尹 偉，馬騫寰，姜俊兵，范闊海，孫 娜，孫耀貴，楊麗華，李宏全＊

（1.山西農(nóng)業(yè)大學動物科技學院，山西太谷030801；2.東營佛思特生物工程有限公司，山東東營257091；3.山西省農(nóng)業(yè)科學院畜牧獸醫(yī)研究所，山西太原030032）

自1981年美國學者Siegel提出“紅細胞免疫系統(tǒng)（red－cell immune system，RCIS）”的新概念以來，已證實紅細胞具有很多免疫相關物質，使紅細胞不僅具有識別、黏附、殺傷抗原及傳遞抗原信息和清除免疫復合物（immune complex，IC）等能力，還能調理吞噬、抑制補體活化，參與機體的免疫調控，并有完整的自我調控系統(tǒng)。因此，紅細胞免疫功能的變化與機體疾病的發(fā)生、發(fā)展及免疫狀態(tài)有高度相關性［1－5］，尋求提高紅細胞免疫功能的活性物質在臨床上具有重要意義。

早在1962年，Cartstairs就首次報道自體紅細胞對植物血凝素P（phytohenag ylatinin，PHA－P）刺激的人淋巴細胞增殖有影響，紅細胞有利于人淋巴細胞的培養(yǎng)。Arosa F A 等［6］認為紅細胞是T 細胞活性調節(jié)器，紅細胞可促進人外周血T 淋巴細胞存活并能抑制激活介導的細胞死亡和氧化應激，并設想可以通過平衡紅細胞免疫活性來改善T 淋巴細胞活性，達到臨床治療某些疾病的目的，越來越引起廣大研究者的關注。雖然許多研究證實了紅細胞上相關免疫物質參與T 淋巴細胞的調控，但其免疫調控的機理研究尚不完全清楚。近年來，國外己建立了許多測定紅細胞調控淋巴細胞免疫功能的細胞培養(yǎng)法，研究紅細胞對T 淋巴細胞免疫功能的調控作用與機理。國內(nèi)雖然有一些實驗室開展了紅細胞調控淋巴細胞免疫功能的試驗研究，但相關研究方法亟待向規(guī)范化、標準化和定量、精確化方向發(fā)展。同時，國內(nèi)外關于外源性物質調控紅細胞影響淋巴細胞增殖、分化的研究尚近乎空白。

黃芪多糖（Astragalus polysaccharides，APS）是中藥黃芪（Radix Astragalus）中含量最多、生物活性較強的一種物質，APS調節(jié)機體免疫功能的作用機制尚不清楚，但APS對機體細胞免疫和體液免疫有著廣泛影響［7］。為此設計本試驗，將紅細胞與本實驗室提取的一種新型APS分別或共同作用于淋巴細胞，探討APS對紅細胞調控機體免疫功能的影響及其效應機制，為拓展APS作為免疫調節(jié)劑在臨床上的應用提供試驗依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 材料

1.1.1 實驗動物 普通昆明（KM）小鼠30只，4周齡～6周齡，雌性，清潔級，體重18g～22g。購自山西醫(yī)科大學實驗動物中心。小鼠飼養(yǎng)在22℃±2℃環(huán)境里，自由采食和飲水，自然光照，飼喂1周后開始試驗。

1.1.2 藥品及試劑 抗凝劑（肝素鈉125U／mL）、HANK＇S緩沖液、紅細胞裂解液（Trise－NH4CL）、RPMI1640為美國GIBCO 公司產(chǎn)品；植物凝集素（PHAP）為美國Sigma公司產(chǎn)品；濃度20g／L臺盼蘭、二甲基亞砜、四甲基偶氮唑鹽（MTT）為北京醫(yī)藥公司產(chǎn)品；胎牛血清（FCS）為杭州四季青生物工程材料有限公司產(chǎn)品；淋巴細胞分離液為中國醫(yī)學科學院生物工程研究所研制；APS為本實驗室提取精制，呈乳白色粉末，分子質量1.1×104ku、純度97.16%，單糖組成及分子摩爾比為：鼠李糖∶葡糖糖∶半乳糖∶阿拉伯糖＝1.19∶72.01∶5.85∶20.95。

1.1.3 試 驗 儀 器 酶 標 儀（ZS－2 型），離 心 機（TGL168），恒溫培養(yǎng)箱（78－1），超凈工作臺，微量加樣器，無菌過濾器（直徑25mm、孔徑0.2nm），24孔和96 孔培養(yǎng)板，純水蒸餾器（SZ－96），生物顯微鏡（BDS200－PH），流式細胞儀（FACScalibur）。

1.2 方法

1.2.1 試驗分組 應用Statistics Analysis System，按重復數(shù)為3的4×4雙向分組原則完全隨機設計，A 因素為外周血／脾臟T 淋巴細胞（T）、外周血／脾臟T 淋巴細胞（T）＋植物凝集素（PHA）、外周血／脾臟T 淋巴細胞（T）＋紅細胞（RBC）、外周血／脾臟T 淋巴細胞（T）＋紅細胞（RBC）＋植物凝集素（PHA），B 因 素 為APS 0g／mL、APS 10g／mL、APS 50g／mL、APS 200g／mL（表1）。

表1 T 淋巴細胞增殖測定方案Table 1 Experimental program for detecting T lymphocyte proliferation

1.2.2 藥物配制 PHA 應用液：將5mg PHA 溶于10mL無血清RPMI1640培養(yǎng)液，無菌濾器微孔過濾，分裝2 mL／瓶，－40℃凍存?zhèn)溆茫籄PS 應用液：細胞培養(yǎng)用的APS 20mg用2mL 無血清RPMI1640培養(yǎng)液充分溶解后離心，取上清，在無菌超凈臺內(nèi)，用5 mL 注射器和無菌過濾器過濾，然后，用含100mL／L胎牛血清的RPMI1640細胞完全培養(yǎng)液稀釋成1、5、10mg／mL 3個濃度的應用液。細胞培養(yǎng)體系中加入APS的終濃度分別為0、10、50、200μg／mL。

1.2.3 外周血T 淋巴細胞懸液的制備 ①取9只試驗小鼠，分別無菌摘除眼球采集各小鼠眼眶肝素抗凝血，加入等量無血清1640培養(yǎng)液，4℃保存；②吸取淋巴細胞分層液（萄聚糖－泛影葡胺）6mL 置于15mL離心管中，將離心管傾斜45°角；取稀釋保存的抗凝血約3mL，在距分層液界面1cm 處沿試管壁緩慢加至分層液上面，應注意保持兩者界面清晰，勿使血液混入分層液內(nèi)；③將離心管置于水平式離心機內(nèi)在18℃～20℃、2 000r／min離心20min，離心后，管內(nèi)可分為4層：上層是血漿、血液稀釋液及絕大部分的血小板，下層為紅細胞及粒細胞，中層為細胞分層液，分層液和血漿交界部位渾濁的灰白色層即為外周血單個核細胞（主要是淋巴細胞）；④用毛細管輕輕插入灰白色層，沿管壁輕輕吸出灰白色的單個核細胞，盛入另一離心管，加RPMI1640 維持液重懸；⑤將所得到的外周血單個核細胞懸液用5倍體積的RPMI－1640 洗滌2 次，依次在18℃～25℃環(huán)境下以2 000r／min、1 500r／min 離心10 min，去掉大部分混雜的血小板。⑥用完全RPMI－1640（含100mL／L胎牛血清的RPMI－1640）重懸洗滌后的外周血單核細胞，然后接種至培養(yǎng)瓶中，貼壁2h后，取非貼壁細胞（97%以上為T 淋巴細胞），1 000r／min離心10min，重懸于完全RPMI－1640；⑦用完全RPMI－1640定容細胞，計數(shù)細胞后再調整細胞至1×106／mL濃度；⑧取2滴細胞懸液加1滴20g／L臺盼藍染液，3min～5min后取樣作濕片高倍鏡檢?；罴毎恢?，死亡的細胞染成藍色。計數(shù)200 個細胞，計算活細胞百分率，要求活性在95%以上，備用。⑨將分離得到的9只小鼠的外周血T 淋巴細胞合并用于試驗。

1.2.4 脾臟T 淋巴細胞懸液的制備 ①拉頸處死經(jīng)無菌摘除眼球采血后的小鼠，置700 mL／L 乙醇中浸泡5min，取出后用無菌生理鹽水擦洗，無菌棉球擦干；②將小鼠后右側臥位固定于解剖板上，消毒左側背腹交界處皮膚，在超凈工作臺上無菌取出小鼠脾臟，置于盛有Hank＇s液的平皿中；剔除脾臟表面脂肪及結締組織，用含抗生素的Hank＇s液洗凈表面血跡后，將脾臟剪成小塊，繼續(xù)用含抗生素的Hanks液沖洗至清亮；③將脾臟小塊置于200目濾網(wǎng)上，用滅菌注射器針芯輕輕將其捻碎，同時用RPMI－1640液沖洗，使單個細胞經(jīng)網(wǎng)進入溶液中，收集網(wǎng)下含脾細胞的沖洗液，注入無菌離心管中，1 500 r／min離心10min，洗滌一次并重懸；④取10mL圓底帶蓋離心管，預先加好6mL 淋巴細胞分離液，然后緩緩沿管壁將上述脾臟細胞懸液4mL 疊加到分離液上，2 000r／min水平離心20 min；⑤吸取第2層云霧狀的低密度細胞，轉移入另一離心管中，用Hank＇s液重懸，在1 500r／min離心10min條件下洗滌兩次。⑥去上清后加入預冷的8.3g／L Tris－NH4Cl裂解紅細胞1min，重復裂解1次，再用1640液洗2次～3 次，棄上清，混勻。⑦經(jīng)20g／L 臺盼藍染色，檢查死亡細胞數(shù)少于5%，再用含100mL／L胎牛血清的RPMI－1640完全培養(yǎng)液（含100 U／mL青霉素，100 U／mL 鏈霉素）將脾細胞稀釋為6×106個／mL的細胞懸液。⑧將分離得到的9只小鼠的脾臟T 淋巴細胞合并用于試驗。

1.2.5 紅細胞懸液的制備 從上述淋巴細胞分層液離心后的離心管中，小心的吸取沉底的紅細胞100μL，加入到2 mL Hanks液中洗滌3 次，離心（2 000r／min）5min，棄上清，計數(shù)測活性，光學顯微鏡下觀察證實不含白細胞和血小板后，再用完全RPMI－1640調整紅細胞懸液的濃度為1×108／mL。

1.2.6 T 淋巴細胞增殖活性的測定 ①于96孔平底培養(yǎng)板中各孔中加入100μL 相應的細胞與相應劑量的藥物（PHA、APS），對照組加培養(yǎng)液，每孔做3個重復孔；外周血或脾臟T 淋巴細胞體系中加入紅細胞的數(shù)量為紅細胞∶T 淋巴細胞＝100∶1［8－9］；脾臟T 淋巴細胞體系中PHA 的終濃度為1g／mL、外周血T 淋巴細胞為1.25g／mL，APS的終濃度分別為：高濃度200g／mL、中濃度50g／mL、低濃度10g／mL 和0g／mL；各孔用RPMI 1640完全培養(yǎng)液補充總體積至250μL。②將培養(yǎng)板放入37℃、體積分數(shù)為5%的CO2的培養(yǎng)箱中培養(yǎng)48h，于終止培養(yǎng)前4h，輕輕從各孔中吸出100μL上清后，每孔加入10mg／mL MTT 溶液10μL，繼續(xù)培養(yǎng)4h，培養(yǎng)結束后仔細棄去上清，每孔加酸化異丙醇100 μL，充分振蕩吹打后靜置20 min，用檢測波長595 nm 進行檢測，用OD 值表示結果。

2 結果

2.1 外周血T 淋巴細胞增殖的檢測結果比較

不同細胞培養(yǎng)體系、相同APS作用水平下外周血T 淋巴細胞增殖結果的統(tǒng)計分析顯示：在APS為0水平時，除A 體系外，其余各體系中T 淋巴細胞均有不同程度增殖；其中，B－0組增殖水平最高，而C－0與D－0組間差異不顯著（P＞0.05）。在APS分別為低、中、高3個不同水平時，B、C 和D 體系中相應各組T 淋巴細胞增殖均分別顯著高于A 體系（P＜0.05）。其中，APS低水平時，C－1組與D－1組組間差異不顯著（P＞0.05）而均顯著高于B－1 組（P＜0.05），以D－1組測定值最高；APS中水平時，C－2組與D－2組組間差異不顯著（P＞0.05）而均顯著高于B－2組（P＜0.05），以D－2 組測定值最高；APS高水平時，D－3顯著高于B－3組和C－3組（P＜0.05），而B－3 組 與C－3 組 組 間 差 異 不 顯 著（P＜0.05）（表2）。

相同細胞培養(yǎng)體系、不同APS作用水平下外周血T 淋巴細胞增殖結果的統(tǒng)計分析顯示：在A 體系中，各組間T 淋巴細胞的增殖無統(tǒng)計學差異（P＞0.05），但A－0組測定值最低；在B體系中，APS低、中、高水平組間T 淋巴細胞的增殖差異不顯著（P＞0.05），但均顯著低于B－0組（P＜0.05），以B－3組測定值最低；在C體系中，APS低、中水平組T 淋巴細胞的增殖組間差異不顯著（P＞0.05）而顯著高于C－0組（P＜0.05），APS高水平組與C－0 組差異不顯著（P＞0.05），以C－2 組測定值最高；在D 體系中，APS 中水平組T 淋巴細胞的增殖顯著高于D－0組、D－1組和D－3組（P＜0.05），D－0組、D－1組與D－3組組間差異不顯著（P＞0.05），以D－2組測定值最高（表2、圖2）。結果顯示，APS不能刺激體外培養(yǎng)的外周血T 淋巴細胞增殖或作用微弱；PHA 和紅細胞均能刺激體外培養(yǎng)的外周血T 淋巴細胞增殖，且PHA 的作用顯著高于紅細胞；APS 與PHA 共同作用于體外培養(yǎng)的外周血T 淋巴細胞時可抑制其增殖，而與紅細胞共同作用時可促進其增殖；紅細胞與PHA 共同作用于體外培養(yǎng)的外周血T 淋巴細胞時可促進其增殖；APS 的作用不呈濃度依賴性，以50μg／mL劑量作用最強。

2.2 脾臟T 淋巴細胞增殖的檢測結果比較

不同細胞培養(yǎng)體系、相同APS作用水平下脾臟T 淋巴細胞增殖結果的統(tǒng)計分析顯示：在APS為0水平時，B－0組、C－0組和D－0組T 淋巴細胞增殖均顯著高于A－0組（P＜0.05），且B－0組顯著高于C－0組和D－0組（P＜0.05），而C－0與D－0組間差異不顯著（P＞0.05），但D－0組測定值高于C－0組。在APS分別為低、中和高三個不同水平時，B、C 和D體系中相應各組T 淋巴細胞增殖均分別顯著高于A 體系（P＜0.05）。其中，APS為低水平時，C－1顯著高于B－1和D－1（P＜0.05），B－1和D－1組間差異不顯著（P＞0.05）；APS為中水平時，C－2顯著高于B－2組和D－2組（P＜0.05），而B－2組和D－2組組間差異不顯著（P＞0.05）；APS為高水平時，C－3組顯著高于B－3組和D－3組（P＜0.05），而B－3組與和D－3組組間差異不顯著（P＜0.05）（表3、圖3）。

相同細胞培養(yǎng)體系、不同APS作用水平下脾臟T 淋巴細胞增殖結果的統(tǒng)計分析顯示：在A 體系中，各組間T 淋巴細胞的增殖無統(tǒng)計學差異（P＞0.05）；在B 體系中，APS低、中和高水平組間T 淋巴細胞的增殖差異不顯著（P＞0.05），但均顯著低于APS為0的B－0組（P＜0.05），以APS低劑量組測定值最高；在C體系中，APS低、中水平組T 淋巴細胞的增殖顯著高于C－0組（P＜0.05），而APS高劑量水平組與C－0組差異不顯著（P＞0.05），APS低、中、高水平組組間差異不顯著（P＞0.05），但以APS中劑量組測定值最高；在D 體系中，APS 低劑量組脾臟T 淋巴細胞的增殖與D－0組差異不顯著（P＞0.05），中劑量顯著高于D－0組（P＜0.05），低劑量組顯著低于D－0組（P＜0.05），而APS低、中、高水平組組間差異顯著（P＜0.05），以D－2組測定值最高（表3）。結果表明，APS、紅細胞和PHA 對體外培養(yǎng)脾臟和外周血T 淋巴細胞的作用呈現(xiàn)一致的效應。

表2 不同細胞培養(yǎng)體系外周血T 淋巴細胞增殖測定值Table 2 The detection value of peripheral blood T lymphocyte proliferation in different cell culture systems

表3 不同細胞培養(yǎng)體系中脾臟T 淋巴細胞增殖測定值Table 3 The detection value of splenic T lymocyte proliferation in different cell culture systems

3 討論

血液循環(huán)系統(tǒng)與淋巴系統(tǒng)之間不僅在組織學上關系密切，在功能上也是相輔相成的。淋巴細胞在中樞淋巴器官發(fā)育成熟后，經(jīng)血流遷移到外周血淋巴器官發(fā)揮各種生物學功能，在遷移過程中淋巴細胞會與紅細胞不斷接觸，紅細胞上的免疫活性分子就有可能對其增殖轉化產(chǎn)生作用。脾臟既是機體最大的外周免疫器官又是機體血庫，它給淋巴細胞與紅細胞之間的相互作用提供了有利的場所。血液中紅細胞的數(shù)量與其他各種血細胞相比占絕對優(yōu)勢，這與紅細胞功能有關。紅細胞免疫研究發(fā)現(xiàn)，紅細胞具有清除血液中免疫復合物的作用，參與這一功能的紅細胞表面分子是C3b受體（CR1）。對紅細胞免疫的進一步研究發(fā)現(xiàn)紅細胞表面存在有CD2分子的配體（CD58、CD59），紅細胞內(nèi)含有NK 細胞刺激因子，這是紅細胞體外培養(yǎng)體系中能夠刺激T 淋巴細胞、NK 細胞的分子基礎，但至今國內(nèi)研究還對紅細胞以何種方式激活淋巴細胞并不清楚，也缺乏相關的研究報道。直到查占山等［8］報道紅細胞細胞CD35和血漿補體活性對提高淋巴細胞免疫活性有意義，張佩軍等［9］也報道犬紅細胞培養(yǎng)上清液對犬淋巴細胞的增殖轉化有明顯的促進作用。

結合前人的研究，本試驗選擇了脾臟和外周血兩個相關的淋巴細胞增殖反應指標進行研究。研究中發(fā)現(xiàn)，紅細胞、PHA 單獨作用于T 淋巴細胞或者共同作用均能刺激T 淋巴細胞的增殖活性，但二者無協(xié)同作用，這些因素能使T 細胞對刺激的敏感性增強，從而使OD 值變化急劇，表明體外培養(yǎng)48h，紅細胞有類似于PHA 的功效，它能促進脾臟T 淋巴細胞和外周血T 淋巴細胞的增殖活性。查占山等［8］研究了健康成人紅細胞CD35在滅活腹水癌細胞S180激活淋巴細胞免疫反應中的作用，在單抗阻斷紅細胞CD35或EDTA 破壞補體后，T 淋巴細胞CD25的表達顯著降低，表明紅細胞CD35和血漿補體對抗原激活淋巴細胞免疫反應起著重要的調控作用，本試驗T 淋巴細胞體外培養(yǎng)體系中不存在有致病原（抗原）或抗原抗體復合物，因此紅細胞上不會粘附有CD35－C3b復合物，說明紅細胞促進T 淋巴細胞的增殖存在有多種機制，可能紅細胞CD58、CD59與淋巴細胞CD2的結合促進了淋巴細胞在增殖，并且這種結合不需要CD35粘附免疫復合物的介導。

同時試驗中發(fā)現(xiàn)APS的添加會影響各體系中的T 淋巴細胞的增殖活性，APS作用于無紅細胞試驗體系時，APS 不能刺激體外培養(yǎng)的外周血、脾臟T 淋巴細胞增值或作用微弱；在PHA 激活組，APS不僅不能夠促進體外培養(yǎng)T 淋巴細胞增殖活化，而且還抑制PHA 誘導的T 淋巴細胞的增殖活性。孔祥峰等對APS 的免疫調節(jié)作用進行了綜述：APS均可降低脾臟T 細胞對ConA 和PHA 的應答反應，其作用隨濃度增大而加強，這說明APS對T 細胞的功能有抑制作用［10］，本試驗結果與其一致。但胡庭俊等報道，APS能使小鼠脾淋巴細胞PKC（蛋白激酶）活性明顯升高，可增加PHA 誘導的小鼠體內(nèi)淋巴細胞的轉化率及小鼠外周淋巴細胞酸性非特異性酯酶（ANAE）活性細胞的陽性率［11］，張華玉等［12］通過給7 日齡正常雛雞注射APS 進行研究，發(fā)現(xiàn)APS注射液組淋巴細胞數(shù)量及ANAE 染色陽性淋巴細胞的百分率顯著增高，提示APS注射液對雛雞外周血液中的淋巴細胞數(shù)量和T 淋巴細胞的百分率有明顯的增進作用。說明APS必須經(jīng)過體內(nèi)的外代謝環(huán)節(jié)才能參與淋巴細胞的分化與成熟。

APS和紅細胞共同作用于本試驗體系時，在一定濃度范圍內(nèi)APS可協(xié)同紅細胞促進T 淋巴細胞的增殖活性，且對PHA 激活T 淋巴細胞的促進作用最為明顯，在中劑量水平（50μg／mL）效果最佳，在脾臟和外周T 淋巴細胞的試驗體系中得到一致的效果。李宏全等［13］研究證實，人工感染傳染性法氏囊病毒（IBDV）雛雞紅細胞免疫粘附功能顯著下降，肌肉注射APS可顯著恢復雛雞紅細胞免疫功能并促進免疫復合物的清除，結合本試驗的結果，提示APS有可能通過增強紅細胞與T 淋巴細胞的黏附而促進淋巴細胞的增殖。APS 作為一種傳統(tǒng)的免疫調節(jié)藥物，它影響了紅細胞對淋巴細胞的調節(jié)作用，使紅細胞對淋巴細胞的調節(jié)功能趨于緩和，而且紅細胞的免疫調節(jié)作用隨著APS濃度的變化而變化，中濃度時效果最好。APS與紅細胞的這種協(xié)同作用，對外周血和脾臟淋巴細胞增殖作用的效果一致，由此得出結論：在體外試驗中，在同一種屬內(nèi)，紅細胞對外周血和脾臟的T 淋巴細胞增殖的免疫效應有刺激作用，紅細胞能夠使淋巴細胞對外援刺激的敏感性增強。同時本試驗證明了APS能夠協(xié)助紅細胞對淋巴細胞進行免疫調控，兩者共同作用，引起淋巴細胞數(shù)目的增加和增殖功能的增強，從而促進細胞免疫功能，但是APS 單獨做刺激或者與PHA 共同刺激時，不能促進T 淋巴細胞的增殖，故此推測APS可以通過調節(jié)紅細胞的免疫功能間接的促進了T 淋巴細胞的增殖活性。

綜上所述，本試驗研究結果表明小鼠紅細胞、PHA 單獨作用對T 淋巴細胞的增殖均有顯著的促進作用，且紅細胞對PHA 激活的T 淋巴細胞的增殖也有促進作用，但是二者沒有明顯的協(xié)同促進作用；黃芪多糖不能夠促進體外培養(yǎng)T 淋巴細胞增殖活化，甚至還抑制PHA 誘導的T 淋巴細胞的增殖活性；黃芪多糖能夠協(xié)助紅細胞對淋巴細胞的免疫調控功能，雙方共同作用，引起淋巴細胞數(shù)目的增加和增殖功能的增強從而促進細胞免疫功能。

［1］ Kremlitzka M，Polgar A，F(xiàn)ulop L，et al.Complement receptor type 1（CR1，CD35）is a potent inhibitor of B－cell functions in rheumatoid arthritis patients［J］.Int Immunol，2012，25（1）：25－33.

［2］ Anand D，Kumar U，Kanjilal M，et al.Leucocyte complement receptor 1（CR1／CD35）transcript and its correlation with the clinical disease activity in rheumatoid arthritis patients［J］.Clin Exp Immunol，2014，176（3）：327－335.

［3］ Congbin Y，Aibin L，Congli Y，et al.Overexpression of complement receptor type I（CR1，CD35）on erythrocytes in patients with hemoplasma infection［J］.Microbiol Immunol，2010，54（8）：460－465.

［4］ Carlisle R C，Di Y，Cerny A M，et al.Human erythrocytes bind and inactivate type 5adenovirus by presenting Coxsackie virus－adenovirus receptor and complement receptor 1［J］.Blood，2009，113（9）：1909－1918.

［5］ Ogembo J G，Kannan L，Ghiran I，et al.Human complement receptor type 1／CD35is an Epstein－Barr virus receptor［J］.Cell Rep，2013，3（2）：371－385.

［6］ Arosa，F(xiàn) A，Pereira，C F，F(xiàn)onseca，A M.Red blood cells as modulators of T cell growth and survival［J］.Cur Pharmaceut Design，2004，10（2），191－201.

［7］ 任 敏，張曉靜.黃芪多糖對斷奶仔豬免疫功能的影響［J］.鄭州牧業(yè)工程高等?？茖W校學報，2006，26（1）：7－9.

［8］ 查占山，錢寶華，郭 峰.紅細胞CD35在抗原激活淋巴細胞免疫反應中的作用［J］.解放軍醫(yī)學雜志，2006，31（2）：104－106.

［9］ 張佩君，白麗麗，喬 琦，等.犬紅細胞培養(yǎng)上清液對淋巴細胞增殖的影響［J］.西北農(nóng)林科技大學學報：自然科學版，2007，35（4）：51－59.

［10］ 孔祥峰，胡元亮，宋大魯，等.黃芪多糖的免疫藥理學研究進展［J］.中獸醫(yī)學雜志，2003（3）：34－37.

［11］ 胡庭俊，程富勝.黃芪多糖對小鼠免疫細胞信號轉導相關分子的影響［J］.畜牧獸醫(yī)學報，2005，36（6）：616－619.

［12］ 張華玉，陳建杰，陶宏衛(wèi).黃芪多糖注射液（APS）對雛雞淋巴細胞免疫功能的影響［J］.畜牧獸醫(yī)科技信息，2007（5）：1.

［13］ Li H Q，Reeve－Johnson L，Wang J D.Effect of Astragalus polysaccharides on erythrocyte immune adherence of chickens inoculated with infectious bursal disease virus［J］.Agri Sci China，2007，6（11）：1402－1408.