馬培澤，宋憲波，劉 寧，姜月華，戴國華

缺血性心臟病已成為威脅人類生命健康的主要殺手，而心肌微血管內(nèi)皮細胞（CMECs）功能障礙一直是缺血性心臟病病因、發(fā)病機制及其防治研究領域中的熱點［1］。在體CMECs的功能受多種因素的影響，而體外培養(yǎng)的CMECs能否耐受缺氧，以及缺氧對CMECs活力及凋亡的影響還未明確。本研究通過大鼠CMECs培養(yǎng)，建立體外缺氧CMECs模型，觀察了缺氧對大鼠CMECs活力及凋亡的影響。

1 材料與方法

1.1 實驗動物 健康SPF級雄性SD大鼠，山東中醫(yī)藥大學實驗動物中心，SCXK（魯）2011 0003，體重220 g～280 g，普通基礎飼料飼喂。

1.2 主要儀器 倒置相差顯微鏡（德國Zeiss公司），CO2培養(yǎng)箱（美國Heraeus公司），三氣培養(yǎng)箱（美國an eppendorf公司），流式細胞儀（德國BECKMAN公司），低溫高速離心機（美國Thermo Scientific公司），酶聯(lián)免疫檢測儀（美國BIO-TEK公司）。

1.3 主要試劑 DMEM高糖培養(yǎng)基（美國Gibco公司），0.25%胰蛋白酶（北京Solarbio公司），胎牛血清（浙江天杭生物科技有限公司），PBS平衡液（上海碧云天生物技術(shù)有限公司），噻唑藍（MTT，北京Solarbio公司），二甲基亞楓（DMSO，美國Amresco公司），Annexin V-FITC細胞凋亡檢測試劑盒（杭州聯(lián)科生物有限公司）。

1.4 實驗方法

1.4.1 大鼠CMECs培養(yǎng)和鑒定 組織植塊法［2］。選用雄性SD大鼠，10%水合氯醛0.3 m L／100 g腹腔注射麻醉，75%乙醇浸泡消毒5 min。開胸、無菌剪下心臟，置于無菌培養(yǎng)皿中，去除大血管、左右心房、右心室、室間隔，眼科剪剪碎約2 mm3，滴加1 mL胎牛血清，均勻接種于2個培養(yǎng)瓶中，置37℃、5%CO2、飽和濕度的細胞孵育箱培養(yǎng)4 h讓組織塊貼牢，追加2 m L含20%胎牛血清的DMEM高糖培養(yǎng)基，24 h后換液一次，培養(yǎng)72 h左右組織塊周圍有大量細胞長出，去除組織塊，繼續(xù)培養(yǎng)，3 d換液一次。免疫細胞化學SABC法檢測Ⅷ因子相關抗原、CD31抗體免疫染色。胞漿中呈棕色著色，胞膜呈現(xiàn)黃褐色顆粒，表明培養(yǎng)的細胞為 CMECs［3］。

1.4.2 體外缺氧CMECs模型建立 將原代培養(yǎng)的CMECs進行無血清處理12 h以使細胞同步化，然后繼續(xù)置于無血清培養(yǎng)液中，在1%O2-94%N2-5%CO2低氧氣體環(huán)境中培養(yǎng)24 h制備低氧損傷模型。

1.4.3 實驗分組 低氧氣體環(huán)境中培養(yǎng)24 h的CMECs作為缺氧組（L組），以無血清常氧培養(yǎng)CMECs作為對照組（N組）。

1.4.4 倒置相差顯微鏡觀察細胞形態(tài) 倒置相差顯微鏡100倍視野下觀察缺氧前后CMECs形態(tài)變化及貼壁情況。

1.4.5 MTT比色法檢測細胞活力 兩組CMECs分別用含10%胎牛血清的培養(yǎng)液重懸，制成單細胞懸液，按每孔4 000個接種于2個96孔板中，每孔體積200 L，每組設6個復孔，并設置對照孔，加同等體積培養(yǎng)液，向每孔加入 MTT溶液（5 g／L）20 L，37℃繼續(xù)孵育4 h，終止培養(yǎng)。吸棄孔內(nèi)培養(yǎng)上清液，每孔加入150 L DMSO，振蕩10 min，酶聯(lián)免疫檢測儀于490 nm波長測定吸光度。

1.4.6 流式細胞儀檢測細胞凋亡 0.25%胰酶分別消化收集兩組細胞，將每個樣本細胞數(shù)調(diào)整為1～5×106個，1 000／min離心5 min，棄上清，PBS洗滌2次，1 000／min離心5 min，棄上清，每個樣本用約500μL的1×Binding Buffer重懸細胞；每個樣本中分別加入5μL的Annexin V-FITC和10μL的PI；避光搖均后黑暗中室溫孵育5 min；1 h內(nèi)上流式細胞儀檢測分析結(jié)果，總凋亡率為早期凋亡與晚期凋亡之和。

1.4.7 統(tǒng)計學處理 采用SPSS 17.0軟件分析。計量資料以均數(shù)±標準差±s）表示；兩組間比較采用獨立樣本t檢驗。以P＜0.05為差異有統(tǒng)計學意義。

2 結(jié) 果

2.1 大鼠CMECs的形態(tài)觀察 倒置相差顯微鏡下，細胞剛從組織塊游離出密度較低時呈星形或多邊形（見圖1A），當細胞生長至亞融合狀態(tài)，接近鋪滿培養(yǎng)瓶底壁時，呈短梭形并呈鋪路石狀生長（見圖1B），在部分區(qū)域可見管腔樣（見圖1C）或血管網(wǎng)絡狀結(jié)構(gòu)（見圖1D）。表明培養(yǎng)的細胞具備微血管內(nèi)皮細胞特征。

圖1 CMECs形態(tài)學特征

2.2 Ⅷ因子、CD31相關抗原免疫細胞化學染色鑒定 免疫細胞化學染色顯示，第Ⅷ因子相關抗原染色后，胞漿中呈棕色著色，核周染色最強（見圖2A）。CD31相關抗原免疫染色后，顯微鏡下可見內(nèi)皮細胞胞膜呈現(xiàn)黃褐色顆粒（見圖2B），陰性對照組未顯色（見圖2C）。證明所培養(yǎng)的細胞為微血管內(nèi)皮細胞。

圖2 免疫細胞化學鑒定

2.3 倒置相差顯微鏡觀察缺氧前后細胞形態(tài) 與缺氧前相比，缺氧后細胞形態(tài)未見明顯改變，細胞貼壁良好，很少有漂浮細胞。

2.4 缺氧對CMECs活力的影響 L組CMECs活力（0.53±0.025），N組CMECs活力（0.46±0.055），與 N 組比較，L組CMECs活力明顯增加（P＜0.05）。詳見表1。

2.5 缺氧對CMECs凋亡的影響 流式細胞儀檢測主要將每組測試細胞群區(qū)分為四個細胞亞群：左下象限Annexin V-FITC和PI染色均為陰性（即FITC-／PI-），代表正常細胞；左上象限PI單染（即FITC-／PI＋）代表壞死細胞；晚期凋亡壞死的細胞表現(xiàn)為右上象限Annexin V-FITC和PI染色均陽性（即FITC＋／PI＋）；右下象限 Annexin V-FITC單染陽性（即FITC＋／PI-），為早期凋亡的細胞。本實驗分析的是早期凋亡、晚期凋亡和總凋亡率。與N組相比，L組總凋亡率降低（P＜0．05），其中早期凋亡降低最明顯（P＜0.01）。詳見表1，見圖3。

表1 大鼠CMECs活力、細胞凋亡率（x±s） %

圖3 流式細胞儀檢測細胞凋亡

3 討 論

隨著缺血性心臟病發(fā)病率的升高，CMECs缺氧模型的體外培養(yǎng)也越來越受到學者的關注，但是以往的研究大多圍繞CMECs缺氧復氧模型展開，單純?nèi)毖鯇MECs的影響未見報道。本研究采用無血清培養(yǎng)液處理CMECs，置于三氣培養(yǎng)箱中，制作1%O2-94%N2-5%CO2低氧氣體環(huán)境，培養(yǎng)24 h成功制備了CMECs缺氧模型。三氣培養(yǎng)箱能夠通過控制氧氣和氮氣的輸入量，用傳感器來實現(xiàn)對氧含量的控制，進行O2、N2和CO2三氣控制，達到供氧減少的目的。該模型控制精確，可以設定不同的缺氧程度，而且由于進氣裝置有過濾膜，不易污染，是目前國際公認的制作細胞缺氧模型設備［4］。

在形態(tài)學上細胞核的形態(tài)變化為凋亡最典型的特征，也是判斷凋亡的最基本、最直接的指標之一［5］。對CMECs而言，形態(tài)學變化包括胞膜回縮、漂浮等表現(xiàn)。本研究鏡下觀察缺氧24 h對細胞形態(tài)沒有明顯影響，但是通過MTT測定細胞活力發(fā)現(xiàn)缺氧24 h CMECs活力明顯高于常氧組，表明CMECs能夠耐受短時間缺氧，這與劉健等［6］的研究結(jié)果一致，其研究發(fā)現(xiàn)缺氧24 h使肺動脈內(nèi)皮細胞活力增加，并認為其機制可能是缺氧通過代償引起線粒體增多，線粒體脫氫酶類活性增加所致。流式細胞儀檢測結(jié)果發(fā)現(xiàn)，缺氧組細胞凋亡率較常氧組細胞明顯降低，并且以早期凋亡減少為主。這與缺氧復氧CMECs活力及凋亡檢測的研究結(jié)果相反，CMECs缺氧復氧后細胞活力降低，凋亡增加［7］。本研究結(jié)果的原因可能是缺氧后改變了CMECs增殖相關蛋白激酶和細胞凋亡相關分子的表達，從而調(diào)節(jié)其細胞活力和凋亡，而缺氧復氧對細胞的損傷較單純?nèi)毖醺鼮閲乐?。雖然本實驗結(jié)果發(fā)現(xiàn)缺氧后CMECs活力增加，凋亡減少，但是反映其血管生成功能的增殖、遷移、成管的能力還未明確，有待進一步觀察。

此外，本實驗僅觀察了缺氧24 h對CMECs的影響，隨著缺氧時間的延長，CMECs活力及凋亡會發(fā)生怎樣的變化，目前還未明確；單純?nèi)毖跖c缺氧復氧對CMECs活力及凋亡影響的區(qū)別也有待進一步研究；不同缺氧時間對CMECs增殖與凋亡相關基因和蛋白表達的影響將進一步揭示缺氧狀態(tài)下CMECs增殖與凋亡的分子機制，隨著一系列相關研究的開展，CMECs在缺血性心臟病中的作用將會逐漸明確，并最終為缺血性心臟病的治療提供新的思路與方法。

［1］ 陳修，陳維洲，曾貴云.心血管藥理學［M］.第3版.北京：人民衛(wèi)生出版社，2002：192.

［2］ 馮兵，何作云，王德文，等.心肌微血管內(nèi)皮細胞培養(yǎng)及生物學特性的初步觀察［J］.微循環(huán)學，2000，10：19-21.

［3］ 唐標，曹蘇，康煥菊，等.大鼠心肌微血管內(nèi)皮細胞的體外培養(yǎng)［J］.江蘇醫(yī)藥，2010，36：941-942.

［4］ 龔敏，李樹清.體外培養(yǎng)細胞缺氧模型及特點［J］.臨床合理用藥，2011，4：157-158.

［5］ Choi DW，Maulucci GM，Kriegstein AR，et al．Glutamate neurotoxicity in cortical cell cuhure［J］.J Neurosci，1987，7：357-368.

［6］ 劉健，王培勇，羅德成，等.缺氧時體外培養(yǎng)的肺動脈內(nèi)皮細胞增殖和活力的改變［J］.中國病理生理雜志，1998，14：583-586.

［7］ 張彩峰，張靚，曹蘇，等.缺氧-復氧損傷大鼠心肌微血管內(nèi)皮細胞PI3K、Akt、HIF-1αmRNA的表達［J］.江蘇醫(yī)藥，2011，37：1748-1750.