律 澤,蘇 澳,張 馳,韓曉墨,李興國

(沈陽建筑大學市政與環(huán)境工程學院，遼寧 沈陽 110168)

土壤酶是一類生物活性物質，參與土壤中養(yǎng)分元素循環(huán)、有機質礦化、污染物降解等生物化學過程，在土壤生態(tài)系統(tǒng)中發(fā)揮關鍵的作用[1]。土壤酶對環(huán)境變化敏感，能反映土壤環(huán)境的微小變化，其活性常被作為土壤生態(tài)系統(tǒng)功能的重要指標之一[2]。土壤酶活性特別易受到污染物的影響，研究污染物與土壤酶之間的關系對于了解土壤在生態(tài)系統(tǒng)的物質循環(huán)過程以及土壤生態(tài)系統(tǒng)退化機理有重要作用。

佳樂麝香(HHCB)是備受關注的PPCPs污染物之一，重金屬鎘(Cd)是土壤中常見污染物?；瘖y品廠污水處理系統(tǒng)的污泥中，HHCB污染水平高達703.68 mg/kg[3]，而土壤中Cd污染水平達到65.31 mg/kg[4]。HHCB和Cd污染都會影響土壤酶的活性[5]。土壤中HHCB和Cd主要來自于污水灌溉以及污泥利用，它們共存于土壤中形成復合污染[6]。相對于單一污染，復合污染的毒性效應更加復雜。目前，HHCB-Cd復合污染的研究大多集中于對水生生物和陸生生物的影響[7]，對于土壤酶影響的研究不多，特別是在植物修復條件下的研究更為少見。

龍葵是Cd超積累植物，可用于修復Cd污染的土壤[8]，同時還能促進土壤中的多氯聯(lián)苯降解[9]，具有潛在的修復有機污染和重金屬復合污染土壤的能力。因此筆者以HHCB和Cd為研究對象，通過盆栽試驗，研究龍葵生長對HHCB與Cd污染土壤酶活性的影響，利用龍葵進行有機污染物和重金屬復合污染土壤的植物修復。

1 試 驗

1.1 供試土壤

供試土壤采集于遼寧省沈陽市某郊區(qū)農(nóng)田0～20 cm土壤表層。土壤pH值5.82、含水量15.62%、有機質3.48%、速效氮48 mg/kg、速效鉀17 mg/kg、速效磷18.5 mg/kg。土壤中HHCB和Cd背景值在檢測限下。

1.2 供試藥品

HHCB樣品購于英國Promochem公司，純度為75%，其分子式為C18H26O。氯化鎘樣品為分析純，國藥集團化學試劑有限公司生產(chǎn)。龍葵種子來源于沈陽農(nóng)業(yè)大學。

1.3 試驗方法

采用盆栽進行試驗，盆中土壤質量為2 kg。試驗共設12個處理組，具體試驗設計方案如表1所示。為了使研究有實際應用價值，本研究中HHCB根據(jù)文獻[3]監(jiān)測得到的最高污染水平，污染物與土壤質量比為700 mg/kg設為高污染，再以其10%即70 mg/kg設為低污染；土壤中重金屬與土壤的質量比為0 mg/kg和10 mg/kg[5]，每個處理組3個平行，各處理組污染物在土壤中的含量如表1所示。

表1 不同處理組中含重金屬鎘與佳樂麝香的污染水平Table 1 Pollution levels of Cd and HHCB in different treatments

龍葵栽培方法：每盆種10粒種子，株高5 cm左右間苗，每盆保留5株。試驗期間利用補水稱重法使土壤水分保持在60%，每天定時隨機改變盆的位置。試驗進行60 d，分別于1、20、40和60 d收集根部附近土壤，測定其脲酶、蔗糖酶和酸性磷酸酶的活性。分析60 d土壤的HHCB和Cd殘留量、理化性質(有機質、pH值)、微生物和龍葵生物量等。

1.4 測定方法

土壤脲酶、蔗糖酶和酸性磷酸酶活性測定分別采用苯酚鈉法、 3、5-二硝基水楊酸法和對硝基酚比色法。

微生物數(shù)量采用熒光qPCR法。采用熒光定量qPCR測定細菌16S rRNA、真菌18S rRNA和放線菌特異基因的拷貝數(shù)。

土壤中HHCB和Cd殘留量參考M.Mackova等[9]研究的方法。土壤有機質和pH值分別采用重鉻酸鉀容量法(外加熱法)和電位法測定。

1.5 數(shù)據(jù)分析

試驗數(shù)據(jù)采用DPS7.5進行處理，數(shù)據(jù)以平均值±標準差表示，利用單因素方差分析中Tukey多重比較檢驗不同處理組間的結果差異顯著性，處理組間差異顯著性用不同小寫字母表示，顯著性水平設為p<0.05，極顯著水平為p<0.01，p值利用DPS7.5軟件包計算。菌種的拷貝數(shù)經(jīng)對數(shù)轉換后再進行分析。土壤酶-影響因子分析采用冗余分析(RDA)，在Canoco for windows 4.5 軟件包上進行。

2 結果與分析

2.1 HHCB與Cd污染對龍葵生長的影響

從表2可見，60 d后HHCB與Cd單一、復合污染處理組中龍葵的4個生長指標均高于無污染處理組，根據(jù)方差分析差異均不顯著(p>0.05)，說明HHCB與Cd單一、復合污染均未對龍葵的生長產(chǎn)生明顯影響。

表2 不同處理組中龍葵的生長狀況Table 2 The growth of S.nigrum in different treatments

2.2 土壤酶活性變化

無污染處理組CK、S和低HHCB污染水平的單一污染處理組HL、HLS中3種土壤酶在前20 d均呈現(xiàn)快速上升，而后維持在較穩(wěn)定水平。造成這種現(xiàn)象是因為土壤酶主要來源于植物和微生物，在試驗初始，植物和微生物暴露于污染物，誘發(fā)植物和微生物分泌酶以適應污染脅迫[10]，在植物和微生物適應污染脅迫之后也趨于穩(wěn)定，因而其活性維持在一個穩(wěn)定水平。由圖1可知，在高HHCB污染水平的單一污染HH、HHS以及HHCB-Cd復合污染CHL、CHH、CHLS、CHHS處理組中，土壤酶活性均表現(xiàn)持續(xù)緩慢升高。這是因為隨著時間推移，HHCB會發(fā)生降解，其毒性變小，對土壤酶抑制作用降低，從而表現(xiàn)出土壤酶活性增加趨勢。60 d后脲酶和酸性磷酸酶在低HHCB污染水平的處理組HL、HLS中顯著高于對應的對照處理組CK、S，而在高HHCB污染水平處理組HH、HHS恰好相反，低、高HHCB污染水平分別促進和抑制脲酶和酸性磷酸酶。這是由于低污染水平的有機污染物可以成為微生物可利用的碳源，促進微生物生長，從而提高了土壤酶活性[11]。對于蔗糖酶，高、低HHCB污染水平處理組均低于對照處理組，說明HHCB對蔗糖酶表現(xiàn)為抑制作用。從圖1可以看出，在各個時間點，HHCB單一污染的土壤酶活性均顯著高于相對應HHCB-Cd復合污染的酶活性，表明HHCB-Cd復合污染比HHCB單一污染更加抑制土壤酶的活性。造成這種原因是因為有機物污染物可以通過官能團與重金屬發(fā)生絡合反應，互相影響并改變其存在形態(tài)，從而使有機污染物-重金屬復合污染時能對土壤酶活性產(chǎn)生協(xié)同促進/抑制作用[12]。脲酶活性在種植龍葵處理中是相應未種植龍葵處理的2.29～20倍，蔗糖酶和酸性磷酸酶的數(shù)值分別是11.67～60.06倍、20.07～37.29倍，這些說明龍葵顯著提高了土壤酶活性。

圖1 不同處理組土壤酶活性的變化Fig.1 The changes of soil enzyme activities in the different treatments

2.3 土壤微生物變化

在污染條件下，與CK組相比，除了CHL處理組，細菌的增幅在0.77%～14.32%；除了HH和C處理組，真菌的增幅在4.61%～30.52%，放線菌呈現(xiàn)降低趨勢，減幅為0.70%～24.13%(見圖2)?？梢?，HHCB單一污染和HHCB-Cd復合污染均促進細菌和真菌生長，但抑制放線菌生長?？傮w上種植龍葵處理組中的微生物數(shù)量均顯著高于相應的無種植處理組，表明植物能促進微生物生長繁殖。然而，復合污染在有無龍葵處理組中呈現(xiàn)不同變化特征，在未種龍葵處理組中，復合污染處理組中微生物數(shù)量均高于相應HHCB單一污染的處理組，CHL處理組中的細菌除外。在種植龍葵處理組中，兩者關系相反?？梢?，植物對HHCB-Cd復合污染土壤中的微生物產(chǎn)生了復雜影響。

圖2 不同處理組中土壤微生物數(shù)量Fig.2 The soil microbial quantity in different treatments

2.4 污染物殘留和土壤理化性的變化

60 d后土壤污染物殘留及理化性變化如表3所示。Cd殘留量在未種植龍葵處理中幾乎沒有變化，Cd是重金屬，不能為微生物所利用[11]。在種龍葵處理組中，由于龍葵吸收Cd，其土壤Cd殘留量均顯著低于無龍葵處理組，p<0.01。

對于HHCB殘留量，在低HHCB污染水平時，HHCB單一污染和HHCB-Cd復合污染中的HHCB殘留量差異顯著，p<0.05；但在高HHCB污染水平處理組時，兩者差異不顯著，p>0.05 ；表明HHCB殘留量與其初始污染水平相關。對比種植與未種植龍葵的處理組發(fā)現(xiàn)，HHCB殘留量均呈現(xiàn)種植龍葵處理組顯著低于未種植的處理組，p<0.01，說明植物有助于促進土壤中HHCB的去除。

從表3可知，種植龍葵處理組中土壤有機質質量比高于未種植處理組。對比HHCB單一污染和HHCB-Cd復合污染發(fā)現(xiàn)，在未種植龍葵條件下，復合污染處理組中土壤有機質高于單一污染，但不顯著，p>0.05。在種植物龍葵條件下，低HHCB污染水平的HHCB-Cd復合污染處理組中土壤有機質顯著高于單一HHCB污染，p<0.01；高HHCB污染水平的HHCB-Cd復合污染稍高于單一HHCB污染。表明龍葵種植影響土壤有機質變化。

表3 土壤污染物殘留量、有機質質量比和pH值Table 3 The pollutant residual quantity,organic matter mass ratio and pH in soils

種植龍葵處理組中的土壤pH值均顯著高于未種植處理組，說明龍葵有利于提高土壤pH。在高、低HHCB污染水平的單一污染處理組之間、HHCB單一和HHCB-Cd復合污染處理組之間，兩兩之間的土壤pH值差異均不顯著，p>0.05。表明HHCB污染水平及其與Cd復合污染對土壤pH影響不顯著。

2.5 各種因素對土壤酶的影響分析

對土壤酶活性與影響因素，包括微生物、污染物殘留、土壤理化性質等，進行冗余分析(RDA)，結果見表4，土壤酶與影響因子RDA排序如圖3所示。

表4 土壤酶與影響因子的RDA分析Table 4 Redundancy analysis results for soil enzyme and impact factors

圖3 土壤酶與影響因子RDA排序圖Fig.3 Redundancy analysis ordination diagram of the soil enzyme and impact factors

由表4可知，7個影響因子共解釋了87.9%的土壤酶變化信息，其中前兩軸累計解釋了87.1%土壤酶變化信息和99.2%的土壤酶-影響因子關系信息?？傋兓蕿?00.0%，總典特征值為0.879。由圖3可知，在RDA排序圖上，因子線頭越長，說明其影響程度越高[13]。在所有因子中，土壤pH值和HHCB殘留量的線頭最長，說明兩者是影響土壤酶活性變化的關鍵因子。土壤pH值下，F(xiàn)=20.67，p=0.006；HHCB殘留量下，F(xiàn)=4.79，p=0.03。兩者對土壤酶變化影響達到顯著水平，p<0.05，而其他因子未達到顯著水平，p>0.05，進一步證明了土壤pH值和HHCB殘留量是影響土壤酶活性變化的關鍵因子。

土壤pH與土壤酶活性之間密切相關[14]。對土壤pH變化影響土壤酶活性有兩種解釋:一是改變酶空間構象[15];二是改變土壤微生物類群[16]。3種土壤酶活性大小均與土壤pH值呈顯著正相關，表明較高土壤pH值有助于提高土壤酶活性。從圖3可以看出，微生物數(shù)量與土壤酶也呈顯著正相關，可以推斷本研究中土壤酶活性變化主要是通過土壤pH變化改變微生物實現(xiàn)。方差分析表明，HHCB單一污染和HHCB-Cd復合污染之間、低HHCB污染水平和高HHCB污染水平之間的土壤pH值差異均不顯著，p>0.05。復合污染和污染物污染水平均不是影響土壤酶活性變化的主要原因。然而，種植龍葵和未種植龍葵處理組之間的土壤pH值差異顯著，p<0.05。說明種植龍葵是土壤pH值差異的根本原因。由此可見，通過龍葵影響土壤pH值，進而改變土壤酶的活性。

土壤酶對有機污染物高度敏感性。土壤受污染后，土壤酶活性會發(fā)生很大的變化[17]。在RDA排序圖中，箭頭連線和排序軸的夾角代表影響因子與排序軸的相關性，夾角越小，相關性越高；反之越低[13]。圖3中第2軸代表HHCB污染水平，3種土壤酶的線頭與第2軸夾角大小依次為脲酶、酸性磷酸酶、蔗糖酶。說明受HHCB影響最大的蔗糖酶，接著是酸性磷酸酶，最小的是脲酶。從圖3中可以看出，種植龍葵處理組中HHCB污染水平相對較低，說明龍葵是改變土壤中HHCB污染水平的關鍵因素。一方面龍葵通過直接吸收HHCB，降低土壤中HHCB污染水平；另一方面，龍葵促進微生物生長繁殖，從而提高HHCB降解。因此，龍葵通過改變土壤中的HHCB污染水平而實現(xiàn)對土壤酶活性的調(diào)控。

3 結 論

(1)不同HHCB污染水平對不同土壤酶影響不同，對于脲酶和酸性磷酸酶，低HHCB污染水平起促進作用，而高污染水平則起抑制作用；對于蔗糖酶，高、低HHCB污染水平均表現(xiàn)為抑制作用。

(2)HHCB-Cd復合污染比HHCB單一污染更加抑制土壤酶活性。

(3)種植龍葵顯著提高了土壤酶活性。

(4)土壤pH值和HHCB殘留量是影響土壤酶活性變化的關鍵因子，它們作用發(fā)揮是通過龍葵調(diào)控實現(xiàn)。