紀(jì)秀鳳 蘆 宇 劉海春 趙倩華 王維民 王貴虹 勵建榮 呂長鑫*

（1 渤海大學(xué)食品科學(xué)與工程學(xué)院 生鮮農(nóng)產(chǎn)品貯藏加工及安全控制技術(shù)國家地方聯(lián)合工程研究中心遼寧錦州121013 2 河北省科技工程學(xué)校 河北保定071000 3 大連中超食品有限公司 遼寧大連116400 4 遼寧新大地實(shí)業(yè)發(fā)展集團(tuán)有限公司 沈陽110168）

紅樹莓屬薔薇科（Rasaceae）懸鉤子屬（Rubus L.）多年生灌木植物，又稱覆盆子、托盤和馬林等，在我國遼寧、吉林和黑龍江等地區(qū)廣泛種植，果實(shí)酸甜可口，富含原花青素、黃酮和鞣花酸等物質(zhì)，具有抗氧化、抗衰老和抗癌等功效，被譽(yù)為“生命之果”[1-2]。 紅樹莓鮮果不耐貯藏，多被加工成果酒和果汁等產(chǎn)品， 而紅樹莓籽作為加工副產(chǎn)物尚未得到有效利用[3]。原花青素是紅樹莓籽中的主要活性物質(zhì)。原花青素聚合度不同，被人體吸收利用的情況亦不相同， 將聚合度在2～4 間的原花青素稱為低聚原花青素， 聚合度高于4 的稱為高聚原花青素[4]。 低聚體生物活性遠(yuǎn)高于高聚體，通過不同濃度乙醇梯度洗脫吸附原花青素的大孔樹脂，可實(shí)現(xiàn)高聚及低聚原花青素的分離， 同時提高了其純度，相對于有機(jī)溶劑的分離萃取，具有成本低、易再生和無毒害等優(yōu)點(diǎn)[5-6]。 聚酰胺是一類酰胺基聚合成的高分子化合物[7]，對原花青素吸附性強(qiáng)，具有吸附快、 分離效果好及純化純度高等優(yōu)點(diǎn)[8]。大孔樹脂和聚酰胺聯(lián)用， 既實(shí)現(xiàn)了原花青素分級分離，又較大程度地提高了其純度。 由于體外胃、腸消化模型比較接近于人體真實(shí)生理消化情況[9]，因此，可基于體外模擬胃、腸消化過程中不同聚合度原花青素釋放規(guī)律， 評價不同聚合度原花青素在人體內(nèi)的生物活性變化情況。

本研究首先通過不同濃度解吸劑梯度洗脫吸附紅樹莓籽原花青素的大孔樹脂層析柱， 實(shí)現(xiàn)原花青素高聚體和低聚體的分離。其次，通過聚酰胺樹脂二次純化大孔樹脂分離的紅樹莓籽低聚原花青素，確定純化工藝參數(shù)，為紅樹莓籽低聚原花青素提供更高效的純化方法。 最后，構(gòu)建體外胃、腸消化模型， 考察不同聚合度紅樹莓籽原花青素體外胃、腸消化前、后釋放量的變化情況，為紅樹莓籽低聚原花青素的高效利用提供理論依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

紅樹莓籽，大連市中超食品有限公司；兒茶素標(biāo)準(zhǔn)品（≥98%），如吉生物科技公司；胃蛋白酶、胰蛋白酶，Sigma 公司；柱層析聚酰胺樹脂（30～60目）、大孔吸附樹脂，鄭州勤實(shí)科技有限公司；無水乙醇、冰乙酸、甲醇、石油醚，天津市天力化學(xué)試劑有限公司；香草醛、氫氧化鈉，天津市大茂化學(xué)試劑廠；鹽酸，錦州古城化學(xué)試劑有限公司；以上試劑均為分析純。

1.2 儀器與設(shè)備

Centrifuge5804R 冷凍離心機(jī)， 德國艾本德股份公司；UV-2700 紫外-可見分光光度計(jì)，日本島津有限公司；GT-100 高通量組織研磨儀， 北京格瑞德曼儀器設(shè)備有限公司；SHB-D 循環(huán)水真空泵，上海申光儀器儀表有限公司；KQ-100DB 數(shù)控超聲波清洗器， 江蘇昆山市超聲儀器有限公司；SHA-2 冷凍水浴恒振蕩器， 金壇市瑞華儀器有限公司。

1.3 試驗(yàn)方法

1.3.1 紅樹莓籽原花青素提取 紅樹莓籽干燥、除雜、粉碎、過篩后，在料液比1∶10 g/mL、溫度40℃的條件下采用石油醚脫脂4 h，抽濾取粉。 紅樹莓籽脫脂粉在料液比1 ∶15 g/mL、 乙醇體積分?jǐn)?shù)80%、提取時間1 h 的條件下提取紅樹莓籽原花青素，將原花青素醇提物在55 ℃下旋蒸除醇，冷凍干燥成粉備用。

1.3.2 原花青素質(zhì)量標(biāo)準(zhǔn)曲線 稱取兒茶素標(biāo)準(zhǔn)品5 mg，甲醇定容至25 mL，分別移取0，0.2，0.4，0.6，0.8，1.0 mL 兒茶素標(biāo)準(zhǔn)品溶液于試管中，加入甲醇分別定容至1 mL， 各加入5 mg/mL 香草醛-甲醇溶液6 mL 和濃鹽酸3 mL，搖勻，于30 ℃水浴避光1 h。以甲醇為空白，測定500 nm 處吸光值[10-12]，以兒茶素質(zhì)量濃度（μg/mL）為橫坐標(biāo)，吸光值為縱坐標(biāo)，繪制的標(biāo)準(zhǔn)曲線為y=0.0012x-0.0028，R2=0.9993。

1.3.3 原花青素物質(zhì)的量標(biāo)準(zhǔn)曲線 稱取兒茶素標(biāo)準(zhǔn)品2.5 mg，冰乙酸定容至25 mL，分別移取以上溶液0，0.2，0.4，0.6，0.8，1.0 mL 于試管中，冰乙酸分別定容至1 mL， 各加入5 mg/mL 香草醛-乙酸溶液6 mL 和濃鹽酸3 mL，30 ℃水浴避光反應(yīng)1 h，以冰乙酸為空白，測定500 nm 處吸光值[11-12]，以兒茶素濃度（μmol/mL）為橫坐標(biāo)，吸光值為縱坐標(biāo)，繪制的標(biāo)準(zhǔn)曲線為：y=2.4899x-0.0063，R2=0.9995。

1.3.4 原花青素平均聚合度測定 大孔樹脂梯度洗脫得到的不同聚合度原花青素粉配置成1 mg/mL 樣液，采用1.3.2 節(jié)和1.3.3 節(jié)方法得到原花青素質(zhì)量及物質(zhì)的量，計(jì)算原花青素平均聚合度[13]，見公式（1）。

式中：m——原花青素質(zhì)量/μg；M——兒茶素相對分子質(zhì)量，290.27；n——原花青素物質(zhì)的量/μmol。

1.3.5 大孔樹脂預(yù)處理 將大孔樹脂于95%乙醇中浸泡24 h，蒸餾水沖洗至無醇味且洗脫液透明；再于4%鹽酸溶液中浸泡12 h 后洗至中性； 最后于4%氫氧化鈉溶液中浸泡12 h 后洗至中性，45℃烘干備用[14]。

1.3.6 聚酰胺預(yù)處理與再生 將聚酰胺樹脂于95%乙醇中溶脹24 h， 蒸餾水洗至無醇味； 再于5%氫氧化鈉溶液中浸泡12 h 后洗至中性；最后于10%醋酸溶液中浸泡12 h 后洗至中性，45 ℃烘干備用[15]。

1.3.7 紅樹莓籽原花青素分級純化 實(shí)驗(yàn)室前期研究大孔樹脂純化條件為：樹脂20 mg，上樣質(zhì)量濃度4 mg/mL，pH 4.0， 上樣及解吸流速1.5 mL/min，上樣及解吸劑體積80 mL。此條件下經(jīng)30%，40%，50%，60%和70%乙醇溶液梯度洗脫， 分別收集洗脫組分測定解吸率及平均聚合度， 確定低聚及高聚原花青素洗脫條件。

1.3.8 聚酰胺動態(tài)吸附與解吸試驗(yàn) 量取10 g處理后的聚酰胺樹脂濕法裝柱 （Φ18 mm×300 mm）， 以大孔樹脂分離純化得到的紅樹莓籽低聚原花青素洗脫液為上樣液， 通過聚酰胺層析柱進(jìn)行吸附，以吸附率為指標(biāo)，分別考察上樣質(zhì)量濃度（0.5， 1.0， 1.5， 2.0， 2.5 mg/mL）、pH （2， 3， 4， 5，6）、流速（0.5，1.0，1.5，2.0，2.5 mL/min）對紅樹莓籽低聚原花青素吸附效果的影響。同時，在上述最佳吸附條件下，每10 mL 收集一組流分，測定低聚原花青素濃度，繪制泄露曲線，確定上樣液體積。在上述最佳吸附條件下，聚酰胺樹脂吸附飽和后，經(jīng)蒸餾水洗至流出液澄清，以解吸率為指標(biāo)，分別考察乙醇體積分?jǐn)?shù)（40%，50%，60%，70%，80%）和解吸流速（0.5， 1.0， 1.5， 2.0， 2.5 mL/min）對低聚原花青素解吸效果的影響；此外，每10 mL 收集一組流出液，測定低聚原花青素質(zhì)量濃度，繪制動態(tài)洗脫曲線，從而確定最佳洗脫液體積。

1.3.9 吸附率與解吸率的計(jì)算 分別測定上樣液、 吸附液和洗脫液中紅樹莓籽低聚原花青素的質(zhì)量濃度，計(jì)算吸附率和解吸率，其公式如（2）和（3）所示：

式 中：C0——上樣液質(zhì)量濃度/mg·mL-1；C1——流出液質(zhì)量濃度/mg·mL-1；C2——解吸液質(zhì)量濃度/mg·mL-1；V0——上樣液體積/mL；V1——流出液體積/mL；V2——洗脫液體積/mL。

1.3.10 純度的計(jì)算 分別稱取0.025 mg 經(jīng)大孔樹脂和聚酰胺樹脂洗脫的紅樹莓籽低聚原花青素，加入95%乙醇定容至25 mL，用1.3.1 節(jié)方法測定溶液中低聚原花青素的質(zhì)量濃度， 樣品低聚原花青素純度計(jì)算見公式（4）：

式中：C——低聚原花青素溶液質(zhì)量濃度/mg·mL-1；V——低聚原花青素溶液體積/mL；M——低聚原花青素質(zhì)量/mg。

1.3.11 體外胃腸模擬消化試驗(yàn)

1.3.11.1 胃消化對原花青素釋放量影響 準(zhǔn)確稱取0.25 g 紅樹莓籽低聚原花青素和高聚原花青素，分別加入10 mL 生理鹽水混勻后，加入4 mL 0.1 mol/L 的鹽酸溶液和4 mL 8 mg/mL 的胃蛋白酶溶液，調(diào)pH 至2.0。 同時，以生理鹽水替代酶液做2 組空白對照，于37 ℃恒溫水浴振蕩器分別消化0.0， 0.5， 1.0， 1.5， 2.0 和2.5 h，在4 ℃，8 000 r/min 條件下離心10 min，取上清液測定紅樹莓籽原花青素質(zhì)量濃度[16-17]，確定原花青素釋放量。

1.3.11.2 腸消化對原花青素影響 分別向體外胃消化2.5 h 的樣液中加入1 mol/L 的NaHCO3調(diào)至pH 為7.0，加入6 mL 腸消化液（0.3 g 胰酶和1.9 g 豬膽汁溶于60 mL pH 為7.0 的0.1 mol/L NaHCO3-Na2CO3緩沖溶液），同時做腸液空白對照組 （pH 7.0 的0.1 mol/L NaHCO3-Na2CO3緩沖溶液）， 于37 ℃恒溫水浴振蕩器中分別消化0.0，0.5， 1.0， 1.5， 2.0， 2.5 和3.0 h， 在4 ℃，8 000 r/min 條件下離心10 min， 以腸電解液替代腸消化液溶液作為空白， 取上清液測定其紅樹莓籽原花青素質(zhì)量濃度[18]，確定原花青素釋放量。

2 結(jié)果與分析

2.1 紅樹莓籽原花青素分級結(jié)果分析

由圖1 可知， 經(jīng)30%乙醇和40%乙醇梯度洗脫的紅樹莓籽原花青素解吸率顯著增加（P＜0.05），平均聚合度略有增加，但無顯著性差異（P＞0.05），40%乙醇洗脫時解吸率最高，且平均聚合度小于4，說明40%乙醇洗脫物為低聚原花青素；此后隨乙醇濃度增大， 梯度洗脫下的原花青素解吸率顯著降低（P＜0.05），平均聚合度顯著升高（P＜0.05），且均高于4，即為高聚體。 原花青素平均聚合度增大，其極性隨之增強(qiáng)，大孔樹脂對其吸附能力也逐漸增強(qiáng)， 故需高濃度乙醇才可解吸下高聚原花青素[4]；其次，30%及40%乙醇洗脫的低聚體原花青素總解吸率約為48%，而再經(jīng)50%及60%乙醇洗脫的高聚體總解吸率約為40%， 故將紅樹莓籽低聚和高聚原花青素進(jìn)行分離具有一定必要性。綜上分析，選用40%乙醇洗脫得到低聚原花青素，再經(jīng)60%乙醇洗脫得到高聚原花青素，此高聚原花青素經(jīng)聚酰胺純化后， 為低聚原花青素的體外胃腸模擬消化試驗(yàn)作對照。

圖1 不同洗脫液中原花青素的解吸率和平均聚合度Fig.1 The average polymerization degree and desorption rate of proanthocyanidins from different proanthocyanidins eluent

2.2 聚酰胺動態(tài)吸附與解吸結(jié)果分析

2.2.1 上樣濃度對吸附效果影響分析 由圖2 可知，上樣質(zhì)量濃度低于2 mg/mL 時，吸附率隨紅樹莓籽低聚原花青素上樣質(zhì)量濃度的增加而升高，由于上樣液低聚原花青素質(zhì)量濃度升高， 單位表面積的低聚原花青素與聚酰胺樹脂接觸量增多，吸附量隨之增大[19]。但上樣質(zhì)量濃度為1.0 和1.5 mg/mL 時，吸附率變化不顯著（P＞0.05）；上樣質(zhì)量濃度高于2 mg/mL 后，吸附率顯著下降（P＜0.05），是因?yàn)樯蠘淤|(zhì)量濃度過大， 低聚原花青素在聚酰胺樹脂中擴(kuò)散能力下降， 與雜質(zhì)競爭性吸附聚酰胺樹脂，低聚原花青素得不到充分吸附，造成原料浪費(fèi)[20]，故選用2 mg/mL 為最適上樣質(zhì)量濃度。

2.2.2 上樣液pH 對吸附效果影響分析 由圖3可知，pH 值在2～5 范圍內(nèi)，隨pH 升高，紅樹莓籽低聚原花青素吸附率顯著增加（P＜0.05），pH 為5時，吸附率最高，隨后吸附率顯著下降（P＜0.05）。紅樹莓籽低聚原花青素分子中含有多個酚羥基，呈弱酸性， 聚酰胺分子通過氫鍵與低聚原花青素結(jié)合，故易在酸性環(huán)境中被吸附。隨低聚原花青素溶液pH 增大，酚羥基中氫離子易解離，分子極性變大，親水性增強(qiáng)，不易被樹脂吸附[21]，故選擇上樣液最適pH 為5。

圖2 上樣質(zhì)量濃度對吸附效果影響Fig.2 Effect of concentration in sample on the adsorption efficiency

2.2.3 上樣液流速對吸附效果影響分析 由圖4可知，上樣流速在0.5～1.5 mL/min 范圍內(nèi)，隨著上樣流速的增加，吸附率逐漸升高，但上樣流速在0.5～1.0 mL/min 范圍內(nèi)變化不顯著（P＞0.05）；上樣流速高于1.5 mL/min 后，吸附率顯著下降（P＜0.05），是因?yàn)榱魉龠^大，節(jié)約了上樣時間，提高了效率， 但樣液中低聚原花青素與樹脂接觸不夠充分，引起樣液流失，導(dǎo)致吸附量下降。 故選用最佳上樣流速為1.5 mL/min。

圖3 上樣液pH 對吸附效果影響Fig. 3 Effect of pH in sample on the adsorption efficiency

圖4 上樣液流速對吸附效果影響Fig.4 Effect of sample flow rate on the adsorption efficiency

2.2.4 泄露曲線 由圖5 可知， 當(dāng)流出液在10～120 mL 范圍內(nèi)，流出液中紅樹莓籽低聚原花青素質(zhì)量濃度逐漸升高。流出液體積增加到40 mL 后，原花青素質(zhì)量濃度變化趨于平緩， 當(dāng)流出液體積達(dá)到100 mL 時，流出液的低聚原花青素濃度達(dá)到上樣液的1/10， 此時聚酰胺樹脂吸附基本達(dá)到飽和，故將100 mL 作為泄漏點(diǎn)[22]，選用最佳上樣體積為100 mL。

2.2.5 解吸劑體積分?jǐn)?shù)對解吸效果影響分析 選擇乙醇作為紅樹莓籽低聚原花青素的解吸劑，由圖6 可知，當(dāng)乙醇體積分?jǐn)?shù)低于70%時，隨乙醇體積分?jǐn)?shù)增加，低聚原花青素解吸率顯著升高（P＜0.05），可能是由于乙醇為極性溶劑，隨其濃度增大，溶液極性增強(qiáng)，進(jìn)而對低聚原花青素作用力加強(qiáng)，解吸率升高；當(dāng)乙醇體積分?jǐn)?shù)高于70%后，解吸率變化無顯著性差異（P＞0.05），是因樣液中其它水溶性雜質(zhì)也被洗脫下來， 降低了低聚原花青素濃度。 故選用最適乙醇體積分?jǐn)?shù)為70%。

2.2.6 解吸流速對解吸效果影響分析 如圖7 所示， 解吸流速對紅樹莓籽低聚原花青素解吸效果影響較大。 流速在0.5～1.5 mL/min 范圍內(nèi)時，隨流速增大低聚原花青素解吸率顯著增加 （P＜0.05）；流速高于1.5 mL/min 時，解吸率顯著減?。≒＜0.05）。 適當(dāng)增大解吸流速時，生產(chǎn)效率將大幅度提高，但當(dāng)解吸流速過高時，解吸劑與聚酰胺樹脂作用時間較短，對低聚原花青素解吸不夠充分，解吸率降低[23]。 故選取最適解吸流速為1.5 mL/min。

2.2.7 洗脫曲線 聚酰胺純化紅樹莓籽低聚原花青素洗脫曲線如圖8 所示， 當(dāng)洗脫液體積達(dá)50 mL 時， 洗脫的低聚原花青素質(zhì)量濃度達(dá)到最大，隨后每組流分洗脫下的低聚原花青素質(zhì)量濃度逐漸降低，當(dāng)洗脫液體積達(dá)到150 mL 時，低聚原花青素質(zhì)量濃度幾乎不再發(fā)生變化， 聚酰胺樹脂吸附的低聚原花青素幾乎完全被洗脫下， 隨后流出液中雖仍含少量低聚原花青素，但考慮后期處理，提高純化效率，選擇放棄剩余洗脫液，故選取150 mL 為洗脫液體積。

圖5 泄露曲線Fig.5 Leakage curve

圖6 解吸劑體積分?jǐn)?shù)對解吸效果影響Fig.6 Effect of desorption agent concentration on the desorption efficiency

圖7 解吸流速對解吸效果影響Fig.7 Effect of desorption rate on the desorption efficiency

圖8 洗脫曲線Fig.8 Desorption curve

2.3 低聚原花青素純度測定結(jié)果分析

經(jīng)大孔樹脂和聚酰胺純化的紅樹莓籽低聚原花青素純度分別為（52.36±0.42）%和（71.09±0.29）%， 經(jīng)聚酰胺純化后純度提高了18.73%，說明經(jīng)大孔樹脂洗脫的低聚原花青素再經(jīng)聚酰胺二次純化，可有效提高紅樹莓籽低聚原花青素純度。

2.4 體外胃腸消化模擬對原花青素釋放量影響分析

2.4.1 模擬胃消化對原花青素釋放量影響分析體外模擬胃消化過程中原花青素釋放量變化情況如圖9 所示，消化0～2.0 h 內(nèi)，低聚原花青素釋放量顯著增加（P＜0.05），隨后趨于平緩；消化0～1.0 h 內(nèi)，高聚原花青素釋放量顯著增加（P＜0.05），隨之趨于平緩。 在胃消化條件下的低聚和高聚原花青素釋放量均高于不加胃蛋白酶的對照組， 說明在強(qiáng)酸性環(huán)境下， 胃蛋白酶促進(jìn)了原花青素的釋放， 是因?yàn)樵谳^低的pH 值下蛋白質(zhì)易被胃蛋白酶水解， 使得與蛋白質(zhì)結(jié)合的原花青素被釋放出來[18]。 原花青素釋放量大小依次為：低聚原花青素胃液消化組＞低聚原花青素對照組＞高聚原花青素胃液消化組＞高聚原花青素對照組。 因此，低聚原花青素比高聚原花青素在胃消化條件下更易被釋放，進(jìn)而被人體吸收。

2.4.2 模擬腸消化對原花青素釋放量影響分析體外模擬腸消化過程中原花青素釋放量變化情況如圖10 所示。消化0～2.5 h 內(nèi)，腸消化組和對照組的低聚和高聚原花青素釋放量均顯著升高 （P＜0.05），隨后趨于平穩(wěn)，差異不顯著（P＞0.05）。并且，兩對照組釋放量均低于兩消化組， 說明在腸消化環(huán)境中胰酶和膽汁可水解原花青素與細(xì)胞內(nèi)外蛋白質(zhì)或多糖形成的酯鍵， 進(jìn)而促進(jìn)原花青素的釋放[24]。 紅樹莓籽低聚原花青素釋放量遠(yuǎn)高于高聚原花青素， 說明在腸消化環(huán)境下低聚原花青素更易被釋放，進(jìn)而在人體內(nèi)發(fā)揮更高的生理活性。

圖9 模擬胃消化過程中原花青素釋放量的變化Fig.9 Changes in proanthocyanidins of red raspberry seeds during simulated gastric digestion

3 結(jié)論

HPD100 大孔樹脂將紅樹莓籽原花青素粗提物吸附飽和后， 通過不同體積分?jǐn)?shù)的乙醇對其梯度洗脫，實(shí)現(xiàn)了原花青素分級分離，最終確定40%乙醇洗脫得到低聚原花青素， 再經(jīng)60%乙醇洗脫得到高聚原花青素。通過動態(tài)吸附及解吸試驗(yàn)，確定聚酰胺層析樹脂對紅樹莓籽低聚原花青素二次純化的最適工藝參數(shù)為： 上樣液質(zhì)量濃度2 mg/mL、上樣流速1.5 mL/min、上樣液體積100 mL；解吸劑乙醇體積分?jǐn)?shù)70%、解吸流速1.5 mL/min、解吸劑體積150 mL。 此條件下低聚原花青素純度由52.36%提高到71.09%，說明聚酰胺二次純化紅樹莓籽低聚原花青素可達(dá)到較好的純化目的。

模擬胃消化0～2.5 h 和腸消化0～3.0 h， 低聚和高聚原花青素釋放量逐漸升高至14.23，5.02 mg/g 和27.79，12.62 mg/g，表明胃蛋白酶、胰酶和膽汁可促進(jìn)低聚及高聚原花青素的釋放。 低聚原花青素在消化中釋放量均遠(yuǎn)高于高聚原花青素，說明低聚原花青素更利于釋放， 便于進(jìn)一步在人體內(nèi)實(shí)現(xiàn)生理活性。

圖10 模擬腸消化過程中原花青素釋放量的變化Fig.10 Changes in proanthocyanidins of red raspberry seeds during simulated intestinal digestion