王琴飛,汪 彪, 張如蓮 *, 應東山,王 明,李莉萍

(1.中國熱帶農(nóng)業(yè)科學院熱帶作物品種資源研究所/農(nóng)業(yè)部華南作物基因資源與種質(zhì)創(chuàng)制重點實驗室/農(nóng)業(yè)部熱帶作物種子種苗質(zhì)量監(jiān)督檢驗測試中心，海南 儋州 571737；2.海南大學儋州校區(qū) 應用科技學院，海南 儋州 571737)

H2O2誘導不同品種花生葉片中白藜蘆醇合成變化

王琴飛1,汪 彪2, 張如蓮1 *, 應東山1,王 明1,李莉萍1

(1.中國熱帶農(nóng)業(yè)科學院熱帶作物品種資源研究所/農(nóng)業(yè)部華南作物基因資源與種質(zhì)創(chuàng)制重點實驗室/農(nóng)業(yè)部熱帶作物種子種苗質(zhì)量監(jiān)督檢驗測試中心，海南 儋州 571737；2.海南大學儋州校區(qū) 應用科技學院，海南 儋州 571737)

花生葉片中白藜蘆醇含量較少或檢測不到，合理的誘導方式可以使花生植株中白藜蘆醇積累。實驗以花生幼苗葉片為材料，研究了H2O2誘導不同品種花生幼苗中白藜蘆醇合成差異，同時對花生種皮顏色、種子單粒重與其葉片中白藜蘆醇合成差異的相關性進行了探討。結(jié)果表明，H2O2能誘導不同品種的花生幼苗葉片中白藜蘆醇的顯著增加，并在24～36 h達到合成高峰；在考察的淺褐色、淺紅色、粉色和深紅色品種中白藜蘆醇最高含量分別達到了7.2、35.5、7.6 和16.9 μg/g?；ㄉ~片中白藜蘆醇的原始含量和誘導后合成最大值與花生種子的種皮顏色無關。8個相同種皮顏色的花生品種，種子單粒重與未誘導的花生葉片中白藜蘆醇含量呈顯著負相關，相關系數(shù)(r)為-0.827；考察的四類種皮顏色的17個花生品種中，種子單粒重與未誘導的花生葉片中白藜蘆醇含量極顯著負相關，相關系數(shù)(r)為-0.742；不同品種花生葉片中白藜蘆醇誘導合成潛力與種子單粒重相關性不顯著。研究表明，H2O2能花生幼苗中白藜蘆醇的增加，種子單粒重可作為評價花生品種中原始白藜蘆醇含量高低的依據(jù)；花生合成白藜蘆醇的潛力與誘導后放置合適時間有關，花生種皮顏色不能作為篩選高含量白藜蘆醇花生品種的依據(jù)。

白藜蘆醇；H2O2；花生品種；誘導

前言花生是世界重要的農(nóng)作物之一，除作為重要油料來源，花生副產(chǎn)物還含有其他的功能成分，如多酚類，酚酸，植物甾醇化合物和高含量的精氨酸等，被研究者認為一種功能食品開發(fā)，而這些功能成分中，白藜蘆醇為關注的焦點[1]。白藜蘆醇(Resveratrol)是含有芪類結(jié)構(gòu)的非黃酮類多酚化合物，廣泛存在于葡萄、虎杖和花生等植物組織中，是植物處于逆境脅迫下產(chǎn)生的一種植物抗毒素[2]。白藜蘆醇的生物學功能研究表明，該物質(zhì)具有抗癌抑癌、抗氧化和保護心血管等多種生理活性，天然的白藜蘆醇廣泛應用于化妝品和功能食品領域[3]。花生中白藜蘆醇含量差異較大，有的甚至檢測不到，但在受到生物或非生物誘導時會大量積累以抵御逆境，并在花生種子中作為一種抗病指標被深入研究[4-6]。隨著花生不同組織中白藜蘆醇的廣泛研究，人們發(fā)現(xiàn)花生毛狀根和花生植株可在紫外或其他非生物的誘導方式下產(chǎn)生大量的白藜蘆醇或衍生物，可實現(xiàn)花生中白藜蘆醇工廠化生產(chǎn)[2, 7]。同時，研究者發(fā)現(xiàn)紫外照射花生采收后未失活的根，白藜蘆醇含量提高65 %～120 %，可實現(xiàn)花生采收后廢棄物綜合利用[8]；而非生物方式誘導白藜蘆醇合成方法很多，如紫外，水楊酸，茉莉酸甲酯，臭氧，氯化鋁，乙磷鋁等[9-13]，這些誘導方式不但增強了植物在田間的抗病性，還可提高植物的藥用價值[14-15]。但不同品種的花生中白藜蘆醇含量差異較大，誘導后白藜蘆醇的合成也存在品種的差異性[16-17]。前期研究表明，激素或非生物脅迫可誘導花生葉片中白藜蘆醇及其代謝產(chǎn)物的積累，在花生葉片不萎焉的情況下，1 % H2O2最適合誘導花生葉片中白藜蘆醇的合成[18-19]。H2O2不但能誘導植物中白藜蘆醇的合成，也參與了白藜蘆醇的代謝過程[12, 20]，因此，了解H2O2誘導花生中白藜蘆醇的合成規(guī)律，對于有效的調(diào)控花生中白藜蘆醇的合成與代謝至關重要。本試驗以1 % H2O2誘導花生幼苗葉片，探索H2O2誘導不同品種花生葉片中白藜蘆醇的合成規(guī)律；通過花生品種的品質(zhì)形狀(種皮顏色、種子大小)與白藜蘆醇的合成含量的相關性分析，期望實現(xiàn)快速篩選高含量白藜蘆醇花生品種，為花生功能成分開發(fā)和利用提供參考，提高花生采后廢棄物的綜合利用價值。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

花生品種來源如表1所示，于2014年夏季種植于農(nóng)業(yè)部植物新品種測試(儋州)分中心，種子采收后自然晾干，儲存于種子低溫低濕儲藏柜中[濕度：(40±5)%，溫度4～8 ℃]。種皮顏色劃分參照《植物新品種特異性、一致性和穩(wěn)定性測試指南花生》進行，種子單粒重(g)=100粒種子重量(g)/100?；ㄉ酌绶N植于農(nóng)業(yè)部植物新品種測試(儋州)分中心大棚內(nèi)，育苗袋規(guī)格為10 cm×15 cm(d×h)，基質(zhì)為表土∶椰糠∶牛肥=1∶1∶1，選擇長勢一致，生長健壯，無病蟲害的20 d苗齡、有穩(wěn)定的6～7片葉的花生幼苗為試驗材料。

表1 花生品種信息及來源

白藜蘆醇購買于美國Sigma公司(純度≥98 %)，甲醇、乙腈為色譜純，購買于美國Sigma公司；超純水(電阻率：18.2 MΩcm)。過氧化氫(H2O2)濃度為30 %(v/v)，購買于阿拉丁生物試劑有限公司。采用Agilent1260型液相色譜系統(tǒng)分析白藜蘆醇，配備自動進樣器(型號:G1329B)、二極管陣列列檢測器(型號:G1315D)和柱溫箱(型號：G1316A)。色譜柱為Purospher STAR RP-18e(Hiber150 × 4.6 mm，5 μm；德國Merck公司)。Elix3+Synergy超純水系統(tǒng)，購買于美國Millipore公司；超聲波清洗器(KQ-400KDE)購買于江蘇昆山市超聲儀器有限公司。

1.2 試驗方法

1.2.1 材料的處理 花生幼苗運回實驗室，在相對濕度(RH)(60±5) %，溫度為(25±2)℃環(huán)境下緩苗24 h，參照文獻方法[18]，將花生幼苗分別噴施1 % H2O2后，放置于相對濕度RH(60±5) %，溫度為(25±2)℃，光照和黑暗交替16/8 h，光照強度為250 μmol/m2/s環(huán)境條件下，分別在處理后放置時間為0(對照)、12、24、36 h剪取中部3～6片葉混合后液氮速凍，-40 ℃保存待用。每個時間取12盆花生幼苗的葉片混合。

1.2.2 花生幼苗中白藜蘆醇的提取與檢測 參照Tang等方法稍作修改[12]，花生葉片液氮研磨后，準確稱取粉末0.5 g于10 mL離心管中，加入2 mL甲醇/水(80/20)，4 ℃避光靜置浸提1 h，離心(4 ℃，12 000×g)15 min，取上清過0.22 μm有機膜，直接HPLC進樣分析，每個樣品設置3個重復。為防止白藜蘆醇順式化，整個提取過程均避光操作。 白藜蘆醇 的檢測采用HPLC法，流動相為乙腈-水(40∶60)混合溶液等度洗脫，檢測時間10 min，檢測波長306 nm，流速0.8 mL/min，進樣體積20 μl，柱溫30 ℃，采用外標法定量。

利用該方法對標準樣品和樣品中的白藜蘆醇進行分析，標樣的保留時間為4.045(圖1A)，樣品的保留時間為4.046(圖1B)，樣品與標樣的保留時間一致。以該方法對白藜蘆醇的不同濃度標準溶液(x，μg/mL)進樣分析，與對應的峰面積(y，mAU)做標準曲線，線性方程為：y= 133.28x-22.378，在0.01～20 μg/mL范圍內(nèi)相關性較好，相關系數(shù)(R2)為0.9997。

1.3 數(shù)據(jù)分析與畫圖

采用Microsoft Excel和IBM SPSS Statistics 22.0進行數(shù)據(jù)分析；Sigmaplot12.5畫圖軟件繪制圖形。

2 結(jié)果與分析

2.1 H2O2對不同品種花生幼苗中白藜蘆醇誘導差異

通過1 % H2O2對不同品種花生幼苗誘導處理后發(fā)現(xiàn)，在考察的4類種皮顏色12個花生品種中，白藜蘆醇誘導合成的含量在品種間差異較大，并且與花生的種皮顏色無關?；ㄉ酌缡蹾2O2誘導后，白藜蘆醇合成含量隨放置時間的增加都有明顯的升高，合成高峰都出現(xiàn)在24或36 h。與對照相比，3個淺褐色品種中白藜蘆醇含量增加量分別為7.1、2.7、3.1 μg/g，以花育20號最高，在誘導后36 h時達到了7.2 μg/g(圖2A)；3個淺紅色品種中白藜蘆醇含量增加量分別為4.4、9.6、34.6 μg/g，其中以花育22號白藜蘆醇含量最高，36 h時含量達到了35.5 μg/g(圖2B)；3個粉色的花生品種中，白藜蘆醇含量增加量分別為1.3、7.5、1.4 μg/g，以粵油5號含量最大，達到了7.6 μg/g(圖2C)；而3個深紅色品種中，白藜蘆醇含量增加量分別為16.7、4.0、4.5 μg/g，其中以臨滄花生中白藜蘆醇含量最高，含量達到了16.9 μg/g(圖2D)。H2O2可誘導不同品種花生幼苗中白藜蘆醇的合成，與對照相比(0 h)含量都達到了顯著增加。同時結(jié)果分析發(fā)現(xiàn)，未誘導的花生葉片中白藜蘆醇含量較高，在誘導后達到最大值時含量并不一定最高，如臨滄花生和花育22號，對照中白藜蘆醇含量分別為0.22 μg/g和未檢測到，誘導后最大值分別為16.7和35.5 μg/g，結(jié)果表明，花生誘導后的白藜蘆醇含量與原始含量的高低并沒有關系。

圖1 樣品和標準樣品中白藜蘆醇的高效液相色譜圖Fig.1 HPLC chromatogram of resveratrol in samples (A) and standard samples (B)

圖2 H2O2誘導不同品種花生幼苗葉片中白藜蘆醇合成差異Fig.2 Accumulation of resveratrol in peanut seedling leaves of different varieties responding to H2O2

2.2 相同種皮顏色花生種子大小與其幼苗葉片中白藜蘆醇含量的相關性

利用8個相同種皮的花生品種(表1中1～8號)，其幼苗葉片進行H2O2誘導處理，對白藜蘆醇進行分析發(fā)現(xiàn)，未誘導的花生葉片中白藜蘆醇含量在0.03～0.19 μg/g之間；誘導后葉片中白藜蘆醇含量都顯著增加，含量可達到1.1～26.6 μg/g。對8個品種的花生種子單粒重和葉片中誘導前后白藜蘆醇含量進行相關分析表明，花生種子重量越小，其幼苗葉片中白藜蘆醇含量越高，花生種子單粒重與未誘導的花生葉片中白藜蘆醇含量呈顯著負相關，相關系數(shù)(r)為-0.827(圖3A)；通過誘導后花生葉片中白藜蘆醇合成的峰值與種子單粒重進行相關分析發(fā)現(xiàn)，白藜蘆醇合成峰值與種子大小的相關性為0.169，相關性不顯著(圖3B)。

1.“*”表示相關系數(shù)在0.05水平達到顯著水平；2.A：對照中白藜蘆醇含量與種子單粒重相關性分析；B：H2O2誘導后白藜蘆醇合成最大值與種子單粒重相關性分析1.‘*’Correlation is significant at the 0.05 level (2-tailed);2.A:Correlation analysis for the content of resveratrol in controls and weight of single seed, B:Correlation analysis for accumulation maximum of resveratrol after induction with H2O2 and weight of single seed圖3 花生種子單粒重與H2O2誘導前后花生幼苗葉片中白藜蘆醇含量的相關性Fig.3 Correlation analysis for peanut seeds single grain weight，accumulation of resveratrol induction with H2O2 in peanut seedling leaves

1.“**”相關系數(shù)在0.01水平達到極顯著水平。2.A:對照中白藜蘆醇含量與種子單粒重相關性分析,B：H2O2誘導后白藜蘆醇合成最大值與種子單粒重相關性分析1.‘**’Correlation is significant at the 0.01 level (2-tailed). 2.A:Correlation analysis for the content of resveratrol in controls and weight of single seed,B:Correlation analysis for accumulation maximum of resveratrol after induction with H2O2 and weight of single seed圖4 不同品種花生種子單粒重與其H2O2誘導前后花生幼苗中白藜蘆醇含量的相關性Fig.4 Correlation analysis for peanut seeds single grain weight,accumulation of resveratrol induction with H2O2 in peanut seedling leaves

2.3 不同種皮顏色花生種子大小與其幼苗葉片中白藜蘆醇含量的相關性

為了進一步確認花生種子大小與花生幼苗葉片中白藜蘆醇的含量有關，試驗擴大樣品的考察范圍，對表1中1～17號花生品種幼苗葉片中白藜蘆醇進行了分析，發(fā)現(xiàn)在考察的四類種皮顏色的17個花生品種中，未誘導(0 h)的花生葉片白藜蘆醇含量在0～0.22 μg/g；誘導后葉片中白藜蘆醇含量顯著增加，最高含量在1.1～35.5 μg/g，誘導前后17個花生品種之間白藜蘆醇差異都較大。對17個品種的花生種子單粒重和葉片中誘導前后白藜蘆醇含量進行相關分析表明，與相同種皮顏色的花生品種中白藜蘆醇含量呈現(xiàn)同樣的現(xiàn)象，花生種子單粒重與未誘導的花生葉片中白藜蘆醇含量極顯著負相關，相關系數(shù)(r)為-0.742(圖4 A)，即花生種子重量越小，其幼苗葉片中白藜蘆醇含量越高；通過誘導后花生葉片中白藜蘆醇合成的峰值與種子單粒重進行相關分析發(fā)現(xiàn)，白藜蘆醇合成峰值與種子大小的相關性為0.250，相關性不顯著(圖4 B)。

3 討論與結(jié)論

3.1 H2O2對不同品種花生幼苗中白藜蘆醇誘導作用

白藜蘆醇作為一種植保素，可以通過生物或非生物脅迫來提高植物中白藜蘆醇及其代謝產(chǎn)物的含量，未受逆境脅迫的植物中含量極少或檢測不到[19, 21]。已有的研究表明，非生物脅迫中以紫外(UV)對芪類物質(zhì)的誘導最為顯著，但紫外誘導的使用在田間存在局限性[10]。前期的研究表明，合適的H2O2濃度，也可以誘導白藜蘆醇的大量合成，達到紫外誘導的劑量[18]，同時，H2O2作為一種信號分子，在白藜蘆醇的合成與代謝中起到至關重要的作用[20, 22]。因此， H2O2可以作為一種無毒無害的誘導劑誘導白藜蘆醇的產(chǎn)生。另外，不同的作物，H2O2的最佳使用劑量不同[23]；同時，高濃度的H2O2在誘導植物中STS(白藜蘆醇合成酶基因)的表達，但白藜蘆醇的含量卻降低，這可能是因為高濃度的H2O2導致了花生葉片的損傷，研究認為葉片損傷程度的加重可能導致酶促反應底物合成受限，另一方面葉片壞死所導致木質(zhì)化的加劇反映了芪合酶底物有可能流向木質(zhì)素合成途徑[24]；因此，為了穩(wěn)定的提高白藜蘆醇的含量，實驗使用了1 %的H2O2作為誘導劑。試驗中，不同品種花生在24或36 h后達到白藜蘆醇的合成高峰，峰值出現(xiàn)的時間不同可能與品種自身STS(白藜蘆醇合酶基因)的表達速度和不同品種的抗逆性強弱有關[25]。

花生種皮是花生抵御病毒侵染的首要屏障，已有研究報道花生種皮含有的酚類、丹寧酸、類黃酮等化合物具有抵抗黃曲霉侵染的作用，在選擇對抗黃曲霉侵染抗性品種和易感品種的區(qū)別就在于其種皮結(jié)構(gòu)和化學組成上的差異[26-27]。而花生種子中白藜蘆醇的合成也可以抵抗黃曲霉菌的侵染[6]；研究認為，花生紅衣是花生種子中含有白藜蘆醇較高的組織，花生種子發(fā)芽的過程中，白藜蘆醇可顯著的提高，并且從種子到幼苗，種皮中白藜蘆醇不斷降低的同時，子葉中白藜蘆醇卻不斷增加，因此推測花生種皮中白藜蘆醇的含量隨著種子發(fā)芽而轉(zhuǎn)移到幼苗子葉中[2, 28]。在本研究考察的四類種皮顏色的12個花生品種中，相同和不同種皮顏色的花生幼苗誘導前后白藜蘆醇差異都較大，實驗結(jié)合前人的研究報道可知，花生種皮中白藜蘆醇的含量可能影響幼苗中白藜蘆醇含量，但花生種皮顏色與幼苗中白藜蘆醇合成潛力不具規(guī)律性，而不同種皮顏色花生中白藜蘆醇含量與其幼苗中白藜蘆醇含量的相關性還需作進一步研究。

3.2 花生種子大小與其幼苗中白藜蘆醇含量的關系

種子是形成下一代植物幼體和植物生長發(fā)育的基礎，不同大小種子從理論上反映種胚所存物質(zhì)能量的多少，對種子萌發(fā)、出苗和有幼苗生長有明顯影響。本次實驗發(fā)現(xiàn)，未誘導的花生葉片中， 白藜蘆醇的含量與種子單粒重存在顯著負相關性，即種子越小， 白藜蘆醇的含量量越高。在進行花生種子芪化物與抗黃曲霉菌侵染實驗中也發(fā)現(xiàn)，花生種子越小，芪化物含量越高，并且抗黃曲霉菌侵染和產(chǎn)毒的能力越強(數(shù)據(jù)未發(fā)表)，可能是花生種子越大，油酸含量較高的原因[29]。種子在發(fā)芽過程中，其所有營養(yǎng)物質(zhì)都參與到植株的建成，因此，種子中白藜蘆醇含量可能直接影響了幼苗中白藜蘆醇的含量，但幼苗形成后，H2O2誘導處理啟動了相關的抗性酶活性[30]，而白藜蘆醇的合成受環(huán)境及很多酶的調(diào)控[12]，因此導致誘導后差異較大，并與種子的大小沒有顯著的相關性。通過H2O2處理不同品種的花生葉片，可以篩選出合成白藜蘆醇合成潛力較高的花生品種。

3.3 結(jié)論

H2O2是誘導花生葉片中白藜蘆醇合成的有效誘導劑，能誘導不同品種花生葉片中白藜蘆醇的合成；花生種子越小，幼苗中原始的白藜蘆醇的含量越高，種子單粒重可作為評價花生品種中原始白藜蘆醇含量高低的依據(jù)，但花生種皮顏色不能作為篩選高含量白藜蘆醇的依據(jù)，不同花生品種合成白藜蘆醇的潛力，與合理的誘導方式、誘導后放置合適時間有關。

[1]Arya S S, Salve A R, Chauhan S. Peanuts as functional food: a review[J]. Journal of Food Science and Technology, 2015,53(1):31-41.

[2]Hasan M M, Cha M, Bajpai V K, et al. Production of a major stilbene phytoalexin, resveratrol in peanut (Arachishypogaea) and peanut products: a mini review [J]. Reviews in Environmental Science and Bio/Technology, 2013, 12(3): 209-221.

[3]Kiselev K V. Perspectives for production and application of resveratrol[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2011, 90(2): 417-425.

[4]王后苗，黃家權，雷 永，等. 花生種子白藜蘆醇含量與黃曲霉產(chǎn)毒抗性的關系[J]. 作物學報, 2012, 38(10): 1875-1883.

[5]Sobolev V S, Guo B Z, Holbrook C C, et al. Interrelationship of Phytoalexin Production and Disease Resistance in Selected Peanut Genotypes[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2007, 55(6): 2195-2200.

[6]王琴飛，王 明，李莉萍，等. 花生種子中芪化物的合成與抗黃曲霉菌產(chǎn)毒的相關性研究[J]. 熱帶作物學報, 2015, 36(2): 344-352.

[7]Medina-Bolivar F, Condori J, Rimando A M, et al. Production and secretion of resveratrol in hairy root cultures of peanut[J]. Phytochemistry, 2007, 68(14): 1992-2003.

[8]Chen R S, Wu P L, Chiou R Y Y. Peanut roots as asource of resveratrol[J]. J. Agric. Food Chem, 2002, 50: 1665-1667.

[9]羅 葵，王琴飛，張 岱，等. 葡萄葉片中白藜蘆醇的紫外線誘導研究[J]. 中外葡萄與葡萄酒, 2007(4): 4-6.

[10]李曉東，鄭先波，閆樹堂，等. 水楊酸和紫外線對誘導采后葡萄果皮內(nèi)白藜蘆醇合成作用研究[J]. 果樹學報, 2007(1): 30-33.

[11]Adrian M J P, Bessis R. Induction of phytoalexin(Resveratrol) synthesis in Grapevine leaves treated with Aluminum Chloride(AlCl3) [J]. Journal of Agricultral Food Chemistry, 1996, 44: 1979-1981.

[12]Tang K, Zhan J C, Yang H R, et al. Changes of resveratrol and antioxidant enzymes during UV-induced plant defense response in peanut seedlings[J]. Journal of Plant Physiology, 2010, 167(2): 95-102.

[13]Grimmiga B, M. N G C, Gerhard W, et al. Ethylene- and ozone-induced regulation of a grapevine resveratrol synthase gene: different responsive promoter regions[J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2002, 40(10): 865-870.

[14]Gindro K, Spring J L, Pezet R, et al. Histoligical and biochemcal criteria for objective and early selection of grapexine cultivars resistant to plasmopara viticola[J]. Vitis, 2006, 45(4): 191-196.

[15]Zorzete P, Reis T A, Felício J D, et al. Fungi, mycotoxins and phytoalexin in peanut varieties, during plant growth in the field[J]. Food Chemistry, 2011, 129(3): 957-964.

[16]Douillet-Breuil A, Jeandet P, Adrian M, et al. Changes in the Phytoalexin Content of VariousVitisspp. in Response to Ultraviolet C Elicitation[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 1999, 47(10): 4456-4461.

[17]張 磊，孫奎香，孫慶杰，等. 反相高效液相色譜法測定不同品種花生白藜蘆醇含量[J]. 糧食與油脂, 2012(2): 33-34.

[18]王琴飛，許 強，張如蓮，等. 激素和非生物脅迫對花生葉片白藜蘆醇及其代謝產(chǎn)物合成的影響[J]. 中國油料作物學報, 2015,37(3): 301-309.

[19]Chung I, Myoung R P, Jae C C, et al. Resveratrol accumulation and resveratrol synthase gene expression in response to abiotic stresses and hormones in peanut plants[J]. Plant Science, 2003, 164(1): 103-109.

[20]Belchí-Navarro S, Almagro L, Sabater-Jara A B, et al. Early signaling events in grapevine cells elicited with cyclodextrins and methyl jasmonate[J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2013, 62: 107-110.

[21]Rao P V S, Wasia K D R, Strange R N. Biotic and abiotic elicitation of phytoalexins in leaves of groundnut (ArachishypogaeaL.)[J]. Physiological and Molecular Plant Pathology, 1996, 46:343-357.

[22]王琴飛. 赤霞珠葡萄葉片中以白藜蘆醇為底物的代謝酶的研究[D]. 海口: 海南大學, 2008.

[23]黃方愛，張 波，楊曉燕，等. “H2O2”對葡萄離體葉片白藜蘆醇的誘導作用[J]. 新疆農(nóng)業(yè)科學, 2012, 49(10): 1799-1804.

[24]Wang W, Tang K, Yang H R, et al. Distribution of resveratrol and stilbene synthase in young grape plants (VitisviniferaL. cv. Cabernet Sauvignon) and the effect of UV-C on its accumulation[J]. 2010, 48(2-3): 142-152.

[25]梁炫強，周桂元，鄒世春. 花生種子白藜露醇的誘導與抗黃曲霉侵染關系的研究[J]. 中國油料作物學報, 2006, 28(1): 59-62.

[26]姜慧芳，任小平，王圣玉，等. 花生黃曲霉侵染抗性持久性及種皮完整性對產(chǎn)毒的影響[J]. 作物學報, 2006, 32(6): 851-855.

[27]單世華，李春娟，嚴海燕，等. 花生種皮抗黃曲霉差異基因表達分析[J]. 植物遺傳資源學報, 2007, 8(1): 26-29.

[28]Sobolev V S, Horn B W, Potter T L, et al. Production of Stilbenoids and Phenolic Acids by the Peanut Plant at Early Stages of Growth[J]. J. Agric. Food Chem, 2006, 54(10): 3505-3511.

[29]姜慧芳，任小平，王圣玉. 花生種質(zhì)資源對黃曲霉菌侵染和產(chǎn)毒的抗性鑒定[J]. 中國油料作物學報, 2005,27(3): 21-25.

[30]宋喜貴，佘小平. 植物體內(nèi)過氧化氫的產(chǎn)生及其生理作用[J]. 連云港師范高等?？茖W校學報, 2010(4):99-103.

(責任編輯 李山云)

Changes of Resveratrol Content in Seedling Leaves of Different Peanut Varieties Induced by H2O2

WANG Qin-fei1, WANG Biao2, ZHANG Ru-lian1 *, YING Dong-shan1,WANG Ming1,LI Li-ping1

(1．Tropical Crops Genetic Resources Institute, Chinese Academy of Tropical Agricultural Sciences / Key Laboratory of Crop Gene Resources and Germplasm Enhancement in Southern China/Ministry of Agriculture Quality Control and Test Centre for Seeds/Seedlings of Tropical Crops, Hainan Danzhou 571737, China；2.College of Applied Science and Technology of Hainan University, Hainan Danzhou 571737, China)

Resveratrol content in peanut leaves is very low or undetectable, but reasonable inducing method will contribute to resveratrol accumulation in peanut plants. In this study, we investigated the differences in resveratrol synthesis among seedling leaves of different peanut varieties with H2O2induction, and explored their relationship with the color and single seed weight of peanut seed. The results showed that resveratrol content in seedling leaves of different peanut varieties was significantly increased after H2O2inducing, and reached peak value at synthesis time of 24 to 36 hours. The highest resveratrol content for seeds of light brown, light red, pink and magenta color were 7.2, 35.5, 7.6 and 16.9 μg/g, respectively. The original and synthesis content of resveratrol in peanut seedling leaves have no relationship with seed color. Significant negative correlation (r= -0.827) was observed between single seed weight and resveratrol content in non-induced seedling leaves of 8 same color peanut varieties. Among the 17 varieties (four different colors), single seed weight was significant negative correlated (r=-0.742) with resveratrol content in non-induced seedling leaves, and weakly correlated with synthesis potential after H2O2inducing. This study has demonstrated that H2O2inducing can increase the resveratrol content in peanut seedling leaves, and single seed weigh can server as indicator for evaluating original resveratrol content for peanut varieties. In addition, the potential of resveratrol synthesis in peanut seedling leaves is related to the placing time after H2O2inducing, and seed color cannot be used for screening peanut varieties that have high levels of resveratrol.

Resveratrol; H2O2; Peanut varieties; Induction

1001-4829(2016)09-2086-07

10.16213/j.cnki.scjas.2016.09.014

2015-10-12

中央級公益性科研院所基本科研業(yè)務費專項資金(中國熱帶農(nóng)業(yè)科學院熱帶作物品種資源研究所)資助項目(1630032012025)

王琴飛(1982-)，女， 侗族，貴州遵義人，助理研究員，理學碩士，研究方向為：植物逆境生理和種子生理學，E-mail：wangqf508@163.com，Tel：0898-23300488，*為通迅作者。

S565.201

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