楊夢麗 高茜茜 劉苑秋 胡冬南 李佳俊 張志堅 鄒貴武 黃國賢

（江西農(nóng)業(yè)大學林學院森林培育重點實驗室，南昌 330045）

晚松（Pinus serotina），松科松屬，常綠喬木，原產(chǎn)于美國東南沿海平原、丘陵和低山區(qū)［1-2］，是一種具有適應性強、耐干旱、耐貧瘠、生長快、熱值高、耐平茬、輪伐期短等特點的速生樹種。國內(nèi)最早于上世紀60年代引進晚松，并進行規(guī)模化培育。至今，北至山東，南至浙江廣東等地均有栽植，可見，晚松能夠在中國大范圍的引種栽植。由于晚松的熱值高、生物量大，具有能源樹種的優(yōu)良特點，使得晚松發(fā)展成薪炭林的巨大潛力。但由于晚松球果常年宿存，種鱗不開裂，導致種子獲取困難，制約了晚松種子繁殖，因此無性繁殖手段成為解決這一問題的重要途徑。

目前，針對松科樹種的繁殖技術有植物組織培養(yǎng)、扦插、嫁接等，由于植物組織培養(yǎng)繁殖速度快，繁殖系數(shù)大，且能夠保持母本的優(yōu)良性狀，可以一年四季進行工廠化規(guī)模生產(chǎn)，因此成為晚松無性繁殖最佳選擇。國內(nèi)對晚松的組織培養(yǎng)研究開始于20世紀90年代末，1997年闕國寧等［2］以晚松的種胚為外植體，建立組織培養(yǎng)體系，研究發(fā)現(xiàn)：中鹽度的培養(yǎng)基、3.0-5.0 mg/L的BAP較適合愈傷組織和不定芽的誘導和分化，活性炭對不定芽的分化和生長有一定的促進作用，將芽接種于添加NAA的中鹽度的培養(yǎng)基上，10-15 d即可從愈傷組織長出3-5條根，移栽的成活率達95%；2002年張守英等［3］以晚松的種胚為外植體，進行懸浮細胞系的建立和原生質(zhì)體的分離，在MS培養(yǎng)基+0.2 mg/L KT+2.5 mg/L 2，4-D的光培養(yǎng)條件下成功誘導出愈傷組織，建立了其懸浮細胞體系，并成功進行了原生質(zhì)體的分離。到目前為止，國內(nèi)關于晚松組織培養(yǎng)的研究報道僅有這兩篇，且均以種胚為外植體。因此有必要在前人研究的基礎上重點選擇其他的材料進行晚松的組織培養(yǎng)，如新梢、種子頂芽等。范岳慧［4］對彰武松進行初步研究中采用的是封頂芽和新梢為外植體，研究了可行性的組培技術；朱麗華［5］以帶子葉頂芽為外植體誘導叢生芽建立了濕地松組織培養(yǎng)的再生體系；暴甜等［6］以毛梾一年生實生苗的新梢為外植體成功得建立了組培體系；孫小兵［7］研究板栗的組培體系時發(fā)現(xiàn)，外植體的最佳取材時間是新梢的旺盛生長期到半木質(zhì)化期；唐婷婷［8］研究馬尾松優(yōu)良種源的組培技術中采用種子萌發(fā)的頂芽為外植體，進行了組培的一系列研究；王喆［9］對引鳥花楸不同外植體進行組培繁殖的研究中表明，分化率最好的是頂芽，其次是腋芽、嫩枝和葉片；張娜［10］以毛梾幼嫩莖段作為外植體，研究滅菌方法、培養(yǎng)基、植物生長調(diào)節(jié)劑等對腋芽誘導的影響發(fā)現(xiàn)，MS培養(yǎng)基添加0.5-1.0 mg/L 6-BA、0.1 mg/L NAA與0.1 mg/L IBA時，腋芽誘導率最高，分別達85.5%和84.4%；胡燕梅［11］以藍莓南高叢品種‘南大’為外植體，研究表明藍莓‘南大’莖段的最佳消毒方式為75%酒精消毒120 s+0.1% HgCl2消毒10 min。而本研究在對晚松的外植體消毒所采用的是75%酒精和0.1%HgCl2聯(lián)合使用，腋芽誘導所采用的激素為6-BA和NAA。

晚松具有萌發(fā)時間長，生長快，取材方便，數(shù)量多，春季新萌發(fā)的新梢分化能力強等優(yōu)點。但其種子的數(shù)量有限，因此選取了少量的種子萌發(fā)后的頂芽為材料進行腋芽誘導。研究利用春梢和種子萌發(fā)后的頂芽進行組織培養(yǎng)，建立晚松離體培養(yǎng)體系。

1 材料與方法

1.1 材料

試驗地概況：在江西農(nóng)業(yè)大學科技園，位于江西省南昌市梅嶺腳下，屬亞熱帶季風氣候，熱量豐富，雨水充沛，光照充足；年降雨量1 600-1 700 mm，降水日為147-157 d，年平均暴雨日5.6 d，年平均氣溫17.0℃-17.7℃，極端歷史最高氣溫40.9℃，極端歷史最低氣溫-15.2℃；年日照時間1723-1820 h，日照率為40%，7、8月最多，2、3月最少，年平均相對濕度為78.5%，為植物的生長提供了有利的氣象條件。

莖段來源：2016年5月，在陽光充足的中午采集一年生晚松新萌發(fā)的無次生葉的莖段，放于自封袋中帶回江西農(nóng)業(yè)大學組培實驗室進行相應處理，每次試驗取樣40個左右，隨采隨用。

種子來源：供試種子為江西泰和十年生母樹上多年宿存的球果，于60℃烘箱中烘干24 h，種鱗開裂后，取出種子于4℃冷藏備用，每次預處理前準備240粒種子。

1.2 方法

1.2.1 外植體預處理 春梢處理：每次采樣約2個處理，即40個樣，將剛采的新梢放在適量濃度的洗潔精水中浸泡30 min后，用流水沖洗30 min，放在超凈工作臺上備用。種子處理：每次選取完整、飽滿、大小均勻的種子240粒左右，3個處理，用0.1%高錳酸鉀浸泡12 h，流水沖洗1 h，放在超凈工作臺上備用。

1.2.2 無菌體系的建立 春梢：選擇長勢良好次生葉未萌發(fā)的新梢，帶回實驗室，除去針葉，基部留2-3 mm，將新梢分為上、中、下3個部位，長1-2 cm，先放在適當濃度的洗潔精水中浸泡30 min，然后在流水沖洗30 min，最后在超凈工作臺上備用。

消毒試驗采用的雙因素三水平的試驗設計，因素A為春季新梢的上中下3個部位；因素B為用0.1%的升汞消毒的時間（4 min、7 min、10 min）。新梢先用75%的酒精消毒30 s，無菌水沖洗3次，然后用0.1%的升汞消毒，無菌水沖洗4-5次，用濾紙吸干外植體表面的水分，最后接種于已滅菌的MS培養(yǎng)基 + 3.0 mg/L 6-BA + 1.0 mg/L NAA，共9種處理，每種處理30瓶，重復3次，4周后統(tǒng)計其污染率并觀察其生長狀況，方差分析篩選出春季新梢的最佳消毒時間和部位。

種子：種子無菌體系的建立采用單因素的試驗設計。在超凈工作臺上將種子先用75% 的酒精處理30 s，無菌水沖洗3次，然后用0.1%的升汞處理（3 min、4 min、5 min），無菌水沖洗4-6次，濾紙吸干種子表面的水分，接種于已滅菌的無任何激素添加的MS基本培養(yǎng)基，每個培養(yǎng)瓶中接種5粒種子，不易過分密集，以免感染相互影響，共3種處理，每種處理15瓶，重復3次，4周之后統(tǒng)計污染率，方差分析選出種子消毒所需要的最佳時間。

1.2.3 春梢莖段腋芽誘導基本培養(yǎng)基的選擇 無菌苗除去芽下端少量的愈傷組織，在超凈工作臺上分別接種于適合松類組培的3種基本培養(yǎng)基：MS、GD、DCR，每個處理接種20瓶，重復3次，3周后統(tǒng)計芽的分化系數(shù)和誘導率，并觀察芽的生長狀態(tài)，篩選出適合春梢莖段無菌苗腋芽誘導的最佳基本培養(yǎng)基。

1.2.4 春梢莖段腋芽誘導激素濃度的選擇 將莖段無菌苗轉移到添加不同濃度的NAA與6-BA的培養(yǎng)基上，采用雙因素試驗設計，具體的試驗設計如表1所示，6-BA為4個水平，分別為1.0 mg/L、2.0 mg/L、2.5 mg/L、4.0 mg/L，NAA為3個水平，分別為0 mg/L、0.1 mg/L、0.2 mg/L，共12種處理，每個處理接種20瓶，重復3次，4周后觀察芽的分化系數(shù)，選出最適合腋芽誘導的激素濃度組合。

1.2.5 種子頂芽腋芽的誘導基本培養(yǎng)基及激素的選擇 對種子頂芽腋芽誘導基本培養(yǎng)基及激素的選擇采用的L9（34）正交試驗設計（表2）。選擇松類植物組培常用的MS、GD、DCR作為基本培養(yǎng)基，然后添加不同激素進行腋芽的誘導，每種處理30瓶，4周后觀察芽的分化系數(shù)和誘導率，并觀察芽的生長質(zhì)量，有無褐化，死亡等現(xiàn)象，篩選出誘導種子頂芽腋芽生長的最佳培養(yǎng)基和激素濃度。

表1 不同濃度的6-BA和NAA的試驗組合

表2 種子頂芽腋芽誘導L9（34）正交試驗設計

1.2.6 培養(yǎng)條件 上述所有培養(yǎng)基均添加30 g/L蔗糖和7 g/L瓊脂粉，pH 5.8-6.2，培養(yǎng)間的溫度為23±3℃，濕度在55%左右，光照時間為12 h/d，光照強度1 500-2 000 Lx。

1.2.7 數(shù)據(jù)處理 數(shù)據(jù)是使用Excel2003和SPSS17.0軟件進行分析，使用Origin8.1進行圖形繪制。百分比的數(shù)據(jù)用反正弦變化后進行方差分析，將分析得到的有關于污染率的數(shù)據(jù)再轉換為百分比。

污染率（%）=污染的瓶數(shù)（包括死亡）/接種總數(shù)×100%

誘導率（%）=（誘導出芽的瓶數(shù)/接種的總數(shù)）×100%

分化系數(shù)=分化后芽的個數(shù)/接種總數(shù)

2 結果

2.1 升汞消毒時間對春梢無菌體系建立的影響

將春梢莖段的上、中、下三個部位經(jīng)過0.1%升汞不同時間的消毒后分別接種于MS培養(yǎng)基+3.0 mg/L 6-BA + 1.0 mg/L NAA培養(yǎng)基上，4周后統(tǒng)計污染率并進行多重比較，結果如表3和圖1所示。升汞的消毒時間對春季莖段的污染率有顯著差異，而春季莖段的不同部位對污染率的影響不顯著，但二者的交互作用顯著。將不同莖段和不同時間的9個處理進行多重比較可知，春季上部莖段消毒7 min與春季中部莖段消毒10 min、春季下部莖段消毒7 min均存在顯著差異。且處理組合中污染率最低的是春季中部莖段消毒10 min，污染率僅為0.8%。

對于春季上、中、下3個部位的莖段，春季中部莖段的消毒效果最好，污染率的均值都最低為6.12%，下部莖段最差，污染率達16.5%，是上部和中部污染率的2倍多。對于上部莖段，污染率隨著消毒時間的增長而增高，但是它們之間并無顯著差異；對于中部莖段，在消毒4 min與消毒10 min時存在顯著差異，隨著消毒時間的增加，污染率呈降低的趨勢，在消毒10 min時，污染率僅為0.8%；對于下部莖段，消毒時間之間無顯著差異，且污染率隨著消毒時間的增加先升高后降低，在10 min時污染率最低為3.0%。因此選擇春季莖段中部在消毒10 min后進行離體培養(yǎng)最為合適。

表3 升汞消毒時間和春季不同莖段部位對莖段污染率的方差分析（α=0.05）

圖1 春季不同莖段部位和不同消毒時間的組合處理的多重比較

2.2 消毒時間對種子污染率的影響

將種子接種于已滅菌的無任何添加的MS培養(yǎng)基上，4周之后統(tǒng)計污染率，結果如圖2-A所示。種子接種2周內(nèi)幾乎無污染，子葉逐漸長出，4周之后子葉完全突破種皮，種皮逐漸脫落（圖2-B）。0.1%升汞的消毒時間對種子污染率有顯著的影響（P=0.011）；隨著消毒時間的增加，污染率呈現(xiàn)先降低后升高的趨勢；消毒時間4 min與消毒時間3 min、5 min均存在顯著差異；且消毒時間為4 min時，污染率最低為2.4%；所以種子用0.1%升汞消毒的最佳時間為4 min。

圖2 升汞消毒時間對種子污染率的影響（A）及種子萌發(fā)的頂芽（B）

2.3 莖段腋芽誘導基本培養(yǎng)基的選擇

將無污染的莖段接種于不同培養(yǎng)基上進行腋芽的誘導，培養(yǎng)3周后，統(tǒng)計分化系數(shù)和誘導率進行方差分析，接種1周之后，春梢莖段基部愈傷組織較多，腋芽逐漸長出，但是并不是所有的春梢莖段腋芽均有長出，在接種前已有腋芽的腋芽逐漸變大（圖 3-B）。

由表4和圖3-A可知：不同培養(yǎng)基對晚松莖段腋芽分化系數(shù)和誘導率均存在顯著差異。對于腋芽分化系數(shù)和誘導率，MS基本培養(yǎng)基與GD和DCR培養(yǎng)基均存在顯著差異，且在MS培養(yǎng)基上腋芽的分化系數(shù)和誘導率均最高，分別為2.10和77.8%。在MS基本培養(yǎng)基上腋芽的分化系數(shù)是GD基本培養(yǎng)基的1.4倍；對于腋芽的誘導率，MS培養(yǎng)基的誘導率比DCR高21.8%。培養(yǎng)基對莖段腋芽誘導大小的排列順序為：MS＞GD＞DCR；培養(yǎng)基對于腋芽分化系數(shù)高低的排列順序為：MS＞DCR＞GD。綜上，莖段腋芽誘導和分化最佳的培養(yǎng)基為MS培養(yǎng)基。

表4 培養(yǎng)基的類型對芽分化系數(shù)和誘導的方差分析及多重比較（α=0.05）

圖3 培養(yǎng)基類型對腋芽誘導率和分化系數(shù)的影響（A）及春梢莖段誘導腋芽（B）

2.4 激素濃度組合對腋芽誘導的影響

培養(yǎng)4周之后統(tǒng)計芽的分化系數(shù)，方差分析的結果如表5所示：6-BA和NAA不同濃度的組合對腋芽的分化存在極顯著差異（P＜0.01），二者的交互作用也存在顯著差異。根據(jù)F值的大小，對莖段腋芽誘導影響大小的順序依次為：6-BA濃度＞NAA濃度＞6-BA濃度*NAA濃度。因此，對于腋芽的誘導起主要作用的是6-BA，其次是NAA。

表5 6-BA和NAA不同濃度之間的組合對芽分化系數(shù)影響的方差分析

圖4為6-BA和NAA組合對腋芽分化系數(shù)的多重比較。組合依次為1、2、3、4、5、6、7、8、9、10、11和12。處理6與處理1和處理9存在顯著差異；處理9的腋芽分化系數(shù)最大，是2.27。當6-BA為2.5 mg/L時，腋芽的分化系數(shù)均值最高為1.79；當NAA為0.2 mg/L時，腋芽的分化系數(shù)最高均值為1.89。當6-BA濃度在1.0-4.0 mg/L時，腋芽分化系數(shù)最高均是NAA濃度為0.2 mg/L，分別為1.67、1.93、2.27和1.7。當NAA為0.0mg/L時，6-BA濃度中的1.0 mg/L與2.0 mg/L、2.5 mg/L、4.0 mg/L存在顯著差異，且當6-BA為2.0 mg/L時，腋芽的分化系數(shù)最高，為1.8；當NAA為0.1 mg/L時，6-BA濃度中的1.0 mg/L與2.5 mg/L存在顯著差異，且當6-BA為2.5 mg/L時，腋芽的分化系數(shù)最高為1.9；當NAA為0.2 mg/L時，6-BA 濃度中的2.0 mg/L與2.5 mg/L存在顯著差異，當6-BA為2.5 mg/L時，腋芽的分化系數(shù)最高為2.27。綜上可知：最適合腋芽誘導的激素組合為：2.5 mg/L 6-BA + 0.2 mg/L NAA。在這個階段，腋芽的生長狀態(tài)較在基本培養(yǎng)基中生長良好，腋芽的數(shù)量和質(zhì)量較好（圖4-B）。

2.5 種子頂芽腋芽的誘導

將種子萌發(fā)后，截取頂芽，接種于不同培養(yǎng)基類型、不同激素濃度組合的培養(yǎng)基上培養(yǎng)4 d后統(tǒng)計分化系數(shù)，并進行極差分析和方差分析，結果如表6和表7。接種前2周，頂芽逐漸健壯，基部膨大有愈傷組織，在頂芽與莖之間會有腋芽產(chǎn)生，或者在頂芽的上段逐漸會抽出長的新芽（圖5），培養(yǎng)基的類型、6-BA的濃度和NAA的濃度對種子頂芽的分化系數(shù)差異均不顯著。根據(jù)極差R值的大小可知：對種子頂芽分化系數(shù)影響最大的是6-BA，其次是培養(yǎng)基的類型，效果最差的是NAA；當6-BA為1.0 mg/L時，誘導芽分化的效果最佳是2.6，隨著6-BA濃度的升高，芽的分化系數(shù)逐漸降低，且出芽率低；MS培養(yǎng)基誘導芽分化的效果最佳，分化系數(shù)為1.7，其次為DCR培養(yǎng)基，最差的是GD培養(yǎng)基；當NAA為0.7 mg/L時，芽的分化效果最好為2.3，隨著NAA濃度的增加，芽的分化系數(shù)逐漸增大。綜上可知：誘導種子頂芽分化最適合的培養(yǎng)基組合為A1B3C1，即MS培養(yǎng)基+0.7 mg/L NAA + 1.0 mg/L 6-BA。

圖4 6-BA和NAA組合對腋芽分化系數(shù)的多重比較（A）及春梢莖段腋芽誘導的狀態(tài)（B）

表6 不同培養(yǎng)類型、6-BA和NAA對腋芽分化系數(shù)的極差分析

表7 不同培養(yǎng)類型、6-BA和NAA對腋芽分化系數(shù)的方差分析

圖5 種子頂芽誘導腋芽的不同狀態(tài)

3 討論

植物組織培養(yǎng)第一步，無菌體系的建立，通常使用的消毒劑有：0.01%-1%升汞、2%-5%次氯酸鈉、70%-75%酒精等。不同的植物在自然生長的條件下，自身所攜帶的菌有所不同，所采用的消毒劑和消毒時間的選擇很重要［12］。消毒劑殺死微生物的同時也會對外植體產(chǎn)生一定的傷害，因此，使用時應當考慮消毒劑的濃度與殺毒的時間。對于松科樹種的莖段消毒中，最常用的消毒劑0.1%升汞消毒6-10 min［13］。升汞作為最常用的消毒劑，殺菌能力最強，一般濃度控制在0.01%-1%。2006年方麗娟［14］對濕地松莖段進行消毒采用的方法是：75%的酒精浸泡10-15 s，0.1%升汞消毒4 min。2010年何月秋［15］對濕地松莖段消毒采用酒精先浸泡30 s，然后升汞滅菌10 min。2010年常金財［16］以2年生的濕加松的莖尖為外植體進行組織培養(yǎng)體系的建立，最佳消毒處理是70%消毒10 s+0.1%升汞消毒6.5 min。吳麗君［17］建立濕地松和火炬松離體培養(yǎng)再生技術時候，選用的75%的酒精和0.1%升汞或者是次氯酸鈉進行消毒；因此，本試驗階段消毒所選用的消毒劑為75%酒精和0.1%升汞相結合。2017年Huang［18］以北美秋海棠為材料，進行脫菌優(yōu)化試驗，在MS培養(yǎng)基中添加250 mg/L羧芐青霉素和50 mg/L卡那霉素，效果最好。在后期的試驗中可以借鑒此方法對莖段進行內(nèi)生菌和外生菌的消毒。本試驗對春季莖段進行消毒以篩選晚松春季最佳部位及最佳消毒時間，其中最佳部位為中部莖段，消毒方案是酒精先消毒30 s，0.1%升汞消毒7 min，污染率最低，為0.8%。種子消毒采用的也是酒精和升汞結合，由于種子有保護組織且細胞分裂旺盛，所以消毒時間縮短到3-5 min，最佳的時間為4 min，污染率僅為2.4%。

基本培養(yǎng)基的類型和激素對植物組培體系的建立都起著關鍵作用。適合松類的組培有：DCR培養(yǎng)基、GD培養(yǎng)基和MS培養(yǎng)基，其中MS培養(yǎng)基是適合多種植物組培的最普遍的培養(yǎng)基之一。這3種培養(yǎng)基之間最大的區(qū)別在于大量元素中鹽分的含量不同，其中MS培養(yǎng)基中大量元素N、P的含量明顯高于GD和DCR培養(yǎng)基，有文獻表明，高鹽度的培養(yǎng)基對大多數(shù)松類器官的分化有毒害作用［2，14，19-20］，而2003年陳順偉［21］對11個樹種的耐鹽性研究發(fā)現(xiàn)：晚松的抗鹽性僅次于木荷和杜英；2006年程磊［22］以不同濃度的氯化鈉溶液對晚松盆栽苗進行脅迫試驗，測定分析質(zhì)膜透性，發(fā)現(xiàn)晚松針葉的質(zhì)膜系統(tǒng)能忍耐100 mmol/L以下的鹽脅迫；說明晚松的抗鹽能力較強，因此MS培養(yǎng)基是晚松的最佳培養(yǎng)基。

植物激素主要包括植物天然激素和人工合成激素，通過外源激素的添加來改變內(nèi)源激素的平衡進而定向調(diào)控植物的花、果實、根和葉的良好生長，主要有以下5類：細胞分裂素、生長素、赤霉素、脫落酸和乙烯；組培中調(diào)控外植體的愈傷、芽的誘導以及生根主要是通過添加生長素和分裂素，生長素主要促進細胞的伸長生長，種類有很多，例如，NAA（萘乙酸）、IAA（吲哚乙酸）等；分裂素主要促進細胞的分裂、誘導芽的形成和分化，主要包括6-BA（6-芐基氨基嘌呤）、ZT（玉米素）、KT（激動素）；二者之間的濃度比例與誘導外植體發(fā)芽或生根有著密切的聯(lián)系，生長素與分裂素比值高，有利于根的形成；比值低，則有利于芽的形成；比值適中有利于愈傷組織的形成。有關文獻報道，6-BA對莖段的腋芽誘導效果最好，與生長素中的NAA配合的效果也較好［23］，低濃度的6-BA及6-BA與NAA比值低都不利于誘導腋芽；NAA對芽的誘導有協(xié)同作用，當只用6-BA或高濃度的6-BA會導致植物脆化、矮化，無叢生芽的產(chǎn)生，但添加適量濃度 NAA，則有較好的誘導效果，也對芽的生長促進作用非常明顯［24-25］。2017 年 Li［26］研究香樟（Cinnamomum camphora）組織培養(yǎng)和快繁技術時，發(fā)現(xiàn)在MS培養(yǎng)基中添加2.0 mg/L 6-BA和0.2mg/L NAA 時，腋芽生長約為0.5-1.0 cm。2017年Yang［27］在研究紅冠桉（Corymbia ptychocarpa）組織培養(yǎng)時發(fā)現(xiàn)，經(jīng)過滅菌的帶腋芽的莖尖在添加 6-BA 和 NAA 的MS培養(yǎng)基中培養(yǎng)30 d，誘導率達93.3%。所以本研究在初期的試驗中選用 6-BA 和 NAA，這二種激素都可以高溫滅菌，結構穩(wěn)定，試驗表明對于春季莖段，隨著6-BA濃度的升高，芽的分化系數(shù)先升高后降低；同時隨著NAA濃度的升高，對芽的誘導有一定的促進作用；當6-BA為2.5 mg/L，NAA為0.2 mg/L時，春季莖段芽分化系數(shù)達2.27。對于種子頂芽，當6-BA濃度在1-3 mg/L時，芽的分化系數(shù)逐漸降低，NAA的添加促進芽分化，芽基部在7 d左右會產(chǎn)生愈傷組織，但是隨著NAA濃度的增加，芽的分化系數(shù)逐漸升高，適合種子頂芽分化的最佳培養(yǎng)基為MS +0.7 mg/L NAA + 1.0 mg/L 6-BA，分化系數(shù)為2.6。

4 結論

本實驗研究了晚松春季莖段、種子誘導腋芽的過程，成功地篩選最適合的培養(yǎng)基類型、激素的濃度。對于春梢莖段，0.1%的升汞消毒處理10 min的春梢中部莖段最佳，污染率最低，為0.8%，其腋芽誘導的最佳培養(yǎng)基和激素濃度為：MS + 2.5 mg/L 6-BA + 0.2 mg/L NAA。而對于種子，最佳消毒時間為4 min，污染率為2.4%，在含有0.7 mg/L NAA和 1.0 mg/L 6-BA的MS培養(yǎng)基中誘導效率最高。

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