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        鯉浮腫病毒和錦鯉皰疹病毒三重PCR檢測方法的建立及初步應(yīng)用

        2019-04-03 07:37:54張文徐立蒲呂曉楠王小亮王靜波曹歡
        質(zhì)量安全與檢驗檢測 2019年1期
        關(guān)鍵詞:皰疹病毒錦鯉條帶

        張文 徐立蒲 呂曉楠 王小亮 王 姝 王靜波 曹歡

        (北京市水產(chǎn)技術(shù)推廣站 北京 100176)

        1 前言

        錦鯉(Cyprinus Carpio Var Koi)是我國主要觀賞魚養(yǎng)殖品種之一,在觀賞魚國際貿(mào)易中占較大比重,具有重要的經(jīng)濟價值[1-3]。隨著我國錦鯉養(yǎng)殖規(guī)模的不斷擴大,疫病的頻繁出現(xiàn)也制約了觀賞魚養(yǎng)殖產(chǎn)業(yè)的健康發(fā)展。錦鯉對多種病原易感,據(jù)研究可引起錦鯉大面積死亡的主要病原是鯉浮腫病毒(Carp Edema Virus,CEV)和錦鯉皰疹病毒(Kio Herpes Virus,KHV)[4]。CEV是大小約為200nm×400nm的雙鏈DNA,屬痘病毒[5]。KHV是直徑167~200 nm的雙鏈DNA,屬皰疹病毒[6,7]。這2種病毒引起的癥狀極其相似,包括爛鰓、眼球凹陷等,死亡率高達(dá)80%~100%[8,9]。因此,當(dāng)養(yǎng)殖錦鯉出現(xiàn)爛鰓、凹眼等癥狀,并有較高死亡率時,根據(jù)現(xiàn)場調(diào)查癥狀和流行特點很難區(qū)分這2種病毒病,還需盡快進(jìn)行實驗室檢測。分子生物學(xué)方法是實驗室最常用的檢測CEV和KHV 的方法。對于CEV,Oyamatsu等[10]建立了nest-PCR方法,該方法適合于錦鯉的檢測[11]。對于KHV、PCR檢測方法是世界動物衛(wèi)生組織(OIE)水生動物疾病診斷手冊上優(yōu)先推薦的方法。目前,實驗室通常采用SC/T 7212.1—2011《鯉皰疹病毒檢測方法第1部分:錦鯉皰疹病毒》行業(yè)標(biāo)準(zhǔn)同時擴增TK基因和 Sph基因來檢測該病毒[12,13]。

        鑒于CEV和KHV引起的發(fā)病錦鯉癥狀極其相似,針對同一臨床樣品需要分別檢測CEV和KHV這2種病原,為提高實驗室檢測效率,盡快確診病原,本研究建立了可同時檢測錦鯉樣品中CEV和KHV的三重PCR檢測方法,為鯉浮腫病毒病(CEVD)和錦鯉皰疹病毒?。↘HVD)這2種常見魚類疫病的快速診斷及有效防控提供必要的技術(shù)支持。

        2 材料與方法

        2.1 材料

        2.1.1 毒株

        CEV、KHV、金魚造血器官壞死病毒(Goldfish Haematopoietic Necrosis Virus,GFHNV)、 流行性造血器官壞死病毒(Epizootic Haematopoietic Necrosis Virus,EHNV)、蛙虹彩病毒(Bohle Iridovirus Virus,BIV)、斑點叉尾鮰病毒 (Channel Catfish Virus,CCV)(由北京市水產(chǎn)技術(shù)推廣站鑒定保存)、白斑綜合征病毒 (White Spot Syndrome Virus,WSSV)、蝦肝腸胞蟲 (Enterocytozoon Hepato Penaei,EHP)(購自中國水產(chǎn)科學(xué)研究院黃海水產(chǎn)研究所)。

        2.1.2 主要試劑與儀器

        DNA抽提試劑盒(QIAGEN公司);DNA擴增試劑盒(北京百泰克生物技術(shù)有限公司);梯度PCR儀(Life Technologies公司)。

        2.2 方法

        2.2.1 引物的選擇與合成

        根據(jù)Oyamatsu等建立的nest-PCR方法和錦鯉皰疹病毒行業(yè)標(biāo)準(zhǔn)SC/T 7212.1—2011《鯉皰疹病毒檢測方法 第1部分:錦鯉皰疹病毒》公布的方法,選擇擴增CEV P4a基因548 bp片段、KHV TK基因409 bp片段和KHV Sph基因292 bp片段的3對特異性引物,引物序列見表1,由北京六合華大基因科技有限公司合成。

        表1 引物序列

        2.2.2 標(biāo)準(zhǔn)品的制備

        參照DNA抽提試劑盒說明書,提取鯉浮腫病毒和錦鯉皰疹病毒的DNA,送至北京天成新脈生物技術(shù)有限公司,合成CEV P4a基因序列(548 bp),克隆到pEASY-T1載體。合成KHV TK基因序列(409 bp)和 KHV Sph 基因序列(292 bp),克隆到PUC57-Kan載體上,構(gòu)建CEV-P4a、KHV-TK和KHV-Sph標(biāo)準(zhǔn)質(zhì)粒,根據(jù)質(zhì)粒濃度計算拷貝數(shù)。

        2.2.3 三重PCR退火溫度及引物濃度優(yōu)化

        參照DNA擴增試劑盒說明書,單重PCR擴增反應(yīng)的反應(yīng)體系見表2,反應(yīng)程序為:95℃預(yù)變性4 min,95℃變性 1 min, 適宜溫度退火 1 min,72℃延伸1 min,35個循環(huán)后72℃延伸10 min。

        表2 單重PCR反應(yīng)體系

        在單重PCR反應(yīng)條件基礎(chǔ)上,分別加入質(zhì)粒CEV-P4a、KHV-TK和KHV-Sph各2.5μL作為模板,退火溫度設(shè)置為 43℃、45℃、47℃、49℃、51℃、53℃、55℃、57℃、59℃、61℃、63℃、65℃進(jìn)行三重 PCR 擴增,根據(jù)條帶強弱確定最佳退火溫度。在此基礎(chǔ)上,設(shè) 置 每 對 引 物 終 濃 度 為 0.1 μmol/L、0.2 μmol/L、0.3 μmol/L、0.4 μmol/L、0.5 μmol/L、0.6 μmol/L 6 個梯度,組合后分別進(jìn)行三重PCR擴增,根據(jù)條帶強弱、有無雜帶確定最佳引物終濃度。

        2.2.4 敏感性試驗

        對質(zhì)粒 CEV P4a、KHV TK和KHV Sph分別進(jìn)行10倍系列稀釋,按照2.2.3所述的方法進(jìn)行單重和三重PCR擴增,驗證檢測方法的敏感性。

        2.2.5 特異性試驗

        分別以質(zhì)粒 CEV-P4a、KHV-TK和 KHV-Sph作為模板,同時加入3對特異性引物,按照優(yōu)化好的反應(yīng)條件進(jìn)行三重單檢PCR擴增,驗證引物間是否存在交叉反應(yīng)。同時采用建立的方法,對GFHNV、EHNV、CCV等DNA病毒進(jìn)行特異性驗證。

        2.2.6 臨床樣品檢測應(yīng)用

        采用本研究建立的三重PCR方法,檢測本實驗室鑒定保存的20份樣品,評價該方法的可靠性。

        3 結(jié)果

        3.1 反應(yīng)條件的優(yōu)化

        通過設(shè)置不同退火溫度進(jìn)行三重PCR擴增,可知退火溫度為53℃,目的條帶最清晰且背景干凈,見圖1。設(shè)置不同引物終濃度進(jìn)行三重PCR擴增,結(jié)果顯示,當(dāng)引物終濃度均為0.3 μmol/L時,目的條帶最明顯。因此,優(yōu)化好的反應(yīng)體系為:2×Master Mix 25 μL,3 對特異性引物終濃度 0.3 μmol/L,模板2.5μL,補水至50μL。反應(yīng)程序為:95℃預(yù)變性4 min,95℃變性1min,53℃退火 1min,72℃延伸 1min,35 個循環(huán)后72℃延伸10 min。

        圖1 不同退火溫度的擴增結(jié)果

        3.2 敏感性試驗結(jié)果

        以10倍系列稀釋的質(zhì)粒CEV-P4a、KHV-TK和KHV-Sph作為模板,分別進(jìn)行單重PCR檢測,結(jié)果顯示 3種質(zhì)粒的檢測限分別為 300 copies/μL、30 copies/μL、30 copies/μL,見圖 2;進(jìn)行三重 PCR 檢測,結(jié)果顯示3種質(zhì)粒的檢測限均為300 copies/μL,與單重PCR相比,KHV敏感性有所下降,見圖3。

        3.3 特異性試驗結(jié)果

        圖2 單重PCR敏感性試驗

        圖3 三重PCR敏感性試驗

        當(dāng)反應(yīng)體系中只加入CEV P4a、KHV TK和 KHV Sph中任意2種質(zhì)粒作為模板,采用本研究建立的方法進(jìn)行PCR擴增時,結(jié)果僅得到相應(yīng)模板的目的條帶,表明引物間沒有交叉反應(yīng),見圖4。以GFHNV、EHNV、CCV等多種DNA病毒核酸作為模板進(jìn)行三重PCR擴增,結(jié)果均沒有目的條帶,見圖5。

        3.4 臨床樣品檢測結(jié)果

        圖4 任意2種質(zhì)粒作為模板三重PCR擴增

        圖5 特異性試驗

        采用本研究建立的三重PCR法,對實驗室鑒定保藏的20份錦鯉樣品進(jìn)行檢測,驗證方法的可靠性。其中有13份樣品經(jīng)英國環(huán)境、漁業(yè)和水產(chǎn)養(yǎng)殖科學(xué)中心(CEFAS)建立的熒光PCR鑒定為CEV陽性,7份樣品經(jīng)SC/T 7212.1—2011《鯉皰疹病毒檢測方法 第1部分:錦鯉皰疹病毒》行業(yè)標(biāo)準(zhǔn)鑒定為KHV陽性。三重PCR擴增結(jié)果顯示,13份CEV陽性樣品中,只有4份有548 bp目的條帶,參考日本學(xué)者Oyamatsu等建立的nest-PCR方法,采用該方法中的套式引物對其余9份樣品進(jìn)行套式擴增,結(jié)果均有180 bp目的條帶。雖然這9份樣品經(jīng)三重PCR擴增沒有548 bp目的條帶,但經(jīng)套式PCR可擴增出180 bp條帶,說明第一步可以擴增出微量的PCR產(chǎn)物,或產(chǎn)生了錯誤片段。7份KHV陽性樣品均能夠同時擴增出409 bp和292 bp 2條目的條帶,結(jié)果見表3。

        表3 臨床樣品檢測結(jié)果

        (續(xù)表3)

        4 討論

        KHVD是OIE必須申報的國家二類動物疫病,自2002年在我國大陸進(jìn)口的錦鯉中發(fā)現(xiàn)KHV至今,我國多地鯉(Cyprinus Carpio Linnaeus)及錦鯉養(yǎng)殖場均有KHV感染的報道,給我國鯉及錦鯉養(yǎng)殖業(yè)造成了嚴(yán)重的經(jīng)濟損失[14]。CEVD是2016年在我國首次被確診的可感染鯉和錦鯉臨床癥狀與KHVD極其相似的魚類病毒病[15-17],死亡率在80%以上,已在我國多地爆發(fā)流行[18],同樣制約了鯉及錦鯉養(yǎng)殖產(chǎn)業(yè)的發(fā)展。目前,針對CEVD和KHVD尚沒有有效的治療措施,提高檢測效率,盡早確診病原,為疫病防控提供必要依據(jù)則具有重要意義。目前,還沒有篩選到能夠穩(wěn)定易感CEV的敏感細(xì)胞系,主要依靠PCR方法檢測CEV。有研究表明,Oyamatsu等和英國CEFAS建立的套式PCR都存在漏檢現(xiàn)象[19,20],其中,Oyamatsu 建立的方法適用于錦鯉的檢測,而檢測鯉時有漏檢情況。英國CEFAS建立的實時熒光定量PCR是目前最適用于檢測CEV的方法,更適用于CEV的常規(guī)監(jiān)測。但是熒光PCR的擴增產(chǎn)物長度只有76 bp,測序后無法通過序列比對進(jìn)行相似性和同源性分析,導(dǎo)致相關(guān)數(shù)據(jù)缺失,且一般普通實驗室不具備該設(shè)備。針對KHV的敏感細(xì)胞系已有大量報道,但通常需要傳代3~5次,每次培養(yǎng)時間約為2周,分離培養(yǎng)時間較長,且首次分離成功的很少,故普通PCR檢測方法依然是診斷KHV首選。綜合考慮上述因素,本研究建立了針對錦鯉樣品可同時檢測CEV和KHV的三重PCR檢測方法。

        目前,PCR技術(shù)因快速、靈敏、特異等特點早已被廣泛應(yīng)用。多重PCR是在單重PCR基礎(chǔ)上,在同一反應(yīng)體系中,同時加入多對特異性引物,擴增多個目的基因的技術(shù)手段[21-23]。在實際檢測工作中,當(dāng)樣品量非常大時,與單重PCR相比,多重PCR高效、簡便等特點則具有明顯優(yōu)勢。但多重PCR對擴增條件、引物序列、擴增產(chǎn)物大小等要求較高[24],需要對反應(yīng)條件、引物濃度等進(jìn)行優(yōu)化,以提高反應(yīng)的擴增效率。

        本研究選擇擴增CEV P4a基因548 bp、擴增KHV TK基因409bp及擴增KHV Sph基因292bp的3對特異性引物,通過優(yōu)化退火溫度和引物濃度,初步建立了鯉浮腫病毒和錦鯉皰疹病毒三重PCR檢測方法。敏感性試驗結(jié)果顯示,KHV敏感性有所下降,推測引物間的相互競爭可能是導(dǎo)致三重PCR敏感性有所下降重要原因。與實驗室普通單重PCR檢測方法相比,該方法大大縮短了檢測時間,提高了檢測效率,實現(xiàn)了一管多檢;擴增產(chǎn)物可直接測序,可進(jìn)行序列相似性和同源性分析;有較高的敏感性,檢測限為300 copies/μL;有良好的特異性,引物間不發(fā)生交叉反應(yīng),以其他魚類DNA病毒作為模板進(jìn)行擴增,沒有目的條帶。

        臨床樣品檢測結(jié)果表明,采用本研究建立的三重PCR方法檢測KHV,結(jié)果與實驗室常規(guī)方法檢測結(jié)果一致。檢測CEV時,只有4份樣品擴增出目的條帶,參考日本學(xué)者Oyamatsu等建立的nest-PCR方法對其余樣品的擴增產(chǎn)物進(jìn)行套式擴增,有9份樣品可獲得180 bp目的條帶,證明有13份CEV陽性樣品,與實驗室采用熒光定量PCR檢測方法結(jié)果一致。分析原因,擴增548 bp的引物序列在對病毒含量很低的樣品進(jìn)行擴增時只產(chǎn)生了微量的PCR產(chǎn)物,或易產(chǎn)生錯誤片段,需進(jìn)一步進(jìn)行套式擴增。

        綜上所述,本研究通過對CEV和KHV三重PCR檢測方法的初步建立,明確了反應(yīng)體系和反應(yīng)程序,適用于檢測病毒含量較高或發(fā)病狀況下的錦鯉樣品,針對病毒含量較低的樣品,彌補套式PCR的缺陷。與熒光PCR相比,擴增產(chǎn)物可直接測序進(jìn)行序列分析。該方法在引物序列方面還需改進(jìn),需要在以后的工作中積累大量的陽性樣品以及序列信息,力求找到更加保守的序列和更通用的引物。本研究的建立為CEV和KHV檢測方法的研究提供了重要依據(jù),為更好地檢測這2種常見魚類疫病奠定了一定的基礎(chǔ)。

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