李烽 錢玲玲 王如興

研究發(fā)現(xiàn)糖尿病(diabetes mellitus,DM)可致多種心律失常,包括房性心律失常、室性心律失常甚至猝死等惡性心律失常[1-2]。DM 致心律失常的相關機制復雜多樣,主要涉及心肌電重構、心肌結構重構、心臟自主神經(jīng)功能紊亂及炎癥氧化應激等[3-4]。其中,心肌電重構是以心肌細胞跨膜離子流紊亂為主要特征的心律失常病理改變,探究DM 致心肌細胞離子流改變對闡明DM 致心律失常的發(fā)生及發(fā)展具有重大意義。近年來,越來越多研究發(fā)現(xiàn)DM 在致鈉離子流異常的過程中扮演著重要角色,可顯著促進DM 相關心律失常的發(fā)生及發(fā)展。筆者主要綜述DM 與心室肌細胞、心房肌細胞及轉基因細胞系鈉離子流的相關研究,探討控制血糖及心肌細胞鈉離子流異常對預防和減少心律失常發(fā)生的臨床意義,并做相關展望。

1 心肌細胞鈉離子流簡介

鈉離子流是心肌快反應細胞的特征電流。當心肌細胞興奮達到閾電位后,由SCN5A編碼的鈉通道迅速開放,從靜息態(tài)進入激活態(tài),大量鈉離子內流形成動作電位的0期,此時形成的鈉離子流又稱峰鈉電流;此后鈉通道迅速關閉轉為失活態(tài)(圖1A)[5]。研究發(fā)現(xiàn),部分鈉離子通通道在失活后仍可進入開放或重新開放狀態(tài),從而在動作電位平臺期,可以出現(xiàn)少量(0.5%～1%峰鈉電流)鈉離子內流,即晚鈉電流,它可以在動作電位復極過程中持續(xù)數(shù)百毫秒(圖1B、C)[6]。此外,鈉通道激活曲線和失活曲線重疊部分的區(qū)域稱為鈉窗電流,其在晚鈉電流的形成中發(fā)揮著重要作用(圖1D)[7]。

圖1 心肌快反應細胞鈉通道電生理相關示意圖

2 DM 與心室肌細胞鈉離子流

大量研究發(fā)現(xiàn),DM 可致心室肌細胞峰鈉電流密度降低。Bilginoglu等[8]采用鏈脲佐菌素(streptozotocin,STZ)(50 mg/kg,靜脈注射)構建DM 大鼠模型,7～8周后行心室乳頭肌組織塊的動作電位研究,發(fā)現(xiàn)與正常組相比,DM大鼠心室乳頭肌靜息電位、超射和半最大去極化速度均降低[(-74.8±1.6)m V vs(-80.2±1.2)m V;(5.1±1.5)m V vs(8.4±1.2)m V;(28.8±0.8)V/s vs(53.8±1.9)V/s,P＜0.05]。全細胞膜片鉗記錄鈉離子流發(fā)現(xiàn),DM 大鼠心室肌細胞峰鈉電流的密度雖輕度降低,但差異具有統(tǒng)計學意義[(-35.3±0.9)p A/p F vs(-40.9±0.9)p A/p F,P＜0.05;刺激電壓-45 m V,電極外液含40 mmol/L Na＋];同時,DM大鼠心室肌細胞鈉通道的穩(wěn)態(tài)激活和失活曲線均向去極化方向右移(平均右移幅度分別為6.2 m V 和6.4 m V)。研究提示峰鈉電流密度及動作電位相關參數(shù)降低可能與心室肌細胞鈉通道的激活和失活的同時抑制有關。此后,Stables等[9]構建四氧嘧啶(140～160 mg/kg,靜脈注射)誘導的DM兔模型,21周后,應用光學標測發(fā)現(xiàn),與正常組相比,DM 兔心肌細胞動作電位復極70%的時程(action potential duration at repolarization of 70%,APD70)未發(fā)生明顯改變[(150.8±2.4)ms vs(150.0±2.4)ms,P＞0.05],而 傳 導 速度顯著降低[(0.385±0.006)m/s vs(0.464±0.016)m/s,P＜0.05]。心肌細胞膜片鉗實驗顯示,DM 兔心室肌細胞峰鈉電流密度顯著下降[(-15.42±1.17)p A/p F vs(-22.59±1.83)p A/p F,P＜0.05;刺激電壓-40 m V,電極外液含5 mmol/L Na＋],下降幅度高達32%。與Bilginoglu等[8]研究不同的是,鈉電流的門控動力學參數(shù)(包括穩(wěn)態(tài)激活、穩(wěn)態(tài)失活以及失活后恢復)未發(fā)生明顯改變。此外研究者對鈉通道進行分子生物學研究發(fā)現(xiàn),DM 兔心肌細胞鈉通道的基因表達及蛋白表達均未發(fā)生明顯改變(P＞0.05)。最終研究者借助Luo-Rudy離子模型進行計算機模擬研究提示峰鈉電流密度顯著下降是DM 兔心室傳導受損的關鍵因素。然而,研究者強調,由于光學標測僅反映心臟淺表組織的電生理特性以及多種因素影響心肌傳導速度(包括鈉離子流、縫隙連接電導性、內向整流鉀離子流及心肌纖維化等),因此上述結論尚需開展深入研究進一步證實。近期,Li等[10]對白介素-17A(interleukin-17A,IL-17A)基因敲除小鼠及野生型小鼠采用STZ(50 mg/kg)腹腔注射的方式誘導DM 小鼠模型,12周后,行心室肌組織光學標測及心室肌細胞膜片鉗研究發(fā)現(xiàn),與IL-17A基因敲除的DM 小鼠相比,野生型DM 小鼠心肌細胞APD顯著延長(P＜0.05);同時,野生型DM 小鼠心室肌細胞峰鈉電流密度下降,SCN5A基因表達及鈉通道蛋白(NaV1.5)表達顯著下調(P＜0.05),提示IL-17A 表達上調可能是顯著增加DM 小鼠心肌細胞電生理紊亂的重要原因。此外,野生型DM 小鼠心室肌細胞鈉通道穩(wěn)態(tài)激活、穩(wěn)態(tài)失活以及失活后恢復等門控動力學并未發(fā)生明顯改變(P＞0.05)。

然而,部分研究提示DM 對心室肌細胞峰鈉電流無影響。Chattou等[11]采用STZ(40 mg/kg)靜脈注射的方式誘導DM 大鼠模型,3～4周后,給予心室肌細胞刺激頻率0.2 Hz、鉗制電壓-100 m V、刺激電壓維持2 s或3 s的方案激發(fā)鈉電流,結果發(fā)現(xiàn),與膜電容大小相似的正常組心肌細胞相比,DM 大鼠心肌細胞鈉離子快衰減的電流幅度大小未發(fā)生改變[(-3.4±0.3)n A vs(-3.1±0.2)n A,P＞0.05],研究者推測DM 大鼠心室肌峰鈉電流無變化可能與造模時間較短有關。此后,Axelsen 等[12]建立高脂高糖誘導的2 型DM 前期大鼠模型,延長造模時間至6周,發(fā)現(xiàn)大鼠體表心電圖QRS波增寬[(16.1±0.51)ms vs(14.7±0.32)ms,P＜0.05],且心室肌光學標測提示DM 大鼠心肌傳導速度顯著降低[(0.62±0.02)m/s vs(0.79±0.06)m/s,P＜0.05],而細胞電生理研究提示DM 大鼠鈉通道電流密度未發(fā)生明顯改變(P＞0.05)。因此研究者推測2型DM 前期可無鈉通道功能改變。

此外研究提示,DM 可改變心室肌細胞晚鈉電流的大小。由于晚鈉電流幅度過小,直接比較誤差較大,Chattou等[11]采用藜蘆堿(100 mg/m L,一種減慢鈉電流衰減的生物堿)誘導后比較晚鈉電流的大小,結果發(fā)現(xiàn),與正常組相比,DM 大鼠心室肌細胞藜蘆堿誘導的晚鈉電流顯著降低。同時開展通道動力學研究發(fā)現(xiàn),藜蘆堿誘導的晚鈉電流衰減特征呈雙指數(shù)分布,且DM 大鼠心室肌細胞的晚鈉電流快失活常數(shù)顯著減小(P＜0.05,刺激電壓范圍為-60～-20 m V)。研究者認為,與正常組相比,DM 致晚鈉電流降低可能與DM 大鼠心室肌細胞對藜蘆堿具有較低的敏感性有關,并強調仍需重復上述研究或更換評估晚鈉電流的方案進一步證實該研究結論。此后,Lee等[13]構建STZ(65 mg/kg,腹腔注射)誘導的DM 大鼠模型,應用電壓鉗Step/Ramp 方案(室溫下,鉗制電壓設定-100 m V,刺激電壓為＋20 m V 維持100 ms,而后在大于100 ms的過程中,刺激電壓逐漸回到-100 m V),并測量河豚毒素(TTX)30μmol/L 處理前后電流下降幅度來衡量晚鈉電流的大小,結果提示,DM 大鼠心室肌細胞晚鈉電流密度顯著增大[(-0.67±0.07)p A/p F vs(-0.49±0.04)p A/p F,P＜0.05],研究者認為,聯(lián)合使用多種晚鈉電流刺激方案可有利于提高判斷DM 致心室肌晚鈉電流改變的準確性。

綜上所述,DM 可致心室肌鈉離子流異常。然而由于研究模型、時間及方案尚不統(tǒng)一,因此關于DM 致心室肌鈉離子流改變仍存在爭議。

3 DM 與心房肌細胞鈉離子流

DM 致心房肌鈉離子流異常,可引起心電圖P 波增寬,促進心房顫動(簡稱房顫)的發(fā)生。多數(shù)研究提示,DM 可致心房肌峰鈉電流降低。Liu等[14]構建四氧嘧啶(150 mg/kg,靜脈注射)誘導的DM 兔模型,8周后,發(fā)現(xiàn)心房肌細胞峰鈉電流顯著降低(P＜0.05)。Jin等[15]構建STZ(55 mg/kg,腹腔注射)誘導DM 小鼠模型,12周后發(fā)現(xiàn),與對照組相比,DM 小鼠房顫的誘發(fā)率顯著增加(100%vs 0%,P＜0.05)。Langendorff灌流法分離心房肌細胞行膜片鉗研究發(fā)現(xiàn),DM小鼠心房肌細胞APD90顯著延長(平均值可超過300 ms)且伴有超射幅度的顯著降低(P＜0.05)。進一步研究發(fā)現(xiàn),心房肌細胞的峰鈉電流顯著降低(P＜0.05),這與測得動作電位超射幅度降低相一致。然而研究者并未對心房肌細胞鈉通道的門控動力學參數(shù)進行測定,因此尚需開展相關研究深入探討DM 模型造模12周后小鼠心肌細胞鈉通道的功能改變以及其在房性心律失常中的作用。此外,Polina等[16]急性分離16～22周齡1型DM 秋田鼠心房肌細胞,并行全細胞膜片鉗研究發(fā)現(xiàn),與野生型小鼠相比,1型DM 秋田鼠左心房心肌細胞的動作電位延長[APD90,(55.5±4.5)ms vs(36.4±2.6)ms,P＝0.001],伴有最大除極速度的降低[(141.2±5.8)V/s vs(168.1±6.6)V/s,P＝0.036]、鈉 通 道電流密度的下降(P＜0.05)。采用分子生物學深入研究發(fā)現(xiàn),上述細胞電生理改變與編碼鈉通道的基因SCN5A下調及NaV1.5表達降低相關。此外,研究者給予DM 秋田鼠胰島素慢性處理(對12周齡1型DM 秋田鼠胰島素泵皮下植入,每天緩慢釋放0.2U 胰島素,連續(xù)4周)和急性處理(對16周齡1型DM 秋田鼠皮下注射胰島素5～10U/kg)后,可上調心房肌細胞SCN5A基因及NaV1.5的表達從而逆轉心房肌動作電位延長等電生理改變。研究者推測胰島素信號通路改變在1型DM 秋田鼠致房顫中可能發(fā)揮著重要作用。

但部分研究提示DM 對心房肌峰鈉電流無影響。Li等[17]聯(lián)合高糖高脂飲食與STZ腹腔注射建立2型DM 大鼠模型,造模8周后,行電壓鉗記錄顯示,鈉通道電流密度未發(fā)生明顯改變[(-50.37±1.53)p A/p F vs(-52.08±4.04)p A/p F,P＞0.05;電 極 外 液 含140 mmol/L Na＋]。近 期Bohne等[18]利用16～20周齡的db/db小鼠(一種經(jīng)典的2型DM 小鼠模型)研究發(fā)現(xiàn),與野生型小鼠相較,db/db小鼠心房肌細胞鈉通道電流-電壓曲線無變化,提示db/db小鼠峰鈉電流未發(fā)生改變,同時分子生物實驗研究證實db/db小鼠心房肌細胞SCN5A基因及NaV1.5表達均未發(fā)生改變,這與Li等[17]研究結果相似。

目前研究發(fā)現(xiàn),DM 可顯著增大心房肌細胞晚鈉電流。Jin等[15]構建STZ誘導DM 小鼠模型,12周后采用電壓鉗Step方案(鉗制電壓設定-100 m V,刺激電壓為-20 m V 分別維持850 ms、400 ms和115 ms)記錄晚鈉電流,發(fā)現(xiàn)DM小鼠心房肌細胞晚鈉電流均顯著增加(P＜0.05)。有趣的是,不管是急性還是慢性給予DM 小鼠晚鈉電流選擇性抑制劑處理(急性處理為0.2μmol/L GS967孵育急性分離的DM小鼠心房肌細胞,慢性處理為給予DM 小鼠連續(xù)6天0.069 mg/kg GS967腹腔注射),均可顯著抑制DM 小鼠心房肌細胞晚鈉電流的增加,同時可顯著降低房顫的誘發(fā)率(14.3%vs 100.0%,P＜0.05)。研究者強調DM 致小鼠心房肌細胞晚鈉電流的增加在易化房顫的發(fā)生中發(fā)揮著關鍵的作用,同時該結果也為實現(xiàn)控制心肌細胞鈉離子流異常而減少心律失常的發(fā)生提供重要理論基礎。Bohne等[18]發(fā)現(xiàn)16～20周齡的db/db小鼠,其心房肌細胞鈉電流的激活曲線無變化,而失活曲線顯著右移,致激活曲線和失活曲線重疊部分增寬,提示db/db小鼠心房肌細胞鈉通道失活發(fā)生減緩,致鈉窗電流增大、晚鈉電流增大可能。

4 糖尿病與轉染基因細胞系的鈉離子流

轉染基因的細胞系因具有易于培養(yǎng)、保存時間長、便于機制探索等優(yōu)勢而廣泛應用于心臟細胞電生理研究[19],常用的細胞系包括人胚腎(HEK293)細胞、中國倉鼠卵巢(CHO)細胞及誘導多能干細胞分化的心肌細胞(iPSC-CMs)等。目前研究發(fā)現(xiàn),高糖可降低轉染鈉通道基因細胞系的鈉離子流。

Yu等[20]對轉染NaV1.5基因的HEK-293T 細胞進行膜片鉗研究發(fā)現(xiàn),與正常糖組(5.5 mmol/L)相比,高糖(25 mmol/L)處理的HEK-293T 細胞峰鈉電流密度顯著降低[(-198.74±20.44)p A/p F vs(-238.58±37.26)p A/p F,P＜0.05],而晚鈉電流密度未發(fā)生明顯改變[(-4.68±0.45)p A/p F vs(-3.85±0.66)p A/p F,P＞0.05]。Khazraei等[21]對轉染SCN5A基因的HEK293 細胞行高糖(25 mmol/L)和正常糖培養(yǎng)18～20 h,行全細胞膜片鉗探究鈉電流的門控動力學參數(shù),結果發(fā)現(xiàn),與正常糖培養(yǎng)相比,高糖培養(yǎng)的HEK293的半激活電壓未發(fā)生明顯改變[(-38.4±0.6)m V vs(-37.7±0.8)m V,P＞0.05],而半失活電壓顯著降 低[(-102.9±0.7)m V vs(-91.6±1.0)m V,P＜0.05]。研究提示高糖環(huán)境可在不改變鈉通道激活功能的情況下,顯著增加其失活功能,從而導致峰鈉電流降低。

Fouda等[22]對轉染編碼NaV1.5蛋白cDNA 的CHO 細胞及iPSC-CMs行24 h炎性介質或100 mmol/L 葡萄糖孵育,全細胞膜片鉗記錄發(fā)現(xiàn),與未行炎性介質或葡萄糖孵育的對照組相比,孵育24 h炎性介質或100 mmol/L 葡萄糖CHO 細胞及iPSC-CMs的鈉通道激活曲線及失活曲線均向右移[半激活電壓:炎性介質孵育后為(-22.3±2.4)m V 和100 mmol/L葡萄糖孵育后為(-16.6±2.8)m V;對照組為(-36.2±1.6)m V,P＜0.05。半失活電壓:炎性介質孵育后為(-77.1±1.7)m V 和100 mmol/L 葡 萄 糖 孵 育 后 為(-61.7±2.6)m V;對照組為(-90.9±1.8)m V,P＜0.05],而峰鈉電流密度未發(fā)生明顯變化改變[炎性介質孵育后為(-761.8±36.1)p A/p F 和100 mmol/L 葡 萄 糖 孵 育 后 為(-899.9±115.7)p A/pF;對照組為(-836.2±83.1)p A/pF,P＞0.05]。同時研究者采用電壓鉗Step方案(鉗制電壓設定-130 m V,刺激電壓為0 m V 分別維持200 ms或50 ms)記錄晚鈉電流,結果發(fā)現(xiàn),經(jīng)炎性介質或100 mmol/L 葡萄糖孵育后,晚鈉電流顯著增大[晚鈉電流占峰鈉電流百分比:炎性介質孵育后為(3.64±0.23)%和100 mmol/L 葡萄糖孵育后為(6.86±0.17)%;對照組為(0.80±0.05)%,P＜0.05]。此外研究者采用蛋白激酶A 和C 的激動劑[CPT-c AMP(1μmol/L孵育20 min)和PMA(10 nmol/L 孵育20 min)]孵育CHO 細胞模擬激活炎癥反應的過程可促進上述細胞電生理的異常,而采用蛋白激酶A 和C 的抑制劑[H-89(2 μmol/L孵育20 min)和G?6983(1μmol/L孵育20 min)]孵育CHO 細胞模擬抑制炎癥反應的過程可緩解上述細胞電生理的異常,因此提示炎癥在高糖誘導的鈉通道功能紊亂中可能發(fā)揮著重要作用。

5 總結和展望

盡管大量研究表明DM 可致心肌細胞鈉離子流異常,但其內在機制仍不完全清楚。DM 狀態(tài)下心肌細胞鈉通道基因和蛋白表達改變及鈉通道門控動力學異常等諸多問題仍有待進一步研究。但已得到公認的是通過控制DM 及心肌細胞鈉離子流紊亂能顯著預防和減少心律失常發(fā)生,對改善DM 患者的預后具有重大意義。

近年來表觀遺傳學修飾(包括DNA 甲基化、組蛋白修飾及非編碼RNA 等)在心血管疾病領域的機制研究中發(fā)揮著至關重要的作用[23]。研究發(fā)現(xiàn),疾病狀態(tài)下表觀遺傳學修飾可顯著影響心肌細胞相關離子通道基因的表達,從而誘發(fā)和促進心律失常的發(fā)生及發(fā)展[24]。然而,目前鮮有DM 狀態(tài)下表觀遺傳學修飾對心肌細胞鈉離子流影響的相關研究,因此有望借助生物信息學、分子生物學理論及轉染基因的細胞系等,探究表觀遺傳學修飾在DM 致心肌細胞鈉離子流紊亂中的作用機制,為后續(xù)精準治療提供堅實的理論基礎。

血糖波動是指血糖水平在其高峰和低谷之間變化的不穩(wěn)定狀態(tài)。近年來越來越多的研究證實血糖波動比持續(xù)性高血糖更加促進DM 患者心血管并發(fā)癥的發(fā)生和發(fā)展,控制血糖波動對減少心血管相關并發(fā)癥的發(fā)生具有重要的臨床意義[25-26]。然而目前尚無血糖波動狀態(tài)下心肌細胞鈉離子流異常的相關報道,因此仍需從分子、細胞、組織和動物整體等多個水平進行深入研究。