李玉強，李男，吳彬，孫溶勵，趙明洲，楊微微，張佳林，蔣磊

(錦州醫(yī)科大學附屬第一醫(yī)院，遼寧 錦州 121000)

在全球范圍內(nèi)，肝癌是第二大最常見的癌癥死亡原因，肝細胞癌占原發(fā)性肝癌的(85～90)%，每年會導致超過700 000例病人死亡[1]。它通常是一種侵襲性的惡性腫瘤，預后較差，五年生存率估計低于9%。包括肝切除，肝移植和經(jīng)皮消融在內(nèi)的外科手術被認為是治療肝癌最有效的方法。不幸的是，由于存在大量病變和肝外轉(zhuǎn)移，只有約20%的肝癌患者適合手術[2]。雖然靶向藥物和免疫療法的發(fā)現(xiàn)，給肝癌治療帶來了巨大的突破。但目前肝癌的治療顯然還不盡如人意，肝癌患者的化學治療藥物也是有限的[3]，特別是對于我國這樣的肝癌大國來說，更為有效的肝癌藥物和肝癌療法成為了迫切需求。因此，如何進一步闡明肝癌的發(fā)病機制并找到可以更有效地阻斷這種進展性疾病的新靶標至關重要。

長非編碼RNA(lncRNA)是一組長度大于200個核苷酸的非蛋白質(zhì)編碼RNA[4]。越來越多的證據(jù)表明，可能作為癌基因或抑癌基因的lncRNA在人類疾病的病理生理中，尤其是在腫瘤的發(fā)生和發(fā)展中起著至關重要的作用[5]。microRNA(縮寫為miRNA)是一種小的非編碼RNA分子(包含約22個核苷酸)，存在于植物，動物和某些病毒中，在RNA沉默和基因表達的轉(zhuǎn)錄后調(diào)控中起作用[6-9]。最近的研究表明，miRNA可以通過調(diào)節(jié)與腫瘤發(fā)生有關的過程來充當人類癌癥中的癌基因或腫瘤抑制物[10-11]。miR-125b是致癌基因miRNA之一，與多種腫瘤有關，而HOTAIRM1是miR-125b的分子海綿，它調(diào)節(jié)肝癌細胞的生長和轉(zhuǎn)移。因此本研究主要是探討lncRNA HOTAIRM1是否可以通過靶向miR-125b相互作用來調(diào)節(jié)肝細胞癌的生長和轉(zhuǎn)移，研究其表達改變的情況及其可能發(fā)生的分子機制。

1 材料與方法

1.1 試劑與儀器

Transwell小室(Corning公司)； Enhanced Cell Counting Kit-8(上海碧云天生物技術有限公司)；Dual-Luciferase?Reporter Assay System(Promega，美國)；Annexin V-FITC細胞凋亡檢測試劑盒(上海碧云天生物技術有限公司)； hsa-mir-125b-1慢病毒、HOTAIRM1引物、LV-HOTAIRM1-RNAi干擾慢病毒、LV- HOTAIRM1過表達慢病毒(上?？道噬锟萍加邢薰緲嫿ê桶b)。超微量紫外分光光度儀(NanoDROP2000，美國Thermo公司)；聚丙烯酰胺凝膠成像系統(tǒng)(ChemiDoc XRS+，美國伯樂醫(yī)療)；普通PCR儀(C1000 Touch，美國伯樂醫(yī)療)；實時熒光定量PCR儀(Mx3000P，Agilent)。

1.2 研究對象

1.2.1 細胞：HEPG2(HB-8065)細胞購置于ATCC，LO2和HCC-LM3由中國醫(yī)科大學肝膽外科實驗室饋贈，都具有STR驗證報告。

1.2.2 組織樣本與資料：選取中國醫(yī)科大學附屬第一醫(yī)院肝膽外科和錦州醫(yī)科大學附屬第一醫(yī)院臨床生物樣本中心2018年1月至2020年10月期間100例經(jīng)手術切除并經(jīng)過病理診斷確診為肝細胞癌的組織樣本，我們的排除標準是曾經(jīng)患有其它惡性腫瘤及接受過輔助放化療病史的樣本。統(tǒng)計資料包括年齡、性別、甲胎蛋白、腫瘤分化程度、肝癌的病理分期等。

1.2.3 血液樣本與資料：選取錦州醫(yī)科大學附屬第一醫(yī)院臨床生物樣本中心2018年1月至2020年10月期間，肝血管瘤患者的血液樣本48例，肝囊腫血液樣本6例，共54例肝臟良性病變的血液樣本；肝惡性腫瘤的血液樣本54例,作為研究對象。

1.3 組織、血液及細胞樣本RNA提取

組織、血液及細胞樣本RNA的提取采用OMEGA提取試劑盒，用NanoDrop 2000分光光度計檢測RNA的濃度。

1.4 lncRNA HOTAIRM1與miR-125b熒光定量PCR

lncRNA HOTAIRM1和miR-125b引物由上?？道噬锟萍加邢薰驹O計合成，見表1。HOTAIRM1反應條件：50 ℃ 30 min(1個循環(huán))，95 ℃ 3 min(1個循環(huán))，95 ℃ 15 s+95 ℃ 30 s(40個循環(huán))，95 ℃ 1 min+55 ℃ 30 s+95 ℃ 30 s(1個循環(huán)，兩步驟中間收集信號)。反應結束后確認擴增曲線、CT值等，結果采用2-△△Ct方法，將GAPDH作為參考基因，確定HOTAIRM1的相對表達量，并進行統(tǒng)計分析。miR-125b反應條件：50 ℃ 15 min(1個循環(huán))，94 ℃ 20 s+60 ℃ 34 s(40個循環(huán))，95 ℃ 1 min+55 ℃ 30 s+95 ℃ 30 s(1個循環(huán)，兩步驟中間收集信號)。反應結束后確認擴增曲線、溶解曲線、CT值等，結果采用2-△△Ct方法，將U6作為參考基因，確定miR-125b的比較表達量，并進行統(tǒng)計分析。

表1 HOTAIRM1、GAPDH、miR-125b及U6的引物序列

1.5 慢病毒的構建和細胞轉(zhuǎn)染

LV-HOTAIRM1-RNAi的干擾慢病毒、LV-HOTAIRM1過表達慢病毒以及LV-hsa-mir-125b-1過表達慢病毒由上?？道噬锟萍加邢薰緲嫿ê桶b，感染LO2、HEPG2和HCC-LM3細胞后摸索出MOI和最佳的感染條件。

病毒轉(zhuǎn)染后按照不同培養(yǎng)條件分為5組：M組：含有細胞的完全培養(yǎng)基+慢病毒；A組：含有細胞的完全培養(yǎng)基+慢病毒+HiTransG A組，觀察HiTransG A是否可以提升感染效果；P組：含有細胞的完全培養(yǎng)基+慢病毒+HiTransG P組，觀察HiTransG P是否可以提升感染效果；陰性對照組：含有細胞的完全培養(yǎng)基+陰性對照病毒，和目的病毒做對比，觀察目的病毒感染細胞之后產(chǎn)生什么樣的變化；空白對照組：含有細胞的完全培養(yǎng)基，監(jiān)控實驗過程中細胞生長是否正常。

1.6 lncRNA HOTAIRM1靶向miRNA預測

為了研究HOTAIRM1在肝癌進展中的詳細機制，我們使用StarBase 2.0數(shù)據(jù)庫預測HOTAIRM1的靶向miRNA。

1.7 熒光素酶報告基因?qū)嶒?/h3>

將野生型HOTAIRM1和突變型HOTAIRM1序列(miR-125b結合位點突變)克隆到pmirGLO質(zhì)粒中。pmirGLO-HOTAIRM1或pmirGLO-HOTAIRM1-mut通過Lipofectamine 2000與miR-125b模擬物或miR-NC共轉(zhuǎn)染。將重組載體與miR-NC或miR-125b模擬物共轉(zhuǎn)染HEK293 細胞。共轉(zhuǎn)染48 h后，棄掉原培養(yǎng)基，用100 μL PBS洗滌培養(yǎng)孔1遍，吸盡剩余的PBS；使用去離子水將5×PLB稀釋成l×PLB；向96孔板中加入50 μL 1×PLB，裂解細胞15 min；96孔酶標板中(白色不透光的)每孔加上步驟的上清液10 μL，再加入100 μL LARII，靜止2 s；每孔加入Stop&Glo Reagent終止反應，靜止2 s后，進行數(shù)據(jù)檢測。

1.8 細胞劃痕實驗

用記號筆在6孔板背后，用直尺比著，均勻地劃橫線，大約每隔0.5～1 cm劃1道，橫穿過孔，每孔至少穿過5條線。在孔中加入約5×105個HEPG2和HCC-L3細胞，用構建的慢病毒LV-RIZ1-RNAi，LV-HOTAIRM1-RNAi，LV-HOTAIRM1進行轉(zhuǎn)染。當在鏡下觀察HEPG2和HCC-L3細胞鋪滿后，用200 μL的黃槍頭比著直尺劃垂直線。用槍頭將D-PBS緩慢加入6孔板中，緩慢清洗3次，去除劃下的細胞，加入無血清培養(yǎng)基。放入37 ℃ 5% CO2培養(yǎng)箱培養(yǎng)。按0、12、24、36、48 h在顯微鏡下拍照記錄。

1.9 Transwell細胞侵襲實驗

用Matrigel matrix基質(zhì)膠對Transwell小室進行制備。取100 μL細胞懸液加入Transweel小室(上室)，下室加0.5 mL含10%FBS的培養(yǎng)基，正常培養(yǎng)10～24 h，吸取上室殘液，PBS清洗兩遍，下室加入0.5 mL 4%多聚甲醛固定30 min后吸去。風干后下室加入0.5 mL 0.1%結晶紫染色20 min；小室風干后正立置于干凈載玻片上，顯微鏡物鏡調(diào)至200倍鏡，每個孔取8個視野拍照。

1.10 CCK8實驗

在96孔板中加入100 μL的細胞懸液，將培養(yǎng)板在37 ℃，5% CO2培養(yǎng)箱孵育一段時間(0、24、48、72 h)。向每孔加入10 μL CCK8溶液(注意不要在孔中生成氣泡，它們會影響OD值的讀數(shù))。將培養(yǎng)板在培養(yǎng)箱內(nèi)孵育(1～4)h。用酶標儀測定在450 nm處的吸光度。

1.11 細胞凋亡檢測

收集細胞懸液，1000轉(zhuǎn)離心5 min，棄上清，收集細胞，用PBS輕輕重懸細胞并計數(shù)。取5～10萬重懸的細胞，1000 g離心5 min，棄上清，加入195 μL Annexin V-FITC結合液輕輕重懸細胞。加入5 μL Annexin V-FITC，輕輕混勻。加入10 μL碘化丙啶染色液，輕輕混勻。室溫(20～25 ℃)避光孵育10～20 min，隨后置于冰浴中。立即進行檢測，確定細胞的凋亡情況。

1.12 統(tǒng)計學方法

使用GraphPad Prism8 V8.02和SPSS 23.0軟件進行統(tǒng)計分析，兩組樣本采用配對樣本t檢驗，所有計量資料結果以均數(shù)±標準差表示，所有實驗都至少重復3次，以P<0.05為差異有統(tǒng)計學意義。

2 結 果

2.1 預測HOTAIRM1的靶miRNA

我們使用StarBase 2.0數(shù)據(jù)庫預測HOTAIRM1的靶miRNA，發(fā)現(xiàn)miR-125b可能是HOTAIRM1的靶miRNA，見圖1。

圖1 HOTAIRM13’UTR中預測的miR-125b結合位點

2.2 雙熒光素酶報告基因?qū)嶒?/h3>

我們構建了HOTAIRM1-wt熒光素酶報告基因載體和HOTAIRM1-mut 3’UTR熒光素酶報告基因載體，并進行了熒光素酶報告基因分析。結果表明，miR-125b過表達導致HOTAIRM1-WT的熒光素酶活性顯著降低，而HOTAIRM1-MUT則沒有。這些結果證明了，HOTAIRM1的靶標是miR-125b，見圖2。

圖2 熒光素酶法檢測miR-125b對HOTAIRM1-WT和HOTAIRM1-MUT報告分子熒光素酶活性的影響

2.3 慢病毒對HEPG2和HCC-LM3細胞的感染MOI和最佳感染條件

2.3.1 LV-HOTAIRM1慢病毒感染的MOI和最佳感染條件

用LV-HOTAIRM1慢病毒轉(zhuǎn)染HCC-LM3細胞，MOI=20，最佳感染條件為：LV-HOTAIRM1慢病毒+HiTransG P組，見圖3。

圖3 LV-HOTAIRM1慢病毒轉(zhuǎn)染HCC-LM3細胞最佳感染組

2.3.2 LV-HOTAIRM1-RNAi慢病毒感染的MOI和最佳感染條件

用LV-HOTAIRM1-RNAi慢病毒轉(zhuǎn)染HEPG2細胞，MOI=10，最佳感染條件為：LV-HOTAIRM1-RNAi慢病毒+HiTransG P組，見圖4。

圖4 LV-OTAIRM1-RNAi慢病毒轉(zhuǎn)染HEPG2細胞最佳感染組

2.3.3 LV-hsa-mir-125b-1慢病毒感染的MOI和最佳感染條件

用LV-hsa-mir-125b-1慢病毒轉(zhuǎn)染HEPG2和HCC-LM3細胞，HEPG2人肝癌細胞MOI=10，最佳感染條件為：LV-hsa-mir-125b-1慢病毒+HiTransGA組，見圖5；HCC-LM3人高轉(zhuǎn)移肝癌細胞MOI=20，最佳感染條件為：LV-hsa-mir-125b-1慢病毒+HiTransGA組，見圖6。

圖5 LV-hsa-mir-125b-1慢病毒轉(zhuǎn)染HEPG2細胞最佳感染組

圖6 LV-hsa-mir-125b-1慢病毒轉(zhuǎn)染HCC-LM3細胞最佳感染組

2.3.4 LV-HOTAIGXRM1-RNAi+LV-hsa-mir-125b-1慢病毒共感染的MOI和最佳感染條件

用LV-HOTAIRM1-RNAi+LV-hsa-mir-125b-1慢病毒共轉(zhuǎn)染HEPG2細胞MOI=10，最佳感染條件為：LV-HOTAIRM1-RNAi+LV-hsa-mir-125b-1慢病毒+HiTransGA組，見圖7。

圖7 LV-HOTAIRM1-RNAi+LV-hsa-mir-125b-1慢病毒共轉(zhuǎn)染HEPG2細胞最佳感染組

2.3.5 LV-HOTAIRM1+LV-hsa-mir-125b-1慢病毒共感染的MOI和最佳感染條件

用LV-HOTAIRM1+LV-hsa-mir-125b-1慢病毒共轉(zhuǎn)染HCC-LM3細胞MOI=20，最佳感染條件為：LV-HOTAIRM1+LV-hsa-mir-125b-1慢病毒+HiTransGP組，見圖8。

圖8 LV-HOTAIRM1 +LV-hsa-mir-125b-1慢病毒共轉(zhuǎn)染HCC-LM3細胞最佳感染組

2.4 HOTAIRM1表達與miR-125b表達之間的關系

用LV-HOTAIRM1慢病毒轉(zhuǎn)染HCC-LM3細胞或用LV-HOTAIRM1-RNAi慢病毒轉(zhuǎn)染HEPG2細胞。結果表明，HOTAIRM1的過表達顯著抑制了miR-125b的表達，而HOTAIRM1的下調(diào)則反向支持了肝細胞癌細胞中miR-125b的表達(*P<0.05)，見圖9～10。

圖9 LV-HOTAIRM1轉(zhuǎn)染后miR-125b在HCC-LM3細胞中的表達水平

圖10 LV-HOTAIRM1-RNAi慢病毒轉(zhuǎn)染后miR-125b在HEPG2細胞中的表達水平

2.5 HOTAIRM1干擾和miR-125b過表達共同作用對肝細胞癌細胞增殖、侵襲和遷移的影響

LV-HOTAIRM1-RNAi+LV-hsa-mir-125b-1共轉(zhuǎn)染HEPG2細胞，HOTAIRM1在HEPG2細胞中的下調(diào)表達，促進了細胞增殖，侵襲和遷移和miR-125b過表達共同作用進一步促進了HEPG2細胞增殖、侵襲、遷移(*P<0.05，**P<0.01)，見圖11～13。

圖11 LV-HOTAIRM1-RNAi+LV-hsa-mir-125b-1共轉(zhuǎn)染HEPG2細胞后增殖情況

圖12 LV-HOTAIRM1-RNAi+LV-hsa-mir-125b-1共轉(zhuǎn)染HEPG2細胞后侵襲情況

圖13 LV-HOTAIRM1-RNAi+LV-hsa-mir-125b-1共轉(zhuǎn)染HEPG2細胞后的遷移能力

2.6 HOTAIRM1過表達和miR-125b過表達共同作用對肝細胞癌細胞增殖、侵襲、和遷移的影響

LV-HOTAIRM1+miR-125b共轉(zhuǎn)染HCC-LM3細胞，結果表明，HOTAIRM1的過表達,抑制了HCC-LM3細胞的增殖、侵襲和遷移，并且可以逆轉(zhuǎn)過表達HOTAIRM1和miR-125b的共轉(zhuǎn)染結果(*P<0.05，**P<0.01)，見圖14～16。

圖14 LV-HOTAIRM1+LV-hsa-mir-125b-1共轉(zhuǎn)染HCC-LM3細胞后增殖情況

圖15 LV-HOTAIRM1+LV-hsa-mir-125b-1共轉(zhuǎn)染HCC-LM3細胞后侵襲情況

圖16 LV-HOTAIRM1+LV-hsa-mir-125b-1共轉(zhuǎn)染HCC-LM3細胞后的遷移情況

2.7 科室組織樣本中HOTAIRM1和miR-125b在肝細胞癌組織、癌旁組織及正常組織中的表達情況

選擇科室100例配對的肝細胞癌組織、癌旁組織及正常組織進行qRT-PCR結果采用2-△△Ct方法，將GAPDH 或U6作為參考基因，確定miR-125b和HOTAIRM1的相對表達量，并進行統(tǒng)計分析。發(fā)現(xiàn)HOTAIRM1在肝細胞癌組織中的表達水平明顯低于癌旁和正常組織，而正常組織與癌旁組織相比差異不大(*P<0.05，**P<0.01)，見圖17。發(fā)現(xiàn)miR-125b在肝細胞癌組織中的表達水平明顯高于癌旁和正常組織，而癌旁和正常組織之間無明顯的差異，見圖18。

圖17 HOTAIRM1在肝細胞癌組織樣本中的表達情況

圖18 miR-125b在肝細胞癌組織樣本中的表達情況

2.8 科室血液樣本中HOTAIRM1和miR-125b的表達情況

收集108例患者作為研究對象進行qRT-PCR采用2-△△Ct方法，確定HOTAIRM1和miR-125b的相對表達量，并進行統(tǒng)計分析。發(fā)現(xiàn)肝細胞癌患者血液樣本中HOTAIRM1表達量比正?；颊弑磉_量低，miR-125b表達量比正?；颊叩谋磉_量高(*P<0.05)，見圖19～20。

2.9 LO2、HEPG2和HCC-LM3細胞中HOTAIRM1和miR-125b的表達情況

研究結果表明HOTAIRM1在HCC-LM3和HEPG2細胞中的表達比LO2細胞低(*P<0.05)，見圖21；miR-125b在HCC-LM3和 HEGP2細胞中的表達比LO2細胞高(*P<0.05)，見圖22。

圖19 血液樣本中HOTAIRM1的表達情況

圖20 血液樣本中miR-125b的表達情況

圖21 LO2、HEPG2和HCC-LM3細胞中HOTAIRM1的表達情況

圖22 miR-125b在 LO2、HEPG2、HCC-LM3細胞系中的表達情況

2.10 科室組織樣本中HOTAIRM1和miR-125b的表達水平與臨床病理學參數(shù)之間的關系

分析發(fā)現(xiàn)HOTAIRM1的表達情況與患者腫瘤大小及腫瘤數(shù)量密切相關，但其與患者年齡、性別、乙肝、肝硬化、AFP、門靜脈癌栓、腫瘤分化程度及TNM分期等因素無明顯相關性(*P<0.05)，見表2。

分析發(fā)現(xiàn)miR-125b的表達情況與患者乙肝、腫瘤大小及腫瘤數(shù)量密切相關，但其與患者年齡、性別、肝硬化、AFP、門靜脈癌栓、腫瘤分化程度及TNM分期等因素無明顯相關(*P<0.05)，見表3。

表2 利用科室組織樣本分析HOTAIRM1表達水平與組織臨床病理學參數(shù)的關系(n，%)

表3 利用科室組織樣本分析miR-125b表達水平與組織臨床病理學參數(shù)的關系(n，%)

3 討 論

肝癌對人類健康和生命有嚴重的威脅。原發(fā)性肝細胞癌的臨床表現(xiàn)極為不典型，癥狀通常不明顯，尤其是在疾病的早期[12]。盡管近年來肝癌的生存率有所提高，但仍然不容樂觀[13]。HOTAIRM1(HOTAIR myeloid specific 1)又可以稱為HOXA-AS1，HOXA1-AS1，NCRNA00179，是從HOXA簇轉(zhuǎn)錄的一個483bp的lncRNA，在髓系中表達。lncRNA HOTAIRM1在乳腺癌、透明細胞腎細胞癌、神經(jīng)膠質(zhì)瘤惡性腫瘤、卵巢癌細胞、急性髓細胞性白血病、甲狀腺乳頭狀癌細胞、骨關節(jié)炎、胰腺導管腺癌以及肝癌的發(fā)生發(fā)展中都起到了非常重要的作用[14-18]。miR-125b是致癌基因miRNA之一，與多種腫瘤有關，而HOTAIRM1是miR-125b的分子海綿，它調(diào)節(jié)肝癌細胞的生長和轉(zhuǎn)移。

為了研究HOTAIRM1在肝癌進展中的詳細機制，我們使用StarBase 2.0數(shù)據(jù)庫預測HOTAIRM1的靶miRNA，發(fā)現(xiàn)miR-125b可能是HOTAIRM1的靶miRNA。然后，我們構建了HOTAIRM1-wt熒光素酶報告基因載體和HOTAIRM1-mut3’UTR熒光素酶報告基因載體，并進行了熒光素酶報告基因分析。結果表明，miR-125b過表達導致HOTAIRM1-WT的熒光素酶活性顯著降低，而HOTAIRM1-MUT則沒有。這些結果證明了miR-125b是HOTAIRM1的靶miRNA。此外，HOTAIRM1的過表達顯著抑制了miR-125b的表達，而HOTAIRM1的下調(diào)則反向支持了肝癌細胞中miR-125b的表達。為了進一步驗證HOTAIRM1在肝癌進展中的作用是否由miR-125b介導，我們使用LV-HOTAIRM1-RNAi+LV-hsa-mir-125b-1慢病毒共轉(zhuǎn)染HEPG2細胞，HOTAIRM1在HEPG2細胞中的下調(diào)表達，促進了細胞增殖、侵襲和遷移，和miR-125b過表達共同作用進一步促進了HEPG2細胞增殖、侵襲和遷移。LV-HOTAIRM1+miR-125b慢病毒共轉(zhuǎn)染HCC-LM3細胞，HOTAIRM1的過表達抑制了HCC-LM3細胞的增殖、侵襲和遷移，并且可以逆轉(zhuǎn)了過表達HOTAIRM1和miR-125b的共轉(zhuǎn)染結果。

我們利用科室收集的樣本，通過研究發(fā)現(xiàn)HOTAIRM1在肝細胞癌患者癌組織樣本、血液樣本和HCC-LM3人高轉(zhuǎn)移肝癌細胞中表達水平明顯下降。我們分析了HOTAIRM1的表達與臨床病理學參數(shù)之間的關系，分析發(fā)現(xiàn)HOTAIRM1的表達情況與患者腫瘤大小及腫瘤數(shù)量密切相關，即HOTAIRM1高表達與HOTAIRM1低表達的肝細胞癌組織相比，其腫瘤體積相對較小，腫瘤數(shù)目相對較少；但其與患者年齡、性別、乙肝、肝硬化、AFP、門靜脈癌栓、腫瘤分化程度及TNM分期等因素無明顯相關性。我們對本科室收集的組織樣本分析表明，miR-125b在肝細胞癌組織中的表達水平明顯高于癌旁和正常組織，而癌旁和正常組織之間無明顯的差異。對本科室收集的血液樣本分析表明，肝細胞癌患者血液樣本中miR-125b表達量比正常患者的表達量高。分析發(fā)現(xiàn)miR-125b的表達情況與患者乙肝、腫瘤大小及腫瘤數(shù)量密切相關，即miR-125b高表達的肝細胞癌組織與miR-125b低表達的肝細胞癌組織相比，其腫瘤體積相對較大，腫瘤數(shù)目相對較多；乙肝陽性患者中miR-125b高表達的多，乙肝陰性患者中miR-125b低表達的多，但其與患者年齡、性別、肝硬化、AFP、門靜脈癌栓、腫瘤分化程度及TNM分期等因素無明顯相關。所有這些數(shù)據(jù)表明，HOTAIRM1通過下調(diào)miR-125b阻斷了肝癌細胞的生長和轉(zhuǎn)移。

總之，我們研究發(fā)現(xiàn)lncRNA HOTAIRM1可以通過靶向miR-125b來調(diào)節(jié)肝細胞癌的生長和轉(zhuǎn)移，這可以進一步影響肝細胞癌的發(fā)生和發(fā)展。從而為肝癌的治療提供新的靶標和思路。