趙赫 陳受宜 張勁松

（中國科學院遺傳與發(fā)育生物學研究所 植物基因組學國家重點實驗室，北京 100101）

乙烯信號轉導與植物非生物脅迫反應調控研究進展

趙赫 陳受宜 張勁松

（中國科學院遺傳與發(fā)育生物學研究所 植物基因組學國家重點實驗室，北京 100101）

乙烯是一種重要的植物激素，在植物生長發(fā)育過程中發(fā)揮著重要作用。研究發(fā)現(xiàn)，植物體內(nèi)的乙烯受到各種外界脅迫的誘導，乙烯信號轉導途徑參與了植物對各種非生物脅迫的響應。 總結了近年來乙烯在抗逆中作用的相關報道，并結合實驗室的研究結果，對乙烯在植物應對干旱、水淹、鹽以及低溫脅迫中的作用進行了闡述，并提出了一些在研究乙烯信號轉導與抗逆中需要注意的問題，以期為進一步理解乙烯和抗逆的關系提供一些參考。

乙烯信號轉導；非生物脅迫；負反饋調節(jié)

DOI：10.13560/j.cnki.biotech.bull.1985.2016.10.001

植物的生存環(huán)境是隨著植物生長發(fā)育的過程不斷變化的，很多情況下植物并不會生長在一個適宜的環(huán)境中，而是會受到各種各樣的逆境脅迫。逆境脅迫可以分為生物脅迫和非生物脅迫兩大類，生物脅迫是指由其他生物對植物造成的傷害，這些生物包括細菌、病毒、真菌、寄生生物、昆蟲以及雜草等。與生物脅迫對應的是非生物脅迫，是指由各種非生物因素對植物造成的傷害，包括溫度、陽光、風、鹽、旱澇等。實際生產(chǎn)中，非生物脅迫是影響作物生長以及減產(chǎn)的最主要因素［1］。在這些逆境因素中，水分脅迫、溫度脅迫、鹽脅迫是3種最主要的，也是研究最多的。

為了應對多變的環(huán)境脅迫，植物進化出了一系列的調控機制。從感知外界的脅迫信號到作出響應，各種信號途徑參與其中，并互相作用形成了復雜的調控網(wǎng)絡。其中，植物激素在抵御非生物脅迫中發(fā)揮了關鍵作用。當植物受到環(huán)境脅迫時，可以通過多種激素信號途徑產(chǎn)生各種響應以適應環(huán)境變化［2-5］。各種植物激素，包括生長素、脫落酸、細胞分裂素以及油菜素內(nèi)酯等均在植物響應非生物脅迫中發(fā)揮作用［6-9］。

乙烯是氣體類激素，它廣泛存在于植物的各個組織和器官中，并參與到植物種子萌發(fā)、根毛發(fā)育、根瘤、花器官凋零、葉片脫落以及果實成熟等方面［10］。乙烯同樣參與到了植物應對非生物脅迫中［11，12］。植物體內(nèi)乙烯含量的改變受到體內(nèi)信號分子和外在環(huán)境的調控，當植物受到機械傷害、低氧、冷害和凍害等生物或非生物脅迫因素刺激時，體內(nèi)的乙烯含量都會發(fā)生變化。各種脅迫條件往往會使植物體內(nèi)的乙烯含量增加。在擬南芥中，乙烯合成過程中的限速酶ACC合成酶（ACC synthase，ACS）的基因表達受到各種生物和非生物脅迫的調控，進而使植物體內(nèi)的乙烯含量發(fā)生變化［13，14］。

當植物體接收到脅迫信號時，體內(nèi)乙烯含量發(fā)生改變，乙烯信號通過相應的信號轉導途徑進行傳遞后，可以對下游相關基因進行調控，進而使植物細胞在生理水平發(fā)生變化，以適應變化的環(huán)境。乙烯在植物應對水淹、干旱和高鹽環(huán)境中都發(fā)揮了重要作用。本文對前人關于乙烯和植物應對非生物脅迫的研究進展進行了總結，結合我們實驗室對煙草、擬南芥以及水稻中乙烯信號組分的研究結果，進一步討論乙烯在植物應對非生物脅迫中的作用，以期為進一步的研究工作提供一定參考。

1　乙烯信號轉導途徑

1.1擬南芥中的乙烯信號通路

在乙烯處理條件下，黑暗生長的擬南芥幼苗表現(xiàn)出下胚軸徑向膨脹，頂端彎鉤加劇以及下胚軸和根伸張被抑制（三重反應）［15，16］。人們通過篩選得到了一系列乙烯突變體，包括乙烯不敏感突變體etr1、etr2、ein2、ein3、ein5/ain1、ein4、ein6、eir1，過敏感突變體ctr1以及不能形成頂端彎鉤的突變體hls1［15-21］。通過對這些突變體的研究，人們建立了一個以EIN2為核心的線性乙烯信號轉導模型（圖1）。在這個模型中，乙烯受體（ETR1、ERS、ETR2、EIN4和ERS2）位于內(nèi)質網(wǎng)膜上，其結構上與細菌雙組分信號系統(tǒng)中的組氨酸激酶類似［22］。在沒有乙烯的情況下，乙烯受體本身處于活化狀態(tài)，可以激活Raf類激酶CTR1的功能［18，23］。CTR1是乙烯信號途徑中的抑制因子，它可以磷酸化同樣位于內(nèi)質網(wǎng)膜上的 EIN2 C端結構域（C-terminal end of EIN2，CEND）［24-26］。EIN2是乙烯信號轉導中的關鍵組分，其CEND被認為參與到了乙烯信號轉導，異位表達CEND可以部分激活乙烯反應［24，27］。被CTR1磷酸化后的CEND可以被F-box蛋白EIN2 TARGETING PROTEIN1/2（ETP1/2）識別并進入蛋白酶體降解［26，28］。因此，在沒有乙烯存在的情況下，CTR1通過抑制EIN2使乙烯信號通路處于關閉狀態(tài)。當乙烯存在時，乙烯與受體結合并使受體和CTR1失活，CTR1對EIN2的磷酸化被抑制。EIN2的CEND通過剪切從內(nèi)質網(wǎng)膜脫落，一部分CEND與EBF1/2 mRNA 3'UTRs結合，通過與EIN5等P-body蛋白互作，進入P-body，從而抑制EBF1/2 mRNA的翻譯，而切斷了EBF蛋白的翻譯，剩下的EBF蛋白將會很快被降解［29，30］；另一部分CEND進入細胞核，通過抑制兩個F-box 蛋白EBF1/2對EIN3/EIL1蛋白的降解直接或間接的激活或穩(wěn)定EIN3/EIL1蛋白［26，27，31-33］。EIN3/EIL1蛋白存在于細胞核中，是乙烯信號途徑中的關鍵轉錄因子，它可以對下游的ERF轉錄因子進行調控。當乙烯存在時，細胞核內(nèi)的EIN3/EIL1蛋白積累，進而調控下游基因的表達。ERF家族蛋白在擬南芥和水稻中個有122個和139個成員，它們中一部分參與了乙烯對植物生長發(fā)育以及脅迫響應的調控。

圖1　乙烯信號轉導模式圖

1.2水稻中乙烯信號通路

水稻是一種單子葉模式生物，作為半水生植物，水稻較好的適應了缺氧環(huán)境，包括胚芽鞘伸長，不定根形成，通氣組織發(fā)育以及莖的伸長或抑制［34］。而乙烯在水稻適應水生環(huán)境中發(fā)揮了重要作用［35］。擬南芥中不同信號組分在水稻中的同源基因已經(jīng)被鑒定，包括乙烯受體、RTE1、CTR1、EIN2和EIN3的同源基因［36-40］。在黑暗生長條件下，乙烯可以促進水稻胚芽鞘的伸長并抑制根的伸長。這種“雙重反應”和擬南芥中的“三重反應”不同，表明乙烯對水稻生長發(fā)育的調控可能有別于擬南芥。根據(jù)“雙重反應”我們建立了一個篩選體系，并篩選得到了一系列對乙烯不敏感的水稻突變體［41］，通過對這些突變體的研究，我們對水稻乙烯信號轉導途徑有了更深入的了解，發(fā)現(xiàn)并揭示了一系列水稻乙烯反應調控組分及其功能。MHZ7/OsEIN2是擬南芥乙烯信號轉導核心組分EIN2在水稻中的同源基因，其突變體mhz7的根和胚芽鞘對乙烯完全不敏感［41］。而通過對mhz6突變體的研究，我們發(fā)現(xiàn)MHZ6編碼OsEIL1，MHZ6/OsEIL1和OsEIL2分別調控乙烯對水稻黃化苗根和胚芽鞘的調控［42］。在對mhz5和mhz4突變體的研究中發(fā)現(xiàn)在水稻中乙烯通過誘導ABA合成相關基因MHZ5/CRTISO和MHZ4/OsABA4的表達促進ABA合成，對水稻的根伸長進行調控［43，44］。這與擬南芥中ABA通過乙烯信號途徑調控根生長不同［45，46］。

2　乙烯信號轉導與非生物脅迫的關系

2.1乙烯信號轉導與水分脅迫的關系

水分脅迫分為干旱脅迫和水淹脅迫，兩者都對植物生長發(fā)育產(chǎn)生巨大影響，是造成作物減產(chǎn)的重要因素。

2.1.1乙烯與干旱脅迫 植物在生長發(fā)育過程中經(jīng)常會遭受干旱脅迫。干旱脅迫是造成作物減產(chǎn)的最主要因素，據(jù)統(tǒng)計，干旱造成的作物產(chǎn)量減少超過所有自然災害的總和。在生理水平，干旱對植物的危害主要有細胞膜結構的破壞、生長的抑制作用、光合作用減弱、酶系統(tǒng)變化以及內(nèi)源激素代謝失調。對植物進行干旱處理時，植物體內(nèi)的乙烯含量會發(fā)生變化，增高或者降低與處理的條件和物種有關。但是大量研究的實驗結果證實了乙烯參與植物干旱脅迫響應過程。乙烯受體參與干旱脅迫響應的研究較少。研究發(fā)現(xiàn)，擬南芥etr1-1和etr-7兩個ETR1的等位突變體對甘露醇處理產(chǎn)生的滲透脅迫響應不同。與野生型擬南芥相比，在種子萌發(fā)以及小苗階段，etr-1表現(xiàn)出對甘露醇過敏感，而etr-7則對干旱表現(xiàn)出抗性。實驗表明這兩個突變體對干旱的不同響應可能有ABA參與其中［47］。另外有研究發(fā)現(xiàn)，煙草受體NTHK1的表達受到干旱誘導［48］。作為乙烯信號轉導中的關鍵組分，EIN2也參與了植物干旱脅迫響應。研究發(fā)現(xiàn)擬南芥EIN2突變體ein2-5對甘露醇造成的滲透脅迫過敏感，表現(xiàn)為突變體在甘露醇的培養(yǎng)基中種子萌發(fā)率降低，子葉轉綠速度減慢以及根和葉生長的減慢，進一步實驗表明EIN2可以參與到了脫落酸（ABA）的信號轉導過程［49］。乙烯信號轉導途徑中和抗旱聯(lián)系最密切的是ERF轉錄因子家族。不同的研究都報道了該家族基因在植物響應干旱脅迫中的作用。通過基因轉錄數(shù)據(jù)分析，Wan等［50］在水稻中發(fā)現(xiàn)了一個受到干旱和乙烯誘導的ERF家族基因OsDER1，過表達該基因的突變體對干旱以及滲透脅迫過敏感，而其敲除系則對干旱鈍感。研究發(fā)現(xiàn)OsDER1通過轉錄調控OsERF3/OsAP2-39影響水稻乙烯合成，而外源施加ACC可以恢復OsDER1過表達植株對干旱的過敏感表型。這說明OsDER1可能通過調控乙烯合成進而調節(jié)植物的干旱響應。Trujillo等［51］發(fā)現(xiàn)，在煙草中異源表達甘蔗SodERF3基因可以提高煙草的抗鹽和抗旱能力。通過分析發(fā)現(xiàn)，轉基因植株的抗性表型是通過區(qū)別于乙烯和ABA的一條通路產(chǎn)生的，可能是SodERF3的過表達造成了Na+運輸能力的改變。番茄中的SlERF5基因受到各種非生物脅迫誘導。過表達該基因的轉基因番茄表現(xiàn)出對干旱和鹽脅迫的抗性［52］。

最近的研究發(fā)現(xiàn)水稻OsERF109基因在水稻響應逆境脅迫中發(fā)揮負調控作用。在過表達OsERF109的轉基因水稻中乙烯含量下降，通過基因表達分析發(fā)現(xiàn)乙烯合成的關鍵基因的表達量也在過表達株系中下降。這說明OsERF109可能通過負調控乙烯合成影響水稻的抗旱能力［53］。

2.1.2乙烯與水淹脅迫 當土壤水分過多，影響了植物正常的呼吸作用時，就會產(chǎn)生水淹脅迫。水淹對植物造成傷害的主要原因是阻礙了植物體內(nèi)的氣體與外界進行交換，從而導致植物體能源和碳水化合物的缺乏。根系缺少能量供應會導致離子吸收能力下降，地上部則表現(xiàn)為葉綠素含量下降，光合作用效率降低。在水淹環(huán)境下，氣體無法順利和外界進行交換，植物無法獲得足夠的氧氣和二氧化碳，而體內(nèi)的乙烯含量迅速升高［54］。高濃度的乙烯會對植物產(chǎn)生各種影響。因此乙烯是植物適應水淹環(huán)境的一個重要因素。在深水水稻中，發(fā)現(xiàn)的兩個ERFVII類轉錄因子SK1和SK2在深水水稻適應水淹環(huán)境中發(fā)揮了關鍵作用。當水淹導致乙烯增加時，乙烯激活乙烯信號通路，EIN3通過結合SK1和SK2的啟動子促進兩者表達，從而促進水下莖節(jié)的生長，進而使植物可以在水下迅速伸長，這個過程需要通過GA起作用［55，56］。而在耐淹水稻中，人們發(fā)現(xiàn)了另一類ERF類調控因子——Sub1A在水稻的耐淹性中發(fā)揮了重要作用。普通的水稻栽培種在完全水淹一周后就會死亡，而像O. sativa ssp.，indica cultivar FR13A這些少數(shù)的栽培種則具有高度的耐淹性，這些品種可以在完全水淹環(huán)境中堅持兩周。通過數(shù)量性狀分析以及功能驗證，人們找到了Sub1A這個關鍵的基因［57］。與SK1/2不同的是，Sub1A通過誘導赤霉素（GA）抑制因子SLR1和SLRL1的積累抑制植株組織伸長。同時，Sub1A可以抑制乙烯合成，并且可能通過茉莉酸（JA）降低植株葉綠素的降解速度，已達到適應水淹環(huán)境的目的［58］。值得注意的是，SK1/2和Sub1A都屬于ERF-VII類轉錄因子，都受到乙烯的調控，其中SK1/2更是受到EIN3的直接調控。

2.2乙烯與高鹽脅迫的關系

土壤鹽堿化是造成作物減產(chǎn)的一個重要環(huán)境因素。全世界6%的土地受到高鹽脅迫等的影響［59，60］。而幾乎所有重要的作物都是甜土植物，對鹽的抗性都較弱［60］。因此，研究植物的耐鹽機制具有重要的意義。植物在長期的進化過程中產(chǎn)生了一系列形態(tài)學、生理學以及生物化學上的機制以適應高鹽環(huán)境。通常情況下，在受到鹽脅迫時，生理學上植物產(chǎn)生了幾種響應的抵抗機制，包括滲透脅迫適應、吸收環(huán)境中的鈉鉀離子或排出胞質內(nèi)多余的鈉離子［61，62］。乙烯信號途徑中的重要組分同樣參與了植物的鹽脅迫反應。和干旱脅迫類似，在鹽脅迫條件下，擬南芥etr1-1和etr-7兩個ETR1的等位突變體對甘露醇處理產(chǎn)生的滲透脅迫響應不同。和野生型擬南芥相比，在種子萌發(fā)以及小苗階段，etr-1表現(xiàn)出對高鹽脅迫過敏感，而etr-7則對高鹽表現(xiàn)出抗性［47］。煙草受體基因NTHK1受到干旱誘導的同時也受到高鹽誘導［48］。Cao等［63，64］發(fā)現(xiàn)，異源過表達NTHK1基因的轉基因煙草和擬南芥的抗鹽性增加，并且植株乙烯敏感性下降，蓮座葉/植株生長加快。NTHK1對擬南芥抗鹽性和乙烯反應的調控依賴于其激酶活性［65，66］。和煙草中的I類受體NtETR1相比，II類受體NTHK1在調控植株鹽脅迫響應、蓮座葉生長以及乙烯反應中發(fā)揮了更大的作用，這說明不同的受體之間有著一定的功能分化［66］。除了受體以外，受體下游的CTR1同樣參與了植物鹽脅迫響應。ctr1突變體是乙烯過敏感，其對高鹽脅迫表現(xiàn)出抗性。研究發(fā)現(xiàn)CTR1可能通過乙烯信號途徑調節(jié)了莖部的鈉鉀穩(wěn)態(tài)，進而影響植株抗鹽性［67-69］。作為乙烯信號轉導中的核心組分，EIN2的突變體對鹽脅迫非常敏感［70］。EIN2的CEND可以恢復突變體的鹽脅迫過敏感表型，證明激活的乙烯信號通路是擬南芥抗鹽性所必要的［70］。而一個擬南芥乙烯反應負調控基因ECIP1被發(fā)現(xiàn)參與負調控擬南芥的抗鹽性［70］。在擬南芥中，ein3突變體對鹽脅迫響應正常，而ein3/eil1雙突變體則具有與ein2突變體類似的表型，對高鹽表現(xiàn)出極度敏感［70］。這從側面證明了乙烯確實參與到了植物鹽脅迫響應中。通過擬南芥和煙草的研究結果發(fā)現(xiàn)，乙烯作為一個正調控抗鹽性的信號分子存在。而Yang等［42］發(fā)現(xiàn)，水稻MHZ6/EIL1通過直接結合OsHKT2；1的啟動子區(qū)域對其表達量進行調節(jié)，從而調控水稻鈉離子（Na+）的攝入，進而影響水稻的耐鹽性。過表達MHZ6/OsEIL1 的轉基因水稻和mhz6突變體分別具有鹽敏感和抗鹽的表型。水稻中MHZ6/OsEIL1和擬南芥中AtEIN3/AtEIL1在植物面對高鹽脅迫時的作用相反，可能與水稻適應半水生的環(huán)境相關。正常生長情況下，水稻通過根中乙烯含量的增加誘導Na+轉運蛋白含量增加，從而向細胞內(nèi)轉運Na+，以適應較高的水勢。而當外界存在高鹽脅迫時，高表達的Na+轉運蛋白就會導致體內(nèi)的鹽離子過度積累，從而造成水稻對鹽脅迫敏感。當乙烯信號通路缺失時，Na+轉運蛋白不被乙烯誘導，體內(nèi)的鹽離子就不會過度積累，從而使水稻產(chǎn)生了抗鹽性［42］。

我們實驗室通過基因芯片分析找到了一系列受NTHK1調控的下游基因。其中AtNAC2表達受到NTHK1的抑制，它的表達量受到鹽和乙烯兩者同時誘導，而鹽對該基因的誘導依賴于乙烯信號途徑［71］。后續(xù)的發(fā)現(xiàn)表明，AtNAC2在葉片衰老以及鹽誘導的植株衰老中發(fā)揮重要作用［72，73］。NIMA類激酶NEK6是另一個受到NTHK1調控的基因。其在基因和蛋白水平均受到鹽和乙烯誘導。這個家族的另外幾個基因（NEK1-NEK4，NEK7）都受到這兩種處理的誘導，表明這個小家族的基因可能在調控乙烯和鹽脅迫中發(fā)揮重要的作用。表型實驗結果表明，NEK6過表達株系蓮座葉、產(chǎn)量以及側根形成均有增加。過表達株系對鹽和滲透脅迫的抗性也有提高［74］。ERF家族蛋白同樣參與了植物鹽脅迫響應。ERF1受到乙烯和鹽的誘導，過表達ERF1的轉基因擬南芥受對鹽的抗性增加［75］。

2.3乙烯與低溫脅迫的關系

根據(jù)溫度是否低于0℃，低溫脅迫可以分為冷害（chilling）和凍害（freezing）兩類。有研究報道，通過人為抑制ACC 氧化酶（ACO）基因表達可以減少美國甜瓜受到的冷脅迫傷害［76］。在另一篇報道中，乙烯會使冷藏保存的鱷梨中的果皮褪色，而采用物理方法吸收乙烯或者施用1-MCP（乙烯信號接收抑制劑）后，可以減慢中果皮褪色的速度［77］。說明乙烯在植物應對冷脅迫時可能起到負調控作用。而Shi［78］的文章也證明了這種猜測。其研究表明，在MS培養(yǎng)基中生長的乙烯不敏感突變體etr1-1、ein4-1、ein2-5、ein3-1 和ein3 eil1都有一定的耐冷性，而ctr1-1以及EIN3過表達植株則表現(xiàn)為耐冷性的下降。遺傳和生化實驗證明，EIN3可以結合CBFs以及ARR5/7/15的啟動子區(qū)域并負調控這些基因表達，而認為過表達這些基因可以使植株耐冷性增強。因此，乙烯可能通過EIN3 對CBFs以及ARRs的轉錄調控來負調控擬南芥的抗冷能力。而Cataláa等［79］的研究發(fā)現(xiàn)，在土壤中生長的乙烯過量突變體eto1-3對凍害的抵抗能力增強，而且突變體中觀察到CBF1，2，3基因表達量的積累。他們發(fā)現(xiàn)乙烯通過調控CBFs基因的表達調控植物的抗凍能力。Cataláa 等認為造成其結果與Shi等相反的原因是培養(yǎng)條件的差異。在Shi等的實驗中擬南芥生長在MS培養(yǎng)基中，容易造成濕度過大，而濕度對冷處理植物的乙烯含量有決定性的影響。Li等［80］關于香蕉保存的研究發(fā)現(xiàn)，乙烯可以促進成熟香蕉對冷脅迫的抗性。他們將成熟后的香蕉在6℃處理前用500 ppm乙烯進行預處理，可以顯著提高香蕉的耐冷性。因此，乙烯對不同物種耐冷性的作用可能不盡相同，而在同一物種中，乙烯的作用也受到其他條件的影響。

3　乙烯信號途徑中的負反饋調節(jié)機制

乙烯受到各種脅迫條件的誘導，被認為是一種植物正常生長和應對脅迫反應的調節(jié)子［11］。當有外界脅迫存在時，植物通過增強乙烯信號轉導來作出適應，但是在持續(xù)的脅迫信號作用下，植物體內(nèi)的乙烯會抑制植物正常的生長發(fā)育，甚至導致植物死亡。因此，嚴格控制乙烯信號途徑對植物來說是非常必要的。我們課題組最近報道了兩個煙草中的乙烯受體互作蛋白NEIP2和NtTCTP，它們受到乙烯的誘導，而在植物體內(nèi)過表達任意一者都會產(chǎn)生乙烯鈍感、細胞增殖和生長加快的表型。進一步研究發(fā)現(xiàn)，NtTCTP可以穩(wěn)定NTHK1，通過促進細胞增殖拮抗乙烯的作用。另一個蛋白NEIP2受到NTHK1磷酸化，乙烯和鹽處理植株可以使其磷酸化程度增加，而過表達NEIP2增加植株對鹽的耐受能力［81，82］。最近我們實驗室報道了另一類受體互作蛋白——AtSAUR76/77/78蛋白可以與II類乙烯受體ETR2和EIN4互作，抑制擬南芥中的乙烯信號通路，促進植物生長［83］。

Shi等［84］發(fā)現(xiàn)了一類新的乙烯信號轉導中的負調控因子——ARGOS基因。在擬南芥中高表達玉米ZmARGOS1可以使轉基因植株對乙烯敏感性下降。同時轉基因植株對干旱的抗性增加。過表達的ZmARGOS1蛋白定位在內(nèi)質網(wǎng)膜和高爾基體膜上，遺傳及RNA分析發(fā)現(xiàn)ZmARGOS1作用在受體和CTR1之間，處于乙烯信號轉導的上游，可能激活受體或者使CTR1在乙烯存在的情況下仍然處于活化狀態(tài)。

通過這些反饋調節(jié)因子（圖2），植物可以在受到脅迫后，矯正由于增強的乙烯反應造成的生長抑制作用，從而恢復正常生長。

圖2　乙烯信號通路中的負反饋調節(jié)因子

4　總結與展望

近年來，由于耕地面積的減少、土壤質量下降、氣候異常以及水資源的匱乏，農(nóng)業(yè)生產(chǎn)受到了很大的威脅。人類越來越需要通過一些科技手段來解決自己的溫飽問題。乙烯一直以來被視為一種逆境激素，它在植物正常生長與應對逆境脅迫中發(fā)揮重要作用，因此，研究乙烯調控植物抗逆的分子機制將會有助于科學的育種。隨著研究的深入，乙烯信號途徑及其在植物抗逆中的作用逐漸被揭示，隨之也產(chǎn)生了一些問題，需要進一步的研究。

（1）乙烯信號通路存在尚未發(fā)現(xiàn)的新組分以及新的調控機制，需要進一步完善。雖然通過對擬南芥的研究，人們已經(jīng)建立了一個以EIN2為核心的線性乙烯信號轉導模型，但仍然存在一些沒有解決的問題，如乙烯受體的組氨酸激酶活性是否有生物學功能，CTR1作為Raf類激酶底物是什么，是否通過磷酸級聯(lián)傳遞途徑調控植物生長發(fā)育仍不清楚。隨著研究的深入，越來越多新的調控機制以及新組分被發(fā)現(xiàn)參與了乙烯信號轉導。我們實驗室通過對受體互作蛋白的研究，發(fā)現(xiàn)了一系列受體互作蛋白參與了乙烯對植物生長發(fā)育以及脅迫響應的調控［81-83］。在正在進行的工作中，通過對水稻乙烯不敏感突變體的研究，我們發(fā)現(xiàn)了一些可以調控EIN2功能的新組分，它們可能通過影響EIN2的功能參與乙烯信號轉導；而另一個基因則可能參與了一條區(qū)別于EIN2的信號途徑參與乙烯反應。因此我們推測乙烯信號通路可能存在新的組分，它們或者通過影響受體或者關鍵組分如EIN2等的功能，或者通過區(qū)別于EIN2的信號途徑參與乙烯信號轉導。

人們對乙烯信號轉導已經(jīng)有較深入的研究，但對于乙烯反應中具體調控哪些功能基因，現(xiàn)在相關的報道尚不多。我們實驗室通過對另一個水稻不敏感突變體的研究，希望將乙烯和影響根伸長的功能基因直接聯(lián)系起來?？傊?，相信隨著對乙烯信號通路研究的不斷深入，將會有更多的新組分以及新機制被發(fā)現(xiàn)，對現(xiàn)有的信號通路進行完善和補充。

（2）乙烯信號通路中的各個組分參與耐逆性調控的具體機制仍需要進一步研究。擬南芥中乙烯信號轉導的關鍵組分，包括受體、EIN2、EIN3/EIL1以及一些ERF蛋白均參與了植物非生物脅迫響應。在水稻中我們發(fā)現(xiàn)，MHZ6/OsEIL1參與調控植物耐鹽性，而正在進行的實驗發(fā)現(xiàn)MHZ4/OsABA4、MHZ5/CRTISO以及MHZ7/OsEIN2可能均參與了對水稻耐鹽性的調控，可能和乙烯與ABA的互作有關，具體的機制仍待進一步確認。

（3）乙烯對不同物種以及同一物種不同時期的作用不同，需要進一步研究才能應用于生產(chǎn)實踐。在擬南芥中，ABA可以誘導乙烯合成基因的表達［85］，乙烯合成基因AtACS7突變體可能通過提高ABA信號通路中抗鹽相關基因的表達提高其抗鹽性［86］。而水稻中我們發(fā)現(xiàn)乙烯通過ABA參與對根長的調控。乙烯可以誘導ABA合成相關基因MHZ4/OsABA4和MHZ5/CRTISO的表達提高根中的ABA含量［43，44］。這說明在不同的物種中乙烯對植物生長發(fā)育的調控可能存在不同的機制，在實際應用前需針對不同物種分別研究。另外，在同一物種的不同時期，在受到脅迫時，體內(nèi)的乙烯含量和信號強度都不相同，所以對植物體內(nèi)的乙烯信號強度進行精確的調控才能符合實際生產(chǎn)的需要。

解決這些問題，將有助于我們了解植物如何協(xié)調生長與應對外界脅迫，幫助我們更加精確的調控植物體內(nèi)的乙烯信號強度以用于提高作物的抗逆性。

［1］Gao JP， Chao DY， Lin HX. Understanding abiotic stress tolerance mechanisms：recent studies on stress response in rice［J］. J Inter Plant Biol， 2007， 49：742-750.

［2］Argueso CT， Ferreira FJ， Kieber JJ. Environmental perception avenues：the interaction of cytokinin and environmental response pathways［J］. Plant Cell Environ， 2009， 32：1147-1160.

［3］Santner A， Estelle M. Recent advances and emerging trends in plant hormone signaling［J］. Nature， 2009， 459：1071-1078.

［4］Wang L， Wang Z， Xu Y， et al. OsGSR1 is involved in crosstalk between gibberellins and brassinosteroids in rice［J］. The Plant J，2009， 57：498-510.

［5］Messing SAJ， Gabelli SB， Echeverria I， et al. Structural insights into maize Viviparous14， a key enzyme in the biosynthesis of the phytohormone abscisic acid［J］. Plant Cell， 2010， 22：2970-2980.

［6］Sharma E， Sharma R， Borah P， et al. Emerging roles of auxin in abiotic stress responses［M］//Pandey G. Elucidation of Abiotic Stress Signaling in Plants. New York：Springer， 2015：299-328.

［7］Zelicourt AD， Colcombet J， Hirt H. The role of MAPK modules and ABA during abiotic stress signaling［J］. Trends Plant Sci， 2016，DOI：10. 1016/j. tplants.2016.04.004

［8］Zwack P， Rashotte A. Interactions between cytokinin signalling and abiotic stress responses［J］. J Exp Bot， 2015， 66（16）：4863-4871.

［9］Aghdam M， Mohammadkhani N. Enhancement of chilling stress tolerance of tomato fruit by postharvest brassinolide treatment［J］. Food Bioprocess Tech， 2014， 7：909-914.

［10］Johnson PR， Ecker JR. The ethylene gas signal transduction pathway：A molecular perspective［J］. Annu Rev Genet， 1998，32：227-254.

［11］Tao JJ， Chen HW， Ma B， et al. The Role of ethylene in plants under salinity stress［J］. Front Plant Sci， 2015， 6：1059.

［12］Kazan K. Diverse roles of jasmonates and ethylene in abiotic stress tolerance［J］. Trends Plant Sci， 2015， 4：219-229.

［13］Liang X， Abel S， Keller JA， et al. The 1-aminocyclopropane-1-carboxylate synthase gene family of Arabidopsis thaliana［J］. Proc Natl Acad Sci USA， 1992， 89：11046-11050.

［14］Arteca JM， Arteca RN. A multi-responsive gene encoding 1-aminocyclopropane-1-carboxylate synthase（ACS6）in mature Arabidopsis leaves［J］. Plant Mol Biol， 1999， 39：209-219.

［15］Bleecker AB， Estelle MA， Somerville C， et al. Insensitivity to ethylene conferred by a dominant mutation in Arabidopsis thaliana［J］. Science， 1988， 241：1086.

［16］Roman G， Lubarsky B， Kieber J， et al. Genetic analysis of ethylene signal transduction in Arabidopsis thaliana：five novel mutant loci integrated into a stress response pathway［J］. Genetics， 1995，139：1393.

［17］Guzman P， Ecker J. Exploiting the triple response of Arabidopsis to identify ethylene-related mutants［J］. Plant Cell， 1990， 2：513-523.

［18］Kieber JJ， Rothenberg M， Roman G， et al. CTR1， a negative regulator of the ethylene response pathway in Arabidopsis， encodes a member of the Raf family of protein kinases［J］. Cell， 1993，72：427-441.

［19］Straeten D van der， Djudzman A， Caeneghem WV， et al. Genetic and physiological analysis of a new locus in Arabidopsis that confers resistance to 1-aminocyclopropane-1-carboxylic acid and ethylene and specifically affects the ethylene signal transduction Pathway［J］. Plant Physiol， 1993， 102：401-408.

［20］Chao Q， Rothenberg M， Solano R， et al. Activation of the ethylene gas response pathway in Arabidopsis by the nuclear protein ETHYLENE-INSENSITIVE3 and related proteins［J］. Cell，1997， 89：1133-1144.

［21］ Sakai HJ， Hua J， Chen QG， et al. ETR2 is an ETR1-like gene involved in ethylene signaling in Arabidopsis［J］. Proc Natl Acad Sci USA， 1998， 95：5812-5817.

［22］Hua J， Meyerowitz EM. Ethylene responses are negatively regulated by a receptor gene family in Arabidopsis thaliana［J］. Cell， 1998，94：261-271.

［23］Gao Z， Chen YF， Randlett MD， et al. Localization of the Raf-like kinase CTR1 to the endoplasmic reticulum of Arabidopsis through participation in ethylene receptor signaling complexes［J］. J Biol Chem， 2003， 278：34725-34732.

［24］Alonso JM， Hirayama T， Roman G， et al. EIN2， a bifunctional transducer of ethylene and stress responses in Arabidopsis［J］. Science， 1999， 284：2148-2152.

［25］Bisson MM， Groth G. New paradigm in ethylene signaling：EIN2，the central regulator of the signaling pathway， interacts directly with the upstream receptors［J］. Plant Signal Behav， 2011， 6：164-166.

［26］Ju C， Yoon GM， Shemansky JM， et al. CTR1 phosphorylates the central regulator EIN2 to control ethylene hormone signaling from the ER membrane to the nucleus in Arabidopsis［J］. Proc NatlAcad Sci USA， 2012， 109：19486-19491.

［27］Wen X， Zhang C， Ji Y， et al. Activation of ethylene signaling is mediated by nuclear translocation of the cleaved EIN2 carboxyl terminus［J］. Cell Res， 2012， 22：1613-1616.

［28］Qiao H， Chang KN， Yazaki J， et al. Interplay between ethylene，ETP1/ETP2 F-box proteins， and degradation of EIN2 triggers ethylene responses in Arabidopsis［J］. Genes Dev， 2009， 23：512-521.

［29］Li WY， Ma MD， Feng Y， et al. EIN2-directed translational regulation of ethylene signaling in Arabidopsis［J］. Cell， 2015，163：670-683.

［30］Merchante C， Brumos J， Yun J， et al. Gene-specific translation regulation mediated by the hormone-signaling molecule EIN2［J］. Cell， 2015， 163：684-697.

［31］Guo HW， Ecker JR. Plant responses to ethylene gas are mediated by SCF（EBF1/EBF2）-dependent proteolysis of EIN3 transcription factor［J］. Cell， 2003， 115：667-677.

［32］Potuschak T， Lechner E， Parmentier Y， et al. EIN3-dependent regulation of plant ethylene hormone signaling by two Arabidopsis F-box proteins：EBF1 and EBF2［J］. Cell， 2003， 115：679-689.

［33］Qiao H， Shen Z， Huang SS， et al. Processing and subcellular trafficking of ER-tethered EIN2 control response to ethylene gas［J］. Science， 2012， 338：390-393.

［34］Fukao T， Bailey-Serres J. Ethylene-A key regulator of submergence response in rice［J］. Plant Sci， 2008， 175：43-51.

［35］Jackson MN. Ethylene-promoted elongation：An adaptation to submergence stress［J］. Ann Bot， 2008， 101：229-248.

［36］Jun SH， Han MJ， Lee S， et al. OsEIN2 is a positive component in ethylene signaling in rice［J］. Plant Cell Physiol， 2004， 45：281-289.

［37］Mao C， Wang S， Jia Q， et al. OsEIL1， a rice homolog of the Arabidopsis EIN3 regulates the ethylene response as a positive component［J］. Plant Mol Biol， 2006， 61：141-152.

［38］Wuriyanghan H， Zhang B， Cao WH， et al. The ethylene receptor ETR2 delays floral transition and affects starch accumulation in rice［J］. Plant Cell， 2009， 21：1473-1494.

［39］Zhang W， Zhou X， Wen CK. Modulation of ethylene responses by OsRTH1 overexpression reveals the biological significance of ethylene in rice seedling growth and development［J］. J Exp Bot， 2012， 63：4151-4164.

［40］Wang Q， Zhang W， Yin Z， et al. Rice CONSTITUTIVE TRIPLERESPONSE2 is involved in the ethylene-receptor signaling and regulation of various aspects of rice growth and development［J］. J Exp Bot， 2013， 264：4863-4875.

［41］Ma B， He SJ， Duan KX， et al. Identification of rice ethyleneresponse mutants and characterization of MHZ7/OsEIN2 in distinct ethylene response and yield trait regulation［J］. Mol Plant， 2013，6：1830-1848.

［42］Yang C， Ma B， He SJ， et al. MHZ6/OsEIL1 and OsEIL2 regulate ethylene response of roots and coleoptiles and negatively affect salt tolerance in rice［J］. Plant Physiol， 2015， 169：148-165.

［43］Ma B， Yin CC， He SJ， et al. Ethylene-induced inhibition of root growth requires abscisic acid function in rice（Oryza Sativa L. ）seedlings［J］. PLoS Genet， 2014， 10：e1004701.

［44］Yin CC， Ma B， Collinge DP， et al. Ethylene responses in rice roots and coleoptiles are differentially regulated by a carotenoid isomerase-mediated abscisic acid pathway［J］. Plant Cell， 2015，27：1061-1081.

［45］Beaudoin N， Serizet C， Gosti F， et al. Interactions between abscisic acid and ethylene signaling cascades［J］. Plant Cell， 2000， 12：1103-1115.

［46］Luo X， Chen Z， Gao J， et al. Abscisic acid inhibits root growth in Arabidopsis through ethylene biosynthesis［J］. Plant J， 2014，79：44-55.

［47］Wang YN， Wang T， Li KX， Li X. Genetic analysis of involvement of ETR1 in plant response to salt and osmotic stress［J］. Plant Growth Regul， 2008， 54：261-269.

［48］Zhang JS， Xie C， Shen YG， et al. A two-component gene（NTHK1）encoding a putative ethylene-receptor homolog is both developmentally and stress regulated in tobacco［J］. Theor Appl Genet， 2001， 102：815-824.

［49］Wang YN， Liu C， Li S， et al. Arabidopsis EIN2 modulates stress response through abscisic acid response pathway［J］. Plant Mol Biol， 2007， 64：633-644.

［50］Wan LY， Zhang JF， Zhang HW， et al. Transcriptional activation of OsDERF1 in OsERF3 and OsAP2-39 negatively modulates ethylene synthesis and drought tolerance in rice［J］. PLoS ONE，2011， 6：e25216.

［51］Trujillo LE， Sotolongo M， Menéndez C， et al. SodERF3， a novelsugarcane ethylene responsive factor（ERF）， enhances salt and drought tolerance when overexpressed in tobacco plants［J］. Plant Cell Physiol， 2008， 49：512-525.

［52］ Pan Y， Seymour GB， Lu C， et al. An ethylene response factor（ERF5）promoting adaptation to drought and salt tolerance in tomato［J］. Plant Cell Rep， 2012， 31：349-360.

［53］ Yu YW， Yang DX， Zhou SR， et al. The ethylene response factor OsERF109 negatively affects ethylene biosynthesis and drought tolerance in rice［J］. Protoplasma， 2016.DOI：10.1007/s00709-016-0960-4

［54］Voesenek L， Sasidharan R. Ethylene and oxygen signaling drive plant survival during flooding［J］. Plant Biol， 2013， 15：426-435.

［55］Hattori Y， Nagai K， Furukawa S， et al. The ethylene response factors SNORKEL1 and SNORKEL2 allow rice to adapt to deep water［J］. Nature， 2009， 460：1026-1030.

［56］Ayano M， Kani T， Kojima M， et al. Gibberellin biosynthesis and signal transduction is essential for internode elongation in deepwater rice［J］. Plant Cell Environ， 2014， 37：2313-2324.

［57］Xu K， Xu X， Fukao T， et al. Sub1A is an ethylene-response-factorlike gene that confers submergence tolerance to rice［J］. Nature，2006， 442：705-708.

［58］Fukao T， Yeung E， Bailey-Serres J. The submergence tolerance gene SUB1A delays leaf senescence under prolonged darkness through hormonal regulation in rice［J］. Plant Physiol， 2012，160：1795-1807.

［59］Tuteja N. Mechanisms of high salinity tolerance in plants［J］. Method Enzymol， 2007， 428：419-438.

［60］Munns R， Tester M. Mechanisms of salinity tolerance［J］. Annu Rev Plant Biol， 2008， 59：651-681.

［61］Zhu JK. Regulation of ion homeostasis under salt stress［J］. Curr Opin Plant Biol， 2003， 6：441-445.

［62］Deinlein U， Stephan AB， Horie T， et al. Plant salt-tolerance mechanisms［J］. Trends Plant Sci， 2014， 19：371-379.

［63］Cao WH， Liu J， He XJ， et al. Modulation of ethylene responses affects plant salt-stress responses［J］. Plant Physiol， 2007， 143：707-719.

［64］Cao WH， Liu J， Zhou QY， et al. Expression of tobacco ethylene receptor NTHK1 alters plant responses to salt stress［J］. Plant Cell Environ， 2006， 29：1210-1219.

［65］Zhou HL， Cao WH， Cao YR， et al. Roles of ethylene receptor NTHK1 domains in plant growth， stress response and protein phosphorylation［J］. FEBS Lett， 2006， 580：1239-1250.

［66］Cheng WH， Chiang MH， Hwang SG， et al. Antagonism between abscisic acid and ethylene in Arabidopsis acts in parallel with the reciprocal regulation of their metabolism and signaling pathways［J］. Plant Mol Biol， 2009， 71：61-80.

［67］Achard P， Cheng H， De Grauwe L， et al. Integration of plant responses to environmentally activated phytohormonal signals［J］. Science， 2006， 311：91-94.

［68］Jiang C， Belfield EJ， Cao Y， et al. An Arabidopsis soil-salinitytolerance mutation confers ethylene-mediated enhancement of sodium/potassium homeostasis［J］. Plant Cell， 2013， 9：3535-3552.

［69］Peng J， Li Z， Wen X， et al. Salt-induced stabilization of EIN3/EIL1 confers salinity tolerance by deterring ROS accumulation in Arabidopsis［J］. PLoS Genet， 2014， 10：e1004664.

［70］Lei G， Shen M， Li ZG， et al. EIN2 regulates salt stress response and interacts with a MA3 domaincontaining protein ECIP1 in Arabidopsis［J］. Plant Cell Environ， 2011， 34：1678-1692.

［71］He XJ， Mu RL， Cao WH， et al. AtNAC2， a transcription factor downstream of ethylene and auxin signaling pathways， is involved in salt stress response and lateral root development［J］. Plant J，2005， 44：903-916.

［72］Kim JH， Woo HR， Kim J， et al. Trifurcate feedforward regulation of age-dependent cell death involving miR164 in Arabidopsis［J］. Science， 2009， 323：1053-1057.

［73］Balazadeh S， Siddiqui H， Allu AD， et al. A gene regulatory network controlled by the NAC transcription factor ANAC092/AtNAC2/ ORE1 during salt-promoted senescence［J］. Plant J， 2010， 62：250-264.

［74］Zhang B， Chen HW， Mu RL， et al. NIMA-related kinase NEK6 affects plant growth and stress response in Arabidopsis［J］. Plant J，2011， 68：830-843.

［75］Cheng MC， Liao PM， Kuo WW， et al. The Arabidopsis ETHYLENE RESPONSE FACTOR1 regulates abiotic stress-responsive gene expression by binding to different cis-acting elements in response to different stress signals［J］. Plant Physiol， 2013， 162：1566-1582.

［76］Ben-Amor M， Flores B， Latché A， et al. Inhibition of ethylenebiosynthesis by antisense ACC oxidase RNA prevents chilling injury in Charentais cantaloupe melons［J］. Plant Cell Environ，1999， 22：1579-1586.

［77］Pesisa E， Ackermana M， Ben-Ariea R， et al. Ethylene involvement in chilling injury symptoms of avocado during cold storage［J］. Postharvest Biol and Tech， 2002， 24：171-181.

［78］Shi YT， Tian SW， Hou LY， et al. Ethylene signaling negatively regulates freezing tolerance by repressing expression of CBF and Type-A ARR genes in Arabidopsis［J］. Plant Cell， 2012， 24：2578-2595.

［79］ Cataláa R， Salinasa J. The Arabidopsis ethylene overproducer mutant eto1-3 displays enhanced freezing tolerance［J］. Plant Signal Behav， 2014， 10：e989768.

［80］Li TT， Yun Z， Zhang DD， et al. Proteomic analysis of differentially expressed proteins involved in ethylene-induced chilling tolerance in harvested banana fruit［J］. Front Plant Sci， 2015， 6：845.

［81］Cao YR， Chen HW， Li ZG， et al. Tobacco ankyrin protein NEIP2 interacts with ethylene receptor NTHK1 and regulates plant growth and stress responses［J］. Plant Cell Physiol， 2015， 56：803-818.

［82］Tao JJ， Cao YR， Chen HW， et al. Tobacco translationally controlled tumor protein interacts with ethylene receptor tobacco Histidine Kinase1 and enhances plant growth through promotion of cell proliferation［J］. Plant Physiol， 2015， 69：96-114.

［83］Li ZG， Chen HW， Li QT， et al. Three SAUR proteins SAUR76，SAUR77 and SAUR78 promote plant growth in Arabidopsis［J］. Sci Rep， 2015， 5：12477.

［84］Shi J， Habben JE， Archibald RL， et al. Overexpression of ARGOS genes modifies plant sensitivity to ethylene， leading to improved drought tolerance in both Arabidopsis and Maize［J］. Plant Physiol， 2015， 169：1 266-1282.

［85］Wang NN， Shih MC， Li N. The GUS reporter-aided analysis of the promoter activities of Arabidopsis ACC synthase genes AtACS4，AtACS5， and AtACS7 induced by hormones and stresses［J］. J Exp Bot， 2005， 56：909-920.

［86］Dong H， Zhen Z， Peng J， et al. Loss of ACS7 confers abiotic stress tolerance by modulating ABA sensitivity and accumulation in Arabidopsis［J］. J Exp Bot， 2011， 62：4875-4887.

（責任編輯 李楠）

Ethylene Signaling Pathway in Regulating Plant Response to Abiotic Stress

ZHAO He CHEN Shou-yi ZHANG Jin-song
（National Key Lab of Plant Genomics，Institute of Genetics and Developmental Biology，Chinese Academy of Sciences，Beijing 100101）

Ethylene is an important hormone which plays essential roles in regulating plant growth and development. Researches showed that ethylene was induced by different stresses and ethylene signal transduction participated in plant response to the stresses. In this review，we summarized the current advances in the role that ethylene played in regulating plant response to abiotic stresses，including drought，flooding and high salinity. Also， the potential uses and deficiencies of ethylene signaling in improving the stress tolerance of crops were discussed.

ethylene signaling transduction；abiotic stress；negative feedback regulation

2016-06-21

國家自然科學基金項目（31530004），國家“973”項目 （2015CB755702）

趙赫，男，博士研究生，研究方向：水稻乙烯信號轉導分子機制；E-mail：zhaohe@gengtics.ac.cn

張勁松，男，博士，研究員，研究方向：植物耐逆的分子機制及大豆功能基因組研究；E-mail：jszhang@genetics.ac.cn