林旭紅, 李永渝, 馮雅靜, 曹明華, 徐 菁, 李 琨, 馮佳燕, 余良英
(同濟(jì)大學(xué)醫(yī)學(xué)院病理生理教研室,同濟(jì)大學(xué)消化系統(tǒng)疾病研究所,上海200092)
大麻類(lèi)物質(zhì)包括植物大麻或其提取物,在治療胃腸道疾病方面具有悠久的歷史,但由于精神方面的副作用,限制了它們的應(yīng)用。近10年來(lái),隨著實(shí)驗(yàn)研究的不斷深入,大麻類(lèi)物質(zhì)藥理效應(yīng)的生物化學(xué)基礎(chǔ)已逐漸得到認(rèn)識(shí),不少作用專(zhuān)一、副作用小的大麻類(lèi)新制劑不斷被研制出來(lái)。目前已報(bào)道的大麻制品有60多種,它們與內(nèi)源性大麻素(cannabinoid,CB)一樣,主要通過(guò)大麻素1型(cannabinoid-1,CB1)受體和大麻素2型(cannabinoid-2,CB2)受體介導(dǎo),發(fā)揮對(duì)胃腸運(yùn)動(dòng)、免疫功能、食欲控制、上皮生長(zhǎng)和再生的調(diào)控作用,其中CB受體在胃腸運(yùn)動(dòng)調(diào)節(jié)方面的作用已得到廣泛認(rèn)可[1-3],本實(shí)驗(yàn)室前期研究也發(fā)現(xiàn),CB1受體參與生理及病理生理?xiàng)l件下大鼠、小鼠胃腸道運(yùn)動(dòng)功能的調(diào)節(jié),CB2受體調(diào)控胃腸道運(yùn)動(dòng)僅限于胃腸道的某些區(qū)域或某些疾病狀態(tài)[4]。
隨著對(duì)大麻制劑研究的不斷深入,最近在哺乳類(lèi)發(fā)現(xiàn)一種與CB1和CB2受體具有同源序列[5-6]、并表達(dá)與CB配體結(jié)合的關(guān)鍵氨基酸的G蛋白偶聯(lián)受體 55(G-protein-coupled receptor 55,GPR55),它能被一些 CB配體激活[7-8],因此認(rèn)為 GPR55是一種新的CB受體。針對(duì)這種新的CB受體的配體大麻二酚(cannabidiol,CBD)和O-1602是2種典型的非精神性新型大麻制劑,它們的毒副作用小,具有一定的抗炎作用,但與胃腸運(yùn)動(dòng)的關(guān)系仍不清楚。本文通過(guò)在體與離體實(shí)驗(yàn)研究,探討O-1602和CBD對(duì)脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)誘導(dǎo)的大鼠、小鼠小腸運(yùn)動(dòng)功能紊亂的影響;在此基礎(chǔ)上,用Western blotting檢測(cè)GPR55蛋白表達(dá)情況,ELISA法測(cè)定血清腫瘤壞死因子(tumor necrosis factor α,TNF-α)及白細(xì)胞介素6(interleukin 6,IL-6)水平,采用傳統(tǒng)的細(xì)胞內(nèi)微電極技術(shù)觀察O-1602和CBD對(duì)平滑肌細(xì)胞膜電位的影響,用定磷法測(cè)定平滑肌組織Ca2+-ATP酶(Ca2+-ATPase)的活性,旨在闡明其作用機(jī)制,為其可能的開(kāi)發(fā)應(yīng)用提供理論依據(jù)和實(shí)驗(yàn)依據(jù)。
1.1 動(dòng)物及分組 8~10周C57BL小鼠(18~20 g)36只,雌雄各半,購(gòu)自第二軍醫(yī)大學(xué)動(dòng)物中心。實(shí)驗(yàn)前禁食不禁水12 h,隨機(jī)分為6組:對(duì)照組、感染性腸紊亂組、CBD組、O-1602組、CBD+LPS組和O-1602+LPS組。參照Li等[4]的方法制備感染性腸運(yùn)動(dòng)紊亂模型,即小鼠腹腔注射LPS組400 μg/kg。對(duì)照組以等體積生理鹽水代替LPS,CBD+LPS組和O-1602+LPS組在造模前10 min腹腔分別注射1 mg/kg CBD和1 mg/kg O-1602。
1.2 小鼠上消化道轉(zhuǎn)運(yùn)功能測(cè)定 參照前期實(shí)驗(yàn)方法[4]檢測(cè)不同處理組小鼠小腸的排推功能。即:單獨(dú)注射藥物30 min或合用LPS后,小鼠每10 g體重灌胃0.1 mL碳末懸液。灌胃后20min頸椎脫臼處死動(dòng)物,馬上移除幽門(mén)至盲腸段小腸,測(cè)量碳末移行的距離,計(jì)算碳末占整個(gè)小腸的百分比,結(jié)果表示為各組小腸排推率占對(duì)照組的百分比。同時(shí)心臟取血,離心取血清,留取回腸迅速投入-80℃冰箱備用。
1.3 Western blotting法測(cè)定小鼠小腸GPR55蛋白含量 取小鼠回腸組織加入蛋白裂解液[組成:HEPES 25 mmol/L(pH 7.5),EDTA 1 mmol/L,NaCl 150 mmol/L,MgCl210 mmol/L,PMSF 1 mmol/L,加入1%乙基苯基聚乙二醇(Nonidet P-40,NP-40),2%甘油(glycerol),10 mg/L抑肽酶(aprotinin)],勻漿,充分裂解后離心取上清液,檢測(cè)樣品蛋白濃度(BCA,上海申能博彩)。等濃度樣品加入5×上樣緩沖液(碧云天生物技術(shù)研究所),95℃煮沸10 min使蛋白變性。將樣品(40 μg蛋白)在4%~10%Tris-SDS-PAGE膠中電泳1.5 h,轉(zhuǎn)移到硝酸纖維素膜上,5%脫脂牛奶封閉1 h,滴加GPR55多克隆抗體(1∶500 稀釋?zhuān)珻aymen Chemical),4 ℃孵育過(guò)夜,滴加羊抗兔IgG-HRP(1∶1 000稀釋?zhuān)痊斕厣镝t(yī)藥上海有限公司),室溫孵育 1 h,用 ImageQuant LAS4000 Mini化學(xué)發(fā)光成像分析儀檢測(cè)蛋白條帶,內(nèi)參照用β-actin單克隆抗體(1∶1 000稀釋?zhuān)琒igma)檢測(cè)。
1.4 血清TNF-α和IL-6水平檢測(cè) 按ELISA試劑盒(R&D)說(shuō)明書(shū)步驟操作。
2.1 動(dòng)物及分組 在自發(fā)性收縮實(shí)驗(yàn)(200~250 g雄性SD大鼠36只,購(gòu)自中科院上海動(dòng)物中心)、電刺激誘導(dǎo)的收縮實(shí)驗(yàn)(18~20 g C57BL小鼠36只,購(gòu)自Charles River)、膜電位實(shí)驗(yàn)(18~20 g雄性ICR小鼠36只,購(gòu)自中科院上海動(dòng)物中心)和Ca2+-AT-Pase測(cè)定實(shí)驗(yàn)(18~20 g雄性ICR小鼠36只,購(gòu)自中科院上海動(dòng)物中心)中各隨機(jī)分為6大組:對(duì)照組、感染性腸運(yùn)動(dòng)紊亂組、CBD組(10-9mol/L~10-7mol/L)、O-1602組(10-9mol/L~10-7mol/L)、CBD+LPS(10-9mol/L~10-7mol/L)組和O-1602+LPS組(10-9mol/L~10-7mol/L)。
2.2 器官浴槽記錄大鼠回腸自發(fā)性收縮 大鼠禁食12 h,麻醉下頸椎脫臼處死,迅速取出近端回腸,參照Bashashati等[9]的方法制備回腸肌條。肌條在1 g的前負(fù)荷下收縮,標(biāo)本至少穩(wěn)定60 min(每隔15 min用新鮮37℃ Kreb’s液沖洗肌條)后開(kāi)始實(shí)驗(yàn)。
待肌條自發(fā)收縮活動(dòng)平穩(wěn)后開(kāi)始向浴槽內(nèi)加藥,包括單獨(dú)加 LPS,再進(jìn)行O-1602(10-9mol/L、10-8mol/L 和 10-7mol/L)或 CBD(10-9mol/L、10-8mol/L和10-7mol/L)分別與LPS(1.5 mg/L)共孵育的研究(非累積性給藥),觀察肌條收縮情況的變化。每種藥物濃度觀察20 min,再加入下一個(gè)濃度。實(shí)驗(yàn)結(jié)束時(shí),加入10-4mol/L乙酰膽堿(acetylcholine,ACh)檢測(cè)組織反應(yīng)性,選擇反應(yīng)良好的肌條進(jìn)行統(tǒng)計(jì)。用SMUP-E4生物電信號(hào)處理系統(tǒng)(上海嘉龍教學(xué)儀器廠)記錄組織收縮情況,以加藥前5 min作為對(duì)照反應(yīng),結(jié)果表示為加藥后15~20 min內(nèi)平滑肌收縮活動(dòng)平均振幅的變化(g)。
2.3 小鼠電刺激誘導(dǎo)的收縮活性 回腸肌條制備同上,肌條的一端固定于肌槽底部與電極夾相連的掛鉤上,另一端穿過(guò)2個(gè)相距0.6 cm的環(huán)形鉑電極,以絲線連接張力換能器。標(biāo)本平衡后開(kāi)始進(jìn)行電刺激,分別選 1 Hz、2 Hz、5 Hz、10 Hz、20 Hz 和 50 Hz,刺激參數(shù)為:每種頻率連續(xù)2次用恒定電壓脈沖40 V、0.5 ms刺激,每5 min一次,每次持續(xù)10 s。加藥方法同前,平滑肌收縮變化用Hellige耦合器和放大器(Orbeco-Hellige)放大,用Spike軟件記錄。加藥前連續(xù)3次電刺激誘導(dǎo)的收縮均值作為對(duì)照反應(yīng),結(jié)果表示為加藥后15~20 min內(nèi)平滑肌收縮活動(dòng)平均振幅的變化(g)。
2.4 小鼠回腸平滑肌細(xì)胞膜電位及慢波的記錄同上處死小鼠取出小腸,在碳酸氫鹽緩沖液中沿腸系膜側(cè)剪開(kāi)小腸。在體視顯微鏡下去除粘膜層,制備空腸平滑肌組織(2 mm寬,5 mm長(zhǎng)),將組織固定于硅膠板,置于組織浴槽底部,孵育在37℃ Kreb’s液,充以氧氣和二氧化碳,以2 mL/min的速度持續(xù)灌流,穩(wěn)定2 h。采用傳統(tǒng)的細(xì)胞內(nèi)微電極技術(shù)記錄平滑肌細(xì)胞細(xì)胞內(nèi)電反應(yīng)[10]包括膜電位(membrane potential,Em)和慢波。具體方法如下:將尖端直流阻抗為50~80 MΩ,充滿0.5 mol/L KCl的玻璃微電極[外直徑1.5 mm,內(nèi)直徑0.84 mm,拉制參數(shù):加熱溫度(heater)9.25,亞磁力(megnet)6,磁力(main megnet)9]固定在微電極操縱器上,調(diào)節(jié)操縱器,將電極尖端推進(jìn)至標(biāo)本表面,刺入細(xì)胞,記錄電反應(yīng),所記錄的慢波電位通過(guò)高輸入阻抗放大器放大信號(hào)。在獲得小鼠小腸平滑肌細(xì)胞基礎(chǔ)膜電位活動(dòng)后,在灌流液中加入不同濃度的O-1602、CBD或LPS,或LPS與以上大麻制劑同用,觀測(cè)其對(duì)膜電位活動(dòng)及慢波的影響。
2.5 小鼠回腸平滑肌組織Ca2+-ATPase測(cè)定 同上制備小鼠平滑肌肌條,精確稱(chēng)重組織,以0.9%生理鹽水稀釋制成10%勻漿,分別于250 μL回腸平滑肌組織勻漿液中加入各組藥物,使CBD和O-1602終濃度分別為10-7mol/L、10-8mol/L和10-9mol/L,LPS終濃度為1.5 mg/L。反應(yīng)2 min后,加入2.5%戊二醛100 μL,終止反應(yīng),根據(jù)預(yù)試結(jié)果,樣本稀釋10倍進(jìn)行酶促反應(yīng),檢測(cè) Ca2+-ATPase(南京建成生物科技有限公司),具體操作按說(shuō)明書(shū)進(jìn)行。同時(shí)用BCA蛋白定量試劑盒(上海申能博彩)測(cè)定組織蛋白濃度。以每小時(shí)每毫克組織蛋白中ATP酶分解ATP產(chǎn)生1 μmol無(wú)機(jī)磷的量為一個(gè)ATP酶活力單位[即 mmolPi·(g protein)-1·h-1],公式:ATPase 活力[103U·(g protein))-1]=[(測(cè)定管A值-對(duì)照管A值)/(標(biāo)準(zhǔn)管A值-空白管A值)]×標(biāo)準(zhǔn)管濃度(0.02 mmol·L-1)×6×10/蛋白濃度(g protein·L-1)。
應(yīng)用SPSS 11.5統(tǒng)計(jì)軟件分析,數(shù)據(jù)以均數(shù)±標(biāo)準(zhǔn)誤(ˉ±sE)表示,先用Levene方法進(jìn)行方差齊性檢驗(yàn),若樣本所來(lái)自總體符合方差齊性要求,則對(duì)其進(jìn)行單因素方差分析(ANOVA),隨后再進(jìn)行Dunnett’s檢驗(yàn)分析;若樣本所來(lái)自總體的方差不齊,采用非參數(shù)檢驗(yàn)(Kruskal-Wallis檢驗(yàn))。以P<0.05為差異有統(tǒng)計(jì)學(xué)意義。
對(duì)照組小鼠小腸推進(jìn)率為100%,O-1602和CBD腹腔注射均不影響正常小鼠上消化道轉(zhuǎn)運(yùn),而LPS非常顯著減慢上消化道轉(zhuǎn)運(yùn)(74.2% ±3.6%,P<0.05),說(shuō)明在感染狀態(tài)下,胃腸傳輸功能明顯下降,表現(xiàn)為傳輸速度較正常組顯著減慢。CBD預(yù)處理明顯逆轉(zhuǎn)LPS導(dǎo)致的上消化道轉(zhuǎn)運(yùn)減慢(124.5%±9.4%,P<0.05),見(jiàn)表1,O-1602未發(fā)揮明顯的拮抗效應(yīng)。
表1 O-1602或CBD對(duì)小鼠上消化道轉(zhuǎn)運(yùn)功能的影響Table 1.Effect of O-1602 or CBD on upper gastrointestinal(GI)transit in mice(%.±sE.n=6)
表1 O-1602或CBD對(duì)小鼠上消化道轉(zhuǎn)運(yùn)功能的影響Table 1.Effect of O-1602 or CBD on upper gastrointestinal(GI)transit in mice(%.±sE.n=6)
*P<0.05 vs control group;#P<0.05 vs LPS group.
Treatment Upper GI transit Control 100.0±6.5 CBD 102.2±7.0 O-1602 106.2±4.5 LPS 66.6±3.6*CBD+LPS 116.7±9.4#O-1602+LPS 89.5±3.9
與未處理組比較,O-1602和CBD單獨(dú)應(yīng)用均不影響小鼠回腸GPR55蛋白表達(dá),腹腔注射LPS后,回腸組織GPR55蛋白表達(dá)水平明顯增高(P<0.01),CBD預(yù)處理顯著降低LPS導(dǎo)致的GPR55表達(dá)的升高(P<0.01),O-1602對(duì)LPS的效應(yīng)則無(wú)明顯作用,見(jiàn)圖1。
如圖2所示,腹腔注射LPS后,小鼠血清TNF-α和IL-6水平明顯升高(P<0.01),提示LPS處理后促炎機(jī)制被激活。同時(shí),我們發(fā)現(xiàn)O-1602對(duì)2種細(xì)胞因子水平均無(wú)明顯影響(P>0.05),CBD拮抗LPS導(dǎo)致的大鼠血清IL-6水平升高(P<0.01),但不影響TNF-α水平(P>0.05)。
Figure 1.Effect of O-1602 or CBD on the expression of GPR55 protein in mice ileum.±sE.n=6.**P<0.01 vs control;##P<0.01 vs LPS group.圖1 O-1602或CBD對(duì)小鼠回腸GPR55蛋白表達(dá)的影響
Figure 2.Effect of CBD or O-1602 on the levels of TNF-α(A)and IL-6(B)in serum of mice.±sE.n=6.**P<0.01 vs control;##P<0.01 vs LPS.圖2 CBD或O-1602對(duì)小鼠血清TNF-α和IL-6的影響
10-9mol/L和10-8mol/L O-1602均不影響回腸收縮,而10-7mol/L O-1602明顯抑制回腸自發(fā)性收縮,與對(duì)照組相比,下降至67.9% ±8.7%,P<0.05,見(jiàn)圖3A,但對(duì)LPS抑制回腸收縮無(wú)明顯作用。單獨(dú)應(yīng)用LPS抑制大鼠回腸自發(fā)性收縮,與對(duì)照組相比,下降至59.5%±7.4%,P<0.01,見(jiàn)圖3B。
CBD對(duì)正常肌條自發(fā)性收縮無(wú)明顯影響,但LPS造模前、后10 min應(yīng)用CBD(劑量為10-9mol/L、10-8mol/L、10-7mol/L)可阻斷 LPS對(duì)回腸自發(fā)性收縮的效應(yīng),即逆轉(zhuǎn)LPS對(duì)回腸收縮的抑制,從LPS組59.5% ±7.4%分別升高至79.7% ±6.1%,P<0.05;99.1% ±3.7%,P<0.01;96.3% ±8.3%,P<0.01,見(jiàn)圖3B。
Figure 3.Effect of O-1602 on the spontaneous contraction of the isolated rat uleum(A)and effect of CBD on LPS-induced contraction disturbances in the isolated rat ileum(B).±sE.n=6.*P<0.05,**P<0.01 vs control,#P<0.05,##P<0.01 vs LPS.圖3 O-1602對(duì)大鼠回腸自發(fā)性收縮的影響和CBD對(duì)LPS導(dǎo)致的大鼠回腸收縮紊亂的影響
電刺激引起小鼠回腸規(guī)律性的相位性收縮,隨著刺激頻率的增高,收縮振幅逐漸升高,10 Hz~20 Hz刺激時(shí)變化最明顯,至50 Hz時(shí)達(dá)到最大收縮,見(jiàn)圖4。我們選用10 Hz作為后續(xù)研究的基礎(chǔ)。單獨(dú)應(yīng)用O-1602使收縮幅度分別降至86.6%±11.7%、82.2%±9.0%和76.9%±10.3%(P>0.05,P>0.05,P<0.05),但CBD不影響這種收縮活動(dòng),見(jiàn)圖5。而模型組失去這種收縮模式,腸蠕動(dòng)明顯加速,見(jiàn)圖6,LPS組在用藥后5 min時(shí)收縮力即開(kāi)始升高,而且收縮的改變隨時(shí)間延長(zhǎng)而明顯,至30 min時(shí)與對(duì)照組比,升至179.0%±12.7%(P<0.01)。如圖6所示,O-1602加入LPS預(yù)處理的回腸肌條孵育后,在有效濃度范圍內(nèi)呈濃度依賴性抑制LPS對(duì)腸段收縮的促進(jìn)作用(167.9% ±18.1%,P<0.05;150.1%±16.7%,P<0.01;142.3%±15.5%,P<0.01);CBD對(duì)LPS導(dǎo)致的胃腸運(yùn)動(dòng)紊亂的影響與O-1602類(lèi)似,其對(duì)腸段收縮的抑制程度分別為156.5%±13.2%(P<0.01)、156.3%±12.0%(P<0.01)和153.2% ±10.9%(P<0.01)。
Figure 4.Electrically-evoked frequency-dependent contraction of mouse ileum.±sE.n=6.圖4 電刺激誘導(dǎo)的小鼠回腸頻率依賴性收縮
Figure 5.Effect of O-1602 or CBD on electrically-evoked(10 Hz)contraction of mouse ileum.±sE.n=6.*P<0.05 vs control.圖5 O-1602或CBD對(duì)10 Hz電刺激誘導(dǎo)的小鼠回腸收縮的影響
各濃度的O-1602和CBD對(duì)小鼠回腸平滑肌細(xì)胞膜電位無(wú)明顯影響(P>0.05),慢波振幅也沒(méi)有顯著改變(P>0.05);在LPS處理的回腸組織,O-1602和CBD對(duì)降低的平滑肌細(xì)胞膜電位均無(wú)明顯作用(P>0.05)。
如圖7所示,正常小鼠平滑肌組織Ca2+-ATPase活性為(4.7±0.6)×103U· (g protein)-1,高濃度(10-7mol/L)O-1602明顯增強(qiáng)平滑肌組織肌漿網(wǎng)Ca2+-ATPase活性[(17.6±1.4)×103U· (g protein)-1,P<0.01],而各濃度CBD 均不影響 Ca2+-ATPase活性;LPS處理后,其平滑肌組織 Ca2+-ATPase活性顯著增強(qiáng)[(29.7±6.9)×103U·(g protein)-1,P<0.01],單獨(dú)以各濃度CBD預(yù)處理后,10-8mol/L和10-7mol/L均可逆轉(zhuǎn)LPS對(duì)平滑肌組織Ca2+-ATPase活性的升高效應(yīng),與LPS組相比,差異顯著[分別為(16.4±5.9)×103U·(g protein)-1和(14.6±3.5)×103U·(g protein)-1,P <0.05]。O-1602對(duì)LPS升高平滑肌細(xì)胞Ca2+-ATPase活性的作用無(wú)明顯影響(P>0.05)。
Figure 6.Effect of O-1602 or CBD on LPS-induced electrically-evoked contraction disorder of mouse ileum. ± sE.n=6.**P <0.01 vs control;#P <0.05,##P <0.01 vs LPS.圖6 O-1602或CBD對(duì)LPS誘導(dǎo)的小鼠回腸電刺激收縮紊亂的影響
胃腸道(gastrointestine,GI)運(yùn)動(dòng)紊亂發(fā)生于多種情況,是多種不同病因和發(fā)病機(jī)制所導(dǎo)致的一系列疾病的共同表現(xiàn),尤其是炎癥相關(guān)GI疾病引起的小腸運(yùn)動(dòng)紊亂,常導(dǎo)致GI內(nèi)過(guò)度增殖的腸道病原菌釋放腸毒素,由此加重GI運(yùn)動(dòng)紊亂。因此對(duì)其發(fā)病機(jī)制的探究及有效治療藥物的尋求一直是這一領(lǐng)域的熱點(diǎn)課題。
在體LPS模型被經(jīng)常用來(lái)作為大、小鼠感染性腸運(yùn)動(dòng)紊亂模型[11],我們?cè)谇捌诠ぷ鞯幕A(chǔ)上,采用400 μg/kg腹腔注射復(fù)制小腸運(yùn)動(dòng)紊亂模型,結(jié)果表明,小鼠小腸運(yùn)動(dòng)明顯受損,表現(xiàn)為上消化道轉(zhuǎn)運(yùn)功能明顯抑制。多項(xiàng)研究[12-14]表明,電刺激導(dǎo)致肌肉穩(wěn)定的單相收縮,這種收縮反應(yīng)是由膽堿能和神經(jīng)介導(dǎo)的由乙酰膽堿從腸神經(jīng)釋放引起的,因?yàn)檫@種反應(yīng)被阿托品和河豚毒素完全阻斷,通過(guò)觀察體外小鼠回腸與LPS共孵育時(shí)平滑肌收縮振幅的改變,我們發(fā)現(xiàn)在10 Hz刺激頻率下,LPS明顯促進(jìn)小鼠回腸平滑肌收縮,這一效應(yīng)發(fā)生快,并有明顯的時(shí)間依賴性,至30min時(shí)達(dá)到高峰,這在 Duncan等[12]和Bashashati等[9]的研究中得到證實(shí)。而在自發(fā)性收縮的研究中,相同濃度的LPS明顯抑制大鼠回腸平滑肌收縮,說(shuō)明不同收縮方式對(duì)LPS顯示不同的反應(yīng)。較多研究認(rèn)為,LPS導(dǎo)致腸運(yùn)動(dòng)紊亂的機(jī)制主要涉及促炎介質(zhì)損傷肌肉收縮和/或降低肌層神經(jīng)叢神經(jīng)遞質(zhì)釋放[15-17],LPS通過(guò)激活腸肌層及腸外肌層大量巨噬細(xì)胞,分泌眾多細(xì)胞因子和炎癥介質(zhì),進(jìn)一步影響胃腸道運(yùn)動(dòng),本實(shí)驗(yàn)中也見(jiàn)到LPS處理的小鼠血清TNF-α和IL-6水平明顯升高。
研究表明,多種CB制劑可用來(lái)治療胃腸道動(dòng)力相關(guān)疾病,并主要通過(guò)CB1、CB2受體發(fā)揮作用,但由于其同時(shí)激活腦內(nèi)CB1受體引起精神作用,限制了它們?cè)谂R床的應(yīng)用。在過(guò)去的幾年中,大麻類(lèi)物質(zhì)對(duì)GPR55的藥理作用已得到深入研究,然而還存在爭(zhēng)議[18],并且沒(méi)有充足證據(jù)證明位于腸道的GPR55的功能。本課題組前期研究發(fā)現(xiàn),GPR55 mRNA在大鼠十二指腸、回腸和結(jié)腸均有表達(dá),且回腸量最多,免疫組織化學(xué)結(jié)果顯示GPR55主要存在于大鼠十二指腸、回腸和結(jié)腸肌層神經(jīng)叢[19],本實(shí)驗(yàn)中也觀察到,小鼠回腸也有GPR55表達(dá),有趣的是,在小鼠炎癥腸道,GPR55表達(dá)在蛋白水平明顯上調(diào),提示炎癥時(shí)GPR55受體激活,可能參與病理狀態(tài)下胃腸功能(包括運(yùn)動(dòng)功能)的調(diào)節(jié),這一發(fā)現(xiàn)與經(jīng)典CB受體相似[20]。CBD為植物大麻中研究得最透徹的非精神性生物活性成分,是GPR55受體拮抗劑,近年發(fā)現(xiàn)也有反向激動(dòng)的作用;而O-1602是人工合成的CBD類(lèi)似物,作為潛在的GPR55激動(dòng)劑,在某些病理過(guò)程中均發(fā)揮重要作用。本研究發(fā)現(xiàn),單獨(dú)應(yīng)用O-1602和CBD不影響GPR55表達(dá),在LPS導(dǎo)致的炎癥腸道,CBD明顯降低GPR55蛋白表達(dá),同時(shí)有效降低小鼠血清IL-6水平,這與我們課題組的另一項(xiàng)胰腺炎研究中得到的結(jié)果相吻合[21],提示CBD在體內(nèi)通過(guò)抗炎機(jī)制改善小腸運(yùn)動(dòng)。
Figure 7.Effects of O-1602,CBD and LPS on the activity of Ca2+-ATPase in smooth muscle tissues.±sE.n=6.**P<0.01 vs control;#P<0.05 vs LPS.圖7 O-1602、CBD和LPS對(duì)平滑肌組織Ca2+-ATPase活性的影響
胃腸道平滑肌是胃腸道動(dòng)力的核心單位,各種因素最終都要通過(guò)胃腸道平滑肌來(lái)發(fā)揮調(diào)控胃腸道動(dòng)力的作用,體外實(shí)驗(yàn)中我們發(fā)現(xiàn),各濃度的CBD對(duì)10Hz電刺激誘導(dǎo)的收縮無(wú)明顯影響,在LPS導(dǎo)致的10Hz電刺激收縮紊亂模型,CBD預(yù)處理可以逆轉(zhuǎn)LPS的效應(yīng),這與文獻(xiàn)報(bào)道的CBD抗痙攣?zhàn)饔靡恢拢?2]。而在自發(fā)性收縮的研究中,CBD對(duì)正常肌條自發(fā)性收縮無(wú)明顯影響,在劑量為10-9mol/L、10-8mol/L和10-7mol/L時(shí)阻斷LPS對(duì)回腸自發(fā)性收縮的效應(yīng),即逆轉(zhuǎn)LPS對(duì)回腸收縮的抑制,提示CBD對(duì)病理腸道發(fā)揮雙向調(diào)節(jié)作用,主要取決于病理腸道的狀態(tài)。O-1602(10-7mol/L)抑制小鼠回腸平滑肌電刺激引起的收縮幅度,并在一定程度拮抗LPS引起的電刺激收縮的加強(qiáng),但不影響病理狀態(tài)下回腸自發(fā)性收縮。這表明,在正常大、小鼠,CBD不改變回腸收縮活性,也不改變膽堿能運(yùn)動(dòng)功能;病理狀態(tài)下,CBD不僅改變平滑肌收縮活性,而且改變膽堿能運(yùn)動(dòng)功能。高濃度的O-1602可以改變正常小腸平滑肌的收縮活性,又可通過(guò)突觸前GPR55抑制膽堿能運(yùn)動(dòng)功能;在病理狀態(tài)下,O-1602可通過(guò)抑制膽堿能運(yùn)動(dòng)功能,減輕LPS導(dǎo)致的小腸運(yùn)動(dòng)紊亂。
胃腸道平滑肌細(xì)胞膜電位是影響平滑肌反應(yīng)性,進(jìn)而改變其舒縮活動(dòng)的主要因素,前期實(shí)驗(yàn)中我們發(fā)現(xiàn)針對(duì)經(jīng)典CB1和CB2受體的相關(guān)CB制劑對(duì)小腸運(yùn)動(dòng)功能的影響與平滑肌細(xì)胞膜電位之間有一定聯(lián)系。為了進(jìn)一步明確O-1602和CBD對(duì)小腸運(yùn)動(dòng)的作用機(jī)制,我們觀察了二者對(duì)小腸平滑肌細(xì)胞膜電位和慢波的影響,結(jié)果發(fā)現(xiàn),O-1602和CBD這兩種新制劑在生理及病理生理狀態(tài)下對(duì)平滑肌細(xì)胞內(nèi)的電變化均無(wú)明顯影響,說(shuō)明它們與經(jīng)典CB受體的配體作用機(jī)制有所不同,其胃腸動(dòng)力效應(yīng)可能不包括平滑肌細(xì)胞膜電位的改變,這一結(jié)論需要進(jìn)一步測(cè)定電壓依賴性鈣通道(voltage-dependent calcium channel,VDCC)等離子通道電流加以確定。
對(duì)平滑肌收縮來(lái)說(shuō),需要有起細(xì)胞的興奮、傳導(dǎo)、電-機(jī)械偶聯(lián)等多個(gè)環(huán)節(jié)。Ca2+濃度是平滑肌收縮反應(yīng)中的關(guān)鍵因素。Ca2+-ATPase存在于細(xì)胞膜及內(nèi)質(zhì)網(wǎng)/肌漿網(wǎng)上,是肌漿網(wǎng)中含量最豐富的蛋白,對(duì)建立跨膜的離子梯度,維持細(xì)胞膜電位、正常細(xì)胞生理活動(dòng)和代謝,具有重要作用,是調(diào)節(jié)鈣穩(wěn)態(tài)的最重要物質(zhì),平滑肌細(xì)胞舒張期胞漿內(nèi)Ca2+濃度下降的70%~90%的鈣離子是通過(guò)它回?cái)z取的,因此,可以將腸道組織Ca2+-ATPase活力作為腸道能量代謝及功能損傷的重要指標(biāo)。為了明確O-1602和CBD的作用途徑,我們測(cè)定了平滑肌組織Ca2+-ATPase的活性,結(jié)果發(fā)現(xiàn),LPS和高濃度的O-1602均能明顯增強(qiáng)小鼠空腸平滑肌組織Ca2+-ATPase活性,從而增加Ca2+經(jīng)細(xì)胞內(nèi)向胞外的轉(zhuǎn)運(yùn),達(dá)到減少胞內(nèi)Ca2+、抑制平滑肌收縮的效應(yīng);而CBD單獨(dú)應(yīng)用對(duì)平滑肌組織Ca2+動(dòng)員無(wú)明顯影響,但可以拮抗LPS導(dǎo)致的Ca2+-ATPase活性的增強(qiáng)。以上結(jié)果與最近的一項(xiàng)CBD在神經(jīng)系統(tǒng)通過(guò)調(diào)節(jié)鈣穩(wěn)態(tài),介導(dǎo)神經(jīng)保護(hù)的研究結(jié)果相似[23]。在本實(shí)驗(yàn)條件下,低劑量O-1602不動(dòng)員胞內(nèi)Ca2+,在高濃度時(shí)顯示抑制Ca2+的效應(yīng),但對(duì)LPS導(dǎo)致的Ca2+-ATPase活性升高沒(méi)有影響,這與其對(duì)回腸肌條自發(fā)性收縮的結(jié)果一致。以上結(jié)果表明,O-1602和CBD對(duì)Ca2+-ATPase活性的調(diào)節(jié)可能是影響回腸平滑肌自發(fā)性收縮的機(jī)制之一。
總之,我們的結(jié)果表明,在體內(nèi),CBD通過(guò)抗炎作用有效改善小腸運(yùn)動(dòng);在體外,O-1602和CBD選擇性拮抗LPS導(dǎo)致的小腸運(yùn)動(dòng)紊亂,其機(jī)制不是通過(guò)改變平滑肌細(xì)胞膜電位,而可能與其調(diào)節(jié)Ca2+-ATPase活性有關(guān)。
[1] Pinto L,Izzo AA,Cascio MG,et al.Endocannabinoids as physiological regulators of colonic propulsion in mice[J].Gastroenterology,2002,123(1):227-234.
[2] Hornby PJ,Prouty SM.Involvement of cannabinoid receptors in gut motility and visceral perception[J].Br J Pharmacol,2004,141(8):1335-1345.
[3] Pinto L,Capasso R,Di Carlo G,et al.Endocannabinoids and the gut[J].Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids,2002,66(2-3):333-341.
[4] Li YY,Li YN,Ni JB,et al.Involvement of cannabinoid-1 and cannabinoid-2 receptors in septic ileus[J].Neurogastroenterol Motil,2010,22(3):350-357,e88.
[5] Brown AJ,Wise A.Identication of modulators of GPR55 activity:USA,WO2001086305[P].2003-06-19.
[6] Drmota T,Greasley P,Groblewski T.Screening assays for cannabinoid-ligand type modulators of GPR55:USA,WO2004074844[P].2006-08-31.
[7] Brown AJ,Ueno S,Suen K,et al.Molecular identification of GPR55 as a third G protein-coupled receptor responsive to cannabinoid ligands[C]∥International Cannabinoid Research Society.Symposium on the Cannabinoids,Burlington,Vermont,USA,2005:16.
[8] Sj?gren S,Ryberg E,Lindblom A,et al.A new receptor for cannabinoid ligands[C]∥International Cannabinoid Research Society.Symposium on the Cannabinoids,Burlington,Vermont,USA,2005:106.
[9] Bashashati M,Storr MA,Nikas SP,et al.Inhibiting fatty acid amide hydrolase normalizes endotoxin-induced enhanced gastrointestinal motility in mice[J].Br J Pharmacol,2012,165(5):1556-1571.
[10] Kim YC,Suzuki H,Xu WX,et al.Voltage-dependent Ca2+current identified in freshly isolated interstitial cells of Cajal(ICC)of guinea-pig stomach[J].Korean J Physiol Pharmacol,2008,12(6):323–330.
[11] Schwarz NT,Engel B,Eskandari MK,et al.Lipopolysaccharide preconditioning and cross-tolerance:the induction of protective mechanisms for rat intestinal ileus[J].Gastroenterology,2002,123(2):586-598.
[12] Duncan M,Mouihate A,Mackie K,et al.Cannabinoid CB2receptors in the enteric nervous system modulate gastrointestinal contractility in lipopolysaccharide-treated rats[J].Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol,2008,295(1):G78-G87.
[13] Storr MA,Bashashati M,Hirota C,et al.Differential effects of CB1neutral antagonists and inverse agonists on gastrointestinal motility in mice[J].Neurogastroenterol Motil,2010,22(7):787-796,e223.
[14] Jamontt JM,Molleman A,Pertwee RG,et al.The effects of Δ9-tetrahydrocannabinol and cannabidiol alone and in combination on damage,inflammation and in vitro motility disturbances in rat colitis[J].Br J Pharmacol,2010,160(3):712-723.
[15] Collins SM.The immunomodulation of enteric neuromuscular function:implications for motility and inflammatory disorders[J].Gastroenterology,1996,111(6):1683-1699.
[16] Jacobson K,McHugh K,Collins SM.The mechanism of altered neural function in a rat model of acute colitis[J].Gastroenterology,1997,112(1):156-162.
[17] Kinoshita K,Hori M,F(xiàn)ujisawa M,et al.Role of TNF-α in muscularis inflammation and motility disorder in a TNBS-induced colitis model:clues from TNF-α-deficient mice[J].Neurogastroenterol Motil,2006,18(7):578-588.
[18] Pertwee RG.GPR55:a new member of the cannabinoid receptor clan?[J].Br J Pharmacol,2007,152(7):984-986.
[19] Lin XH,Yuece B,Li YY,et al.A novel CB receptor GPR55 and its ligands are involved in regulation of gut movement in rodents[J].Neurogastroenterol Motil,2011,23(9):862-870,e342.
[20] Di Marzo V,Izzo AA.Endocannabinoid overactivity and intestinal inflammation[J].Gut,2006,55(10):1373-1376.
[21] 馮佳燕,李 琨,林旭紅,等.新型大麻制劑O-1602和CBD減輕小鼠實(shí)驗(yàn)性急性胰腺炎的機(jī)制研究[J].中國(guó)病理生理雜志,2011,27(3):539-544.
[22] Carlini EA,Cunha JM.Hypotonic and antiepileptic effects of cannabidiol[J].J Clin Pharmacol,1981,21(Suppl 8-9):417S-427S.
[23] Ryan D,Drysdale AJ,Lafourcade C,et al.Cannabidiol targets mitochondria to regulate intracellular Ca2+levels[J].J Neurosci,2009,29(7):2053-2063.