duì)膜通量的影響，結(jié)果見圖1。

n=3）Fig.1 Effect of transmembrane pressure on ultrafiltration efficiency (n = 3)圖1跨膜壓力對(duì)膜超濾效果的影響（

由圖1可知，隨著操作壓力的增加，50 kD和10 kD兩種膜的膜通量均隨著操作壓力的升高而逐漸增加。在操作壓力由0.02 MPa升至0.12 MPa時(shí)，50 kD膜的膜通量達(dá)到最高值，為（8.12±0.22）L/（m2·h），隨著壓力繼續(xù)升至0.14 MPa，膜通量沒有顯著增加。經(jīng)方差顯著性分析，操作壓力為0.12 MPa和0.14 MPa時(shí)，膜通量沒有顯著性差異（P＜0.05）。而截留分子質(zhì)量為10 kD的膜隨著操作壓力由0.02 MPa升至0.14 MPa，膜通量逐漸升高，最高為（22.96±0.95）L/（m2·h）。這是因?yàn)樵诖置敢哼M(jìn)行超濾時(shí)，壓力引起的溶質(zhì)集聚速率小于料液切向流帶走的溶質(zhì)速率，在一定壓差范圍內(nèi)，膜通量隨著壓力差的增加而增加；50 kD膜在壓力達(dá)到0.12 MPa之后，吸附和凝膠層迅速形成并且增大，這時(shí)增大壓力產(chǎn)生的壓差會(huì)很快被加厚和壓實(shí)的凝膠層所抵消，故在壓力達(dá)到0.12 MPa后即使再升高，通量不再隨著壓力的增大而增大，這時(shí)的壓力稱為臨界壓力。10 kD膜隨著操作壓力升高，膜通量有升高趨勢(shì)，但壓力過大會(huì)將一些與膜孔大小相近的分子壓進(jìn)膜孔，增加膜污染危險(xiǎn)，反而會(huì)使通量降低，更加嚴(yán)重的還會(huì)將膜壓實(shí)，造成膜不可逆的損壞。因此，超濾膜組件的操作壓力選擇為0.12 MPa。

2.2 操作時(shí)間對(duì)超濾膜通量的影響

在粗酶液pH 6.0、溫度35 ℃、超濾壓力0.12 MPa條件下，對(duì)粗酶液進(jìn)行兩步超濾，考察操作時(shí)間5～60 min時(shí)對(duì)膜通量的影響，結(jié)果見圖2。

n=3）Fig.2 Effect of operating time on ultrafiltration efficiency (n = 3)圖2操作時(shí)間對(duì)膜超濾效果的影響（

由圖2可知，50 kD和10 kD膜的膜通量隨時(shí)間的變化均可分為3 個(gè)階段。

第1階段：5～15 min內(nèi)，膜通量迅速下降階段。50 kD膜的膜通量由（11.63±0.51） L/（m2·h）迅速下降至（8.33±0.35） L/（m2·h）。10 kD膜的膜通量由（27.67±0.99） L/（m2·h）迅速下降至（21.73±0.90） L/（m2·h）。在此階段內(nèi)膜通量的迅速下降主要是由于物料中的溶質(zhì)和膜接觸的過程中，迅速產(chǎn)生了濃差極化、膜孔堵塞、凝膠層、膜吸附等一系列的現(xiàn)象，而這些現(xiàn)象的產(chǎn)生都容易增加透過的阻力，導(dǎo)致通量迅速下降。

第2階段：15～40 min內(nèi)，膜通量值的變化趨于平穩(wěn)。50 kD膜的膜通量由（8.33±0.35）L/（m2·h）降至（8.12±0.32） L/（m2·h）。10 kD膜的膜通量由（21.73±0.90）L/（m2·h）降至（21.59±0.88）L/（m2·h）。在15～40 min內(nèi)膜通量緩慢下降，趨于平穩(wěn)，主要由于在超濾的過程中不斷加入比較稀的物料，使得濃縮物料又恢復(fù)到原來的濃度，所以在物料的濃度變化不大，壓力保持不變的情況下，濃差極化、膜孔堵塞、凝膠層、膜吸附增加的幅度很小，透過阻力增加很小，膜通量也下降很慢。

第3階段：40～60 min，膜通量又呈迅速下降趨勢(shì)。50 kD膜的膜通量由（8.12±0.32）L/（m2·h）降至（3.59±0.15）L/（m2·h），10 kD膜的膜通量由（21.59±0.88）L/（m2·h）降至（9.41±0.37）L/（m2·h）。這主要是優(yōu)于隨著超濾的進(jìn)行，超濾膜的膜孔被堵塞以及蛋白質(zhì)濃度極差化的形成。

因此，中空纖維膜在對(duì)甘薯β-淀粉酶進(jìn)行超濾濃縮時(shí)，超濾時(shí)間應(yīng)控制在40 min，然后對(duì)膜進(jìn)行清洗，恢復(fù)通量后再使用。

2.3 操作溫度對(duì)超濾膜通量的影響

在粗酶液pH 6.0、超濾時(shí)間40 min、超濾壓力0.12 MPa條件下，對(duì)粗酶液進(jìn)行兩步超濾，考察操作溫度20～40 ℃時(shí)對(duì)膜通量的影響，結(jié)果見圖3。

n=3）Fig.3 Effect of operating temperature on ultrafiltration efficiency (n = 3)圖3操作溫度對(duì)膜超濾效果的影響（

由圖3可知，隨著操作溫度的提高，膜通量逐漸增加，并且通過數(shù)據(jù)分析，膜通量和溫度成線性關(guān)系。50 kD膜的線性方程為y＝0.193x+7.365（R2＝0.997 5），10 kD膜的線性方程為y＝0.774x+18.338（R2＝0.982 2）。因此，在一定溫度范圍內(nèi)，膜通量隨著溫度的升高而增加。這可能是由于隨著操作溫度的升高，酶的擴(kuò)散系數(shù)增加，黏度減小。且在一定的壓力下，隨著溫度的增加，物料沿凝膠層表面的切線流速有所增加，凝膠層中由界面向液相主體的反向擴(kuò)散也會(huì)增加，濃差極化影響隨之減小，使酶的透過阻力減小，膜通量就會(huì)提高。

雖然增加粗酶液的操作溫度可以提高膜通量，但是在選擇操作溫度時(shí)還需要考慮膜的耐受能力和物料對(duì)溫度的敏感性。由于本實(shí)驗(yàn)采用的中空纖維超濾膜的最高耐受溫度為40 ℃，并且不適合在40 ℃左右長期操作，而且β-淀粉酶具有生物活性，在高溫下長時(shí)間操作會(huì)導(dǎo)致酶活性的損失，因此，中空纖維膜組件的操作溫度選擇35 ℃。

2.4 粗酶液pH值對(duì)超濾膜通量的影響

β-淀粉酶作用pH值范圍為4.0～7.0，在粗酶液的超濾時(shí)間40 min、超濾壓力0.12 MPa、溫度35 ℃條件下對(duì)粗酶液進(jìn)行兩步超濾，考察粗酶液pH 4.0～7.0時(shí)對(duì)膜通量的影響，結(jié)果見圖4。

n=3）Fig.4 Effect of crude enzyme solution pH on ultrafiltration efficiency (n = 3)圖4粗酶液pH值對(duì)膜超濾效果的影響（

由圖4可知，粗酶液pH值為4.0和6.0～7.0時(shí)，50 kD超濾膜和10 kD超濾膜的膜通量均高于pH 5.0。50 kD和10 kD超濾膜在粗酶液pH 5.0時(shí)，膜通量均最低，分別為（3.96±0.09） L/（m2·h）和（13.28±0.65） L/（m2·h）；在粗酶液pH 7.0時(shí)，膜通量最高，分別為（9.03±0.31） L/（m2·h）和（22.73±0.90） L/（m2·h）。這是因?yàn)榇置敢旱膒H值會(huì)影響膜表面對(duì)蛋白質(zhì)的吸附。甘薯β-淀粉酶等電點(diǎn)為pH 5.0左右[29]，當(dāng)溶液pH值遠(yuǎn)離等電點(diǎn)時(shí)，蛋白質(zhì)靜電斥力增加，溶解度增大，不容易被膜表面吸附；而當(dāng)pH值接近等電點(diǎn)時(shí)，蛋白質(zhì)靜電斥力最小，相應(yīng)溶解度降低，導(dǎo)致蛋白質(zhì)在膜表面的吸附力增加，并在膜表面形成吸附層，使膜污染增加，傳質(zhì)阻力增大，導(dǎo)致膜通量降低。因此應(yīng)用50 kD和10 kD超濾膜時(shí)，選擇物料pH值為7.0。

2.5 兩步超濾法對(duì)β-淀粉酶純化效果

兩步超濾法具有純化和濃縮的作用，運(yùn)用截留分子質(zhì)量的不同對(duì)蛋白質(zhì)分子進(jìn)行截留，從而達(dá)到純化的目的；其次，將酶液中的中、低分子質(zhì)量蛋白及其他小分子物質(zhì)與β-淀粉酶分離，從而進(jìn)行濃縮。在超濾膜組件的跨膜壓力為0.12 MPa、超濾時(shí)間40 min、操作溫度35 ℃、物料pH值為7.0條件下，研究選用截留分子質(zhì)量為50 kD和10 kD的中空纖維膜，以酶比活力及提純倍數(shù)等為指標(biāo)對(duì)β-淀粉酶進(jìn)行兩步超濾法純化，結(jié)果見表1。β-淀粉酶比活力提高至71 627 U/mg，純化倍數(shù)為11.85，酶活回收率為82.79%。對(duì)兩步超濾純化后的β-淀粉酶進(jìn)行SDS-PAGE分析，檢驗(yàn)其純度，電泳圖譜如圖5。

表1 兩步超濾法對(duì)β-淀粉酶純化效果Table 1 Purification ofβ-amylase using two-stage ultrafiltration technique

由圖5可知，經(jīng)兩步超濾后，甘薯β-淀粉經(jīng)SDS-PAGE分析為單一條帶，表明經(jīng)兩步超濾法β-淀粉酶分離純化效果較理想，研究結(jié)果與Teotia等[26]相近。

-淀粉酶SDS-PAGE圖譜Fig.5 SDS-PAGE electrophoresis of β-amylase from sweet potato after ultrafiltration圖5超濾后甘薯β

3 結(jié) 論

兩步超濾分離純化技術(shù)操作簡(jiǎn)便，不需添加任何化學(xué)試劑，尤其是超濾技術(shù)實(shí)施條件溫和，而且不引起溫度、pH值的變化，因而可以防止生物大分子的變性、失活和自溶。用于β-淀粉酶的分離與純化，具有耗用化學(xué)試劑少，操作簡(jiǎn)單，成本低，易于工業(yè)化生產(chǎn)等優(yōu)點(diǎn)，具有較大的推廣價(jià)值。采用超濾技術(shù)分離純化甘薯β-淀粉酶，最佳操作條件為跨膜壓力為0.12 MPa、超濾時(shí)間40 min、操作溫度35 ℃、物料pH值為7.0。在此條件下，β-淀粉酶比活力為71 627 U/mg，純化倍數(shù)為11.85，酶活回收率為82.79%，酶進(jìn)行SDS-PAGE電泳為單一條帶。研究表明，采用兩步超濾法分離純化甘薯β-淀粉酶效果較佳。研究將為甘薯β-淀粉酶工業(yè)化生產(chǎn)提供理論及實(shí)踐依據(jù)。

[1] DABA T, KOJIMA K, INOUYE K. Kinetic and thermodynamic analysis of the inhibitory effects of maltose, glucose, and related carbohydrates on wheat β-amylase[J]. Enzyme and Microbial Technology, 2013, 52: 251-257.

[2] DERDE L J, GOMAND S V, COURTIN C M. Characterisation of three starch degrading enzymes: thermostable β-amylase, maltotetraogenic and maltogenic α-amylases[J]. Food Chemistry, 2012, 135(2): 713-721.

[3] FATMA K, DONG Y S, CHARLES L G. Roles of β-amylase and starch breakdown during temperatures stress[J]. Physiologia Plantarum, 2006, 126(1): 120-128.

[4] DABA T, KOJIMA K, INOUYE K. Interaction of wheat β-amylase with maltose and glucose as examined by fluorescence[J]. Journal of Biochemistry, 2013, 154: 85-92.

[5] 雷俊華, 高群玉. 用β-淀粉酶制備蠟質(zhì)大米糊精及其性質(zhì)研究[J]. 食品與發(fā)酵工業(yè), 2014, 40(10): 22-26.

[6] 田亞平, 郭鴻飛, 肖光焰. 一種麥芽β-淀粉酶的純化和特性研究[J].食品工業(yè)科技, 2003, 24(9): 26-28.

[7] 周裔彬, 汪東風(fēng). 甘薯β-淀粉酶的提取、純化及其性質(zhì)的研究[J]. 中國糧油學(xué)報(bào), 2005, 20(4): 50-53.

[8] 周春海. 大豆β-淀粉酶和大麥β-淀粉酶糖化特性的比較[J]. 現(xiàn)代食品科技, 2011, 27(12): 1454-1456.

[9] TADESSA D, KENJI K, KUNIYO I. Chemical modification of wheat β-amylase bytrinitrobenzenesulfonic acid, methoxypolyethylene glycol, andglutaraldehyde to improve its thermal stability and activity[J]. Enzyme and Microbial Technology, 2013, 53: 420-426.

[10] LI H, KAZUKO O. Major soluble protein of sweet potato roots and changes in proteins after cutting, infection, or storage[J]. Agricultural and Biological Chemistry, 1985, 49(3): 734-744.

[11] JUN S, TSUYOSHI N, ATSUSHI H. A comparison of the hydrolysis of sweet potato starch with β-amylase and infrared radiation allows prediction of reducing sugar production[J]. International Journal of Food Science and Technology, 2004, 39: 967-974.

[12] 周蓓蕓, 王崢, 孔德育. 熱穩(wěn)定β-淀粉酶高產(chǎn)菌株選育及發(fā)酵條件研究[J]. 生物工程學(xué)報(bào), 1994, 10(3): 258-262.

[13] 鄒艷玲, 徐美娟, 饒志明. 耐熱β-淀粉酶高產(chǎn)菌株的篩選及其產(chǎn)酶條件優(yōu)化[J]. 應(yīng)用與環(huán)境生物學(xué)報(bào), 2013, 19(5): 845-850.

[14] YAMASAKI Y. β-Amylase in germinating millet seeds[J]. Phytochemistry, 2003, 64: 935-939.

[15] LIZOTTE P A, HENSON C A, DUKE S H. Purification and characterization of pea epicotyl β-amylase[J]. Plant Physiology, 1990, 92: 615-621.

[16] LUNDGARD R, SVENSSON B. The four major forms of barley β-amylase. Purification, characterization and structural relationship[J]. Carlsberg Research Communications, 1987, 52: 313-326.

[17] KOLAWOLE A O, AJELE J O, SIRDESHMUKHA R. Purification and characterization of alkaline-stable β-amylase in malted African finger millet (Eleusine coracana) seed[J]. Process Biochemistry, 2011, 46: 2178-2186.

[18] DICKO M H, LEEUWEN M J F S, BELDMAN G. Purification and characterization of β-amylase from Curculigo pilosa[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 1999, 52: 802-805.

[19] 王健, 葉波平. 超濾技術(shù)在蛋白質(zhì)分離純化中的應(yīng)用[J]. 藥學(xué)進(jìn)展, 2012, 36(3): 116-122.

[20] WAN Yinhua, LU Junren, CUI Zhanfeng. Separation of lysozyme from chicken egg white using ultrafiltration[J]. Separation and Purification Technology, 2006, 48(2): 133-142.

[21] MYUNG S W, CHOI I H, LEE S M. Separation of silk proteins and silk oligopeptides by thin film composite ultrafiltration membrane[J]. Desalination, 2008, 234: 158-165.

[22] DATTA D, BHATTACHARJEE S, NATH A. Separation of ovalbumin from chicken egg white using two-stage ultrafiltration technique[J]. Separation and Purification Technology, 2009, 66: 353-361.

[23] 郝更新, 曹文紅, 郝記明. 超濾法濃縮富集牡蠣蛋白抗氧化活性肽[J].食品工業(yè)科技, 2013, 34(11): 77-80.

[24] ZHOU K, SUN S, CANNING C. Production and functional characterisation of antioxidative hydrolysates from corn protein via enzymatic hydrolysis and ultrafiltration[J]. Food Chemistry, 2012, 135: 1192-1197.

[25] 何秉旺. β-淀粉酶的國外研究動(dòng)態(tài)[J]. 微生物學(xué)通報(bào), 1990(6): 370-373.

[26] TEOTIA S, KHARE S K, GUPTA M N. An efficient purification process for sweet potato beta-amylase by affinity precipitation with alginate[J]. Enzyme and Microbial Technology, 2001, 28(9/10): 792-795.

[27] LOWRY O H, ROSEBROUGH N J, FARR N L, et al. Protein measurement with the Folin phenol reagent[J]. Journal of Biological Chemistry, 1951, 193(1): 265-275.

[28] SAGU S T, NSO E J, HOMANN T. Extraction and purification of beta-amylase from stems of Abrus precatorius by three phase partitioning[J]. Food Chemistry, 2015, 183: 144-153.

[29] 張劍, 林庭龍, 秦瑛. β-淀粉酶研究進(jìn)展[J]. 中國釀造, 2009, 28(4): 5-8.

Separation of β-Amylase from Sweet Potato Using Two-Stage Ultrafiltration Technique

LIANG Xinhong, SUN Junliang*, MA Hanjun, WANG Tianlin
(School of Food Science, Henan Institute of Science and Technology, Xinxiang 453003, China)

The separation of β-amylase from sweet potato using ultrafiltration was investigated. A two-stage ultrafiltration scheme employing 50 and 10 kD membranes was used for accomplishing the desired separation. The results showed that β-amylase with high purity could be obtained by the proposed separation technique transmembrane pressure of 0.12 MPa, ultrafiltration time of 40 min, ultrafiltration temperature of 35 ℃ and crude enzyme solution pH of 7.0. Under these conditions, the specific activity of β-amylase was 71 627 U/mg, with a purification fold of 11.85 and a recovery yield of 82.79%. The high purity of β-amylase was also reflected by the single band on SDS-PAGE.

two-stage ultrafiltration technique; separation; sweet potato; β-amylase

TS209；TQ925.1

A

1002-6630（2015）21-0180-05

10.7506/spkx1002-6630-201521034

2015-05-10

河南省教育廳自然科學(xué)研究資助計(jì)劃項(xiàng)目（14A550010）；河南省高?？萍紕?chuàng)新團(tuán)隊(duì)支持計(jì)劃項(xiàng)目（13IRTSTHN006）；

國家農(nóng)業(yè)科技成果轉(zhuǎn)化項(xiàng)目

梁新紅（1971—），女，副教授，博士，研究方向?yàn)槭称飞锛夹g(shù)。E-mail：liangxinhong2005@163.com

*通信作者：孫俊良（1964—），男，教授，博士，研究方向?yàn)槭称飞锛夹g(shù)。E-mail：sjl338@163.com