陳 凱，隋麗娜，趙忠娟，李 玲，扈進(jìn)冬，李紀(jì)順*

(1.齊魯工業(yè)大學(xué)(山東省科學(xué)院)/山東省科學(xué)院生態(tài)研究所，濟(jì)南 250103；2.齊魯工業(yè)大學(xué)(山東省科學(xué)院)/生物工程學(xué)院，濟(jì)南 250353)

黃瓜枯萎病（Cucumber Fusarium wilt）是由尖孢鐮孢黃瓜專(zhuān)化型Fusariumoxysporumf.sp.cucumeriumOwen，F(xiàn)OC侵染引起的真菌病害，發(fā)病周期涉及黃瓜整個(gè)生長(zhǎng)期，發(fā)病率通常為 10%～30%，嚴(yán)重年份可達(dá)50%；產(chǎn)量損失10%～50%，甚至絕收[1,2]。長(zhǎng)期連作、土壤肥力下降、微生物菌群失衡是導(dǎo)致病害日漸嚴(yán)重的主要原因[3]。

黃瓜枯萎病的防治措施主要有抗性品種選育、作物間作、化學(xué)防治及生物防治等?？剐云贩N選育具有難度系數(shù)高、周期長(zhǎng)、果實(shí)品質(zhì)下降等缺陷[4,5]。作物間作雖可減少發(fā)病率，也存在田間管理困難、效果不理想等問(wèn)題[6-8]?；瘜W(xué)藥劑在一定程度上能抑制黃瓜枯萎病的發(fā)生，馬永強(qiáng)[9]研究表明，53.3 mg/g的噁霉靈·咯菌腈懸浮劑處理對(duì)黃瓜枯萎病防治效果為82.92%；Shi等[10]通過(guò)兩年的田間試驗(yàn)，發(fā)現(xiàn)375 g/ha的阿維菌素與咯菌腈聯(lián)合使用顯著降低南方根結(jié)線蟲(chóng)Meloidogyneincognita和 FOC在土壤中的定殖數(shù)量，黃瓜增產(chǎn)達(dá)40.00%以上。長(zhǎng)期使用化學(xué)藥劑易導(dǎo)致病原菌產(chǎn)生抗藥性、并帶來(lái)環(huán)境污染、農(nóng)藥殘留等問(wèn)題。生物防治因其安全、友好、成本低、來(lái)源廣等優(yōu)點(diǎn)，成為當(dāng)今植物病害防治的研究熱點(diǎn)，防治黃瓜枯萎病的微生物種類(lèi)主要有細(xì)菌、放線菌及木霉等。祝久香[11]利用多粘類(lèi)芽胞桿菌PaenibacilluspolymyxaHX-140菌液灌根，對(duì)黃瓜枯萎病的田間防治效果達(dá)50.85%；李鴻坤等[12]研究發(fā)現(xiàn)，肉桂栗色鏈霉菌StreptomycescinnamocastaneusHJG-5粉劑對(duì)黃瓜枯萎病的盆栽防治效果達(dá)68.97%，顯著高于多菌靈可濕性粉劑；Redda等[13]從內(nèi)蒙古草原及森林土壤中分離到11株對(duì)黃瓜枯萎病的相對(duì)防治效果達(dá)100%的木霉菌株Trichodermaspp.。

黃瓜枯萎病的防治趨向低毒、低殘留及綠色生態(tài)型發(fā)展，目前主要利用單一菌株進(jìn)行生物防治，由于單一微生物及其制劑在應(yīng)用中受外界環(huán)境影響較大，防效不夠穩(wěn)定。研究表明復(fù)合微生物比單一微生物對(duì)植物的促生和控制病害的效果更好，呈現(xiàn)增效作用[14,15]；Cong等[16]發(fā)現(xiàn)黑根霉Rhizopusnigricans與擬康氏木霉T.pseudokoningii混合發(fā)酵液對(duì)FOC的平板抑制率較單一菌株高60%以上，在盆栽試驗(yàn)中可提高黃瓜苯丙氨酸解氨酶PAL、超氧化物歧化酶SOD及過(guò)氧化物酶POD的活性，對(duì)黃瓜枯萎病的田間防治效果達(dá)76.5%。木霉是重要的植物病害生物防治菌，廣泛分布在自然界中，在土壤和植物根際生物量中占有較大比例，木霉對(duì)黃瓜枯萎病的生防機(jī)制主要包括空間占位、降解病原菌細(xì)胞壁、產(chǎn)生抗生性代謝產(chǎn)物及誘導(dǎo)植物產(chǎn)生防御抗性等[17-19]。本實(shí)驗(yàn)室前期篩選到兩株生防效果較好的木霉菌株：深綠木霉T.atrovirideHB20111和哈茨木霉T.harzianumTW21990[20,21]，本文擬探討兩株木霉共培養(yǎng)發(fā)酵對(duì)黃瓜種子發(fā)芽的影響及對(duì)黃瓜枯萎病的防治效果，為復(fù)合微生物農(nóng)藥的開(kāi)發(fā)利用提供依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 供試菌株與培養(yǎng)基

生防菌株為深綠木霉 HB20111（保藏編號(hào) CGMCC No.16963）和哈茨木霉 TW21990（保藏編號(hào)CGMCC No.12864），病原真菌為尖孢鐮孢黃瓜專(zhuān)化型FOC，均為本室分離保藏。

PDB培養(yǎng)基：馬鈴薯200 g、葡萄糖20 g、蒸餾水1 L。PDA培養(yǎng)基：1 L PDB培養(yǎng)基中加入10 g瓊脂。發(fā)酵培養(yǎng)基：玉米粉20 g、黃豆粉10 g、K2HPO45 g、KH2PO42 g、蒸餾水1 L。

1.2 供試種子與試劑

黃瓜種子：品種為“津春 5號(hào)”，濟(jì)南綠嘉園蔬菜種苗公司。對(duì)照藥劑：25 g/L咯菌腈懸浮劑（Fludioxonil），先正達(dá)南通作物保護(hù)有限公司。DNA提取試劑盒：DNeasy PowerSoil土壤微生物DNA提取試劑盒，凱杰企業(yè)管理（上海）有限公司。

1.3 兩株木霉的親和性測(cè)定

菌株HB20111、TW21990純化后，用φ＝5 mm的無(wú)菌打孔器打取菌落邊緣的菌餅，接種在PDA平板的兩端，25 ℃對(duì)峙培養(yǎng)5 d，觀察兩菌落在交接處的生長(zhǎng)情況。

1.4 FOC孢子懸浮液的制備

將3塊φ＝5 mm的FOC菌餅接入100 mL PDB培養(yǎng)基中，25 ℃、130 r/min振蕩培養(yǎng)3 d，鏡檢產(chǎn)生大量分生孢子后，用8層無(wú)菌擦鏡紙過(guò)濾掉菌絲，濾液經(jīng)血球計(jì)數(shù)板計(jì)數(shù)后，用無(wú)菌水稀釋至分生孢子含量分別為106、107cfu/mL的FOC孢子懸浮液。

1.5 共培養(yǎng)發(fā)酵液及發(fā)酵濾液的制備

菌株HB20111和TW21990在PDA平板上培養(yǎng)至產(chǎn)孢，用無(wú)菌水懸浮分生孢子，血球計(jì)數(shù)板計(jì)數(shù)后，制備成分生孢子含量為107cfu/mL的木霉孢子懸浮液。分別吸取50 μL的兩種木霉孢子懸浮液接入100 mL發(fā)酵培養(yǎng)基中，25 ℃、130 r/min振蕩培養(yǎng)。分別于24、32、40、48、56、64、72、80、88 h取樣，收集不同時(shí)間的共培養(yǎng)發(fā)酵液；將共培養(yǎng)發(fā)酵液用無(wú)菌水分別梯度稀釋50、100、250、500和1000倍，獲得不同稀釋倍數(shù)的共培養(yǎng)發(fā)酵液；將共培養(yǎng)發(fā)酵液于8000 r/min離心10 min，保留上清液，再用0.22 μm微孔濾膜過(guò)濾，獲得發(fā)酵濾液。

1.6 共培養(yǎng)發(fā)酵液及發(fā)酵濾液浸種抑菌萌發(fā)試驗(yàn)

通過(guò)種子萌發(fā)試驗(yàn)篩選共培養(yǎng)發(fā)酵的最佳條件。挑選健康、大小一致的黃瓜種子，種子用5% NaClO消毒10 min，無(wú)菌水沖洗干凈，用無(wú)菌濾紙吸干水分。先用1.5中不同處理的共培養(yǎng)發(fā)酵液或發(fā)酵濾液浸種1 h，取出種子，再置于1.4中的107cfu/mL FOC孢子懸浮液中浸種1 h，以無(wú)菌水為對(duì)照CK。處理完畢，將種子均勻放置在φ＝90 mm的雙層濕濾紙平皿中，每皿20粒，3個(gè)重復(fù)。25 ℃保濕培養(yǎng)64 h，統(tǒng)計(jì)種子發(fā)芽率，測(cè)量根長(zhǎng)，計(jì)算發(fā)芽抑制率和根長(zhǎng)增長(zhǎng)率。發(fā)芽率（%）＝發(fā)芽種子粒數(shù)/供試種子粒數(shù)×100，發(fā)芽抑制率（%）＝（對(duì)照組發(fā)芽率－處理組發(fā)芽率）/對(duì)照組發(fā)芽率×100，根長(zhǎng)增長(zhǎng)率（%）＝（處理組根長(zhǎng)－對(duì)照組根長(zhǎng)）/對(duì)照組根長(zhǎng)×100。

1.7 木霉共培養(yǎng)發(fā)酵液對(duì)黃瓜枯萎病的溫室效果試驗(yàn)

1.7.1 試驗(yàn)設(shè)計(jì)與方法 試驗(yàn)地點(diǎn)為山東省科學(xué)院東區(qū)溫室內(nèi)，試驗(yàn)期為2020年9月16日至2020年10月28日，試驗(yàn)設(shè)5個(gè)處理：CK、Fludioxonil、HB20111、TW21990、HB20111+TW21990。試驗(yàn)用土為健康大田土，過(guò)篩后等量分裝一次性干凈花盆（口徑13 cm、高12 cm、800 g土/盆），每盆澆入1.4中的300 mL 106cfu/mL的 FOC孢子懸浮液，室溫預(yù)培養(yǎng) 3 d。木霉單菌株 HB20111、TW21990及其共培養(yǎng)HB20111+TW21990分別于發(fā)酵培養(yǎng)基中25 ℃、130 r/min振蕩培養(yǎng)72 h，發(fā)酵液500倍稀釋后浸種1 h，藥劑處理用100 μg/mL Fludioxonil浸種1 h，CK對(duì)照用清水浸種1 h。浸種完畢，將種子均勻播種在花盆中，種子上覆蓋200 g土，每處理20粒種子，3個(gè)重復(fù)，隨機(jī)區(qū)組排列，常規(guī)管理，待出苗后每盆定苗15株。

1.7.2 黃瓜幼苗及土樣收集 試驗(yàn)結(jié)束，小心取出黃瓜幼苗根系，保留完整植株，抖掉根周?chē)Y(jié)構(gòu)松散的土粒，收集與根結(jié)合緊密的根際土。土樣放-20 ℃保存，幼苗放4 ℃保存。

1.7.3 病害調(diào)查 按照中華人民共和國(guó)農(nóng)業(yè)行業(yè)標(biāo)準(zhǔn)《黃瓜主要病害抗病性鑒定技術(shù)規(guī)程第三部分：黃瓜抗枯萎病鑒定技術(shù)規(guī)程》，將黃瓜枯萎病病情級(jí)別劃分為5個(gè)級(jí)別：0級(jí)，無(wú)癥狀；1級(jí)，子葉黃化，但未萎蔫；2級(jí)，子葉萎蔫；3級(jí)，子葉和真葉萎蔫或植株矮化；4級(jí)，枯死。并統(tǒng)計(jì)病情指數(shù)和防治效果。病情指數(shù)＝Σ（病級(jí)數(shù)×該病級(jí)植株數(shù)）/（最大病級(jí)數(shù)×植株總株數(shù)）×100，防治效果（%）＝（對(duì)照組病情指數(shù)－處理組病情指數(shù)）/對(duì)照組病情指數(shù)×100。

1.7.4 黃瓜幼苗鮮重調(diào)查 黃瓜幼苗沖洗干凈，用濾紙吸干水分，稱(chēng)量各處理組幼苗鮮重，計(jì)算增重率。增重率（%）=（處理組幼苗鮮重－對(duì)照組幼苗鮮重）/對(duì)照組幼苗鮮重×100。

1.7.5 FOC熒光定量分析 利用DNeasy PowerSoil試劑盒提取土樣DNA，以土樣DNA為模板，F(xiàn)OC特異性引物 FOF1（5′-ACATACCACTTGTTGCCTCG-3′）和 FOR1（5′-CGCCAATCAATTTGAGGAACG-3′）[22]進(jìn)行定量分析。qRT-PCR 擴(kuò)增體系：2×SYBR Green qPCR Mix 10 μL、10 μmol/L 上下游引物各 1 μL、DNA模板 1 μL、ddH2O 補(bǔ)足至 20 μL。擴(kuò)增程序：95 ℃預(yù)變性 10 min；95 ℃變性 30 s，57 ℃退火 30 s，72 ℃延伸1 min，40 cycles；循環(huán)結(jié)束后，樣品加熱到95 ℃，立刻降至60 ℃保持5 s，然后每5 s提高0.5 ℃遞增到95 ℃，建立熔解曲線。根據(jù)下列公式計(jì)算每克土樣中的FOC拷貝數(shù)[23]。待測(cè)樣本拷貝數(shù)（Copies/g）＝SQ×（6.02×1023×10-9×v）/（SD×660×m），其中SQ為待測(cè)樣本濃度，v為提取土樣DNA體積（μL），m為提取土樣質(zhì)量（g），SD為標(biāo)準(zhǔn)質(zhì)粒堿基數(shù)。

1.8 數(shù)據(jù)統(tǒng)計(jì)與分析

運(yùn)用SPSS 21.0統(tǒng)計(jì)軟件對(duì)試驗(yàn)數(shù)據(jù)進(jìn)行分析，采用Duncan氏新復(fù)極差法進(jìn)行差異顯著性檢驗(yàn)，以不同小寫(xiě)字母表示各處理間在0.05水平上存在顯著性差異。

2 結(jié)果與分析

2.1 兩株木霉的親和性測(cè)定

PDA平板上25 ℃對(duì)峙培養(yǎng)5 d，兩菌株HB20111和TW21990親和性較好，菌落間沒(méi)有明顯的拮抗帶產(chǎn)生（圖1），兩菌落完全接觸，菌落面積幾乎各占50%，菌落交接處形成一條稍增厚的氣生菌絲帶，整個(gè)平板上幾乎布滿分生孢子。平板背面有色素差別，菌株TW21990產(chǎn)生黃色色素，菌株HB20111色素顏色較淺。

圖1 深綠木霉HB20111和哈茨木霉TW21990對(duì)峙培養(yǎng)Fig.1 Confrontation culture between T.atroviride HB20111 and T.harzianum TW21990

2.2 木霉共培養(yǎng)發(fā)酵液及濾液浸種抑菌對(duì)黃瓜種子發(fā)芽的影響

2.2.1 不同稀釋倍數(shù)發(fā)酵液對(duì)黃瓜種子發(fā)芽的影響 25 ℃、130 r/min培養(yǎng)88 h，不同稀釋倍數(shù)的共培養(yǎng)發(fā)酵液對(duì)黃瓜種子發(fā)芽的影響結(jié)果見(jiàn)圖2。稀釋倍數(shù)不同，對(duì)黃瓜種子發(fā)芽率的影響不同，與對(duì)照CK相比，發(fā)酵液50、100倍稀釋液顯著抑制種子發(fā)芽（P＜0.05），發(fā)芽抑制率分別為17.24%、10.35%；而250、500、1000倍稀釋液與對(duì)照CK無(wú)顯著性差異。稀釋倍數(shù)對(duì)黃瓜種子的根長(zhǎng)有顯著性影響（P＜0.05），在50～500倍稀釋之間，根長(zhǎng)與稀釋倍數(shù)成正比，500倍稀釋液處理根長(zhǎng)增長(zhǎng)率達(dá)108.53%，但1000倍稀釋液處理則成下降趨勢(shì)（根長(zhǎng)增長(zhǎng)率70.03%）。綜合發(fā)芽率和根長(zhǎng)結(jié)果，發(fā)酵液500倍稀釋效果最好。

圖2 不同稀釋倍數(shù)木霉共培養(yǎng)發(fā)酵液對(duì)黃瓜種子發(fā)芽的影響Fig.2 Effect of cucumber seeds germination with Trichoderma co-cultured fermentation broth at different dilution ratio

2.2.2 不同時(shí)間發(fā)酵液對(duì)黃瓜種子發(fā)芽的影響 不同時(shí)間共培養(yǎng)發(fā)酵液500倍稀釋液對(duì)黃瓜種子發(fā)芽的影響結(jié)果見(jiàn)圖3。發(fā)酵時(shí)間對(duì)黃瓜種子的發(fā)芽率無(wú)顯著影響，但對(duì)黃瓜根長(zhǎng)有顯著影響（P＜0.05）。在24～72 h之間，發(fā)酵時(shí)間越長(zhǎng)，共培養(yǎng)發(fā)酵液對(duì)黃瓜種子根長(zhǎng)的促生效果越好，發(fā)酵72 h根長(zhǎng)增長(zhǎng)率達(dá)108.53%；但在72～88 h之間，共培養(yǎng)發(fā)酵液對(duì)黃瓜種子的根長(zhǎng)影響不顯著。故最佳發(fā)酵時(shí)間為72 h。

圖3 不同時(shí)間木霉共培養(yǎng)發(fā)酵液對(duì)黃瓜種子發(fā)芽的影響Fig.3 Effect of cucumber seeds germination with Trichoderma co-cultured fermentation broth at different time

2.2.3 發(fā)酵濾液對(duì)黃瓜種子發(fā)芽的影響 發(fā)酵72 h，500倍稀釋的共培養(yǎng)發(fā)酵濾液對(duì)黃瓜種子發(fā)芽的影響結(jié)果見(jiàn)圖 4。發(fā)酵濾液(FF)與發(fā)酵液(FB)對(duì)黃瓜種子發(fā)芽率無(wú)顯著影響，但對(duì)黃瓜根長(zhǎng)的促生效果差異顯著（P＜0.05），根長(zhǎng)增長(zhǎng)率較發(fā)酵液降低21.19%。

圖4 發(fā)酵濾液對(duì)黃瓜種子發(fā)芽的影響Fig.4 Effect of cucumber seeds germination with fermentation filtrate

依據(jù)以上結(jié)果，共培養(yǎng)發(fā)酵及浸種的最佳條件為：采用發(fā)酵培養(yǎng)基，25 ℃、130 r/min振蕩培養(yǎng)72 h，發(fā)酵液500倍稀釋處理。

2.3 木霉共培養(yǎng)發(fā)酵液對(duì)黃瓜枯萎病的溫室防治效果

2.3.1 共培養(yǎng)發(fā)酵液對(duì)黃瓜根際土 FOC拷貝數(shù)的影響 溫室條件下，不同處理黃瓜根際土 FOC拷貝數(shù)不同（表1）：4組處理與對(duì)照CK均存在顯著差異（P＜0.05）；單菌株 HB20111、共培養(yǎng)HB20111+TW21990與藥劑Fludioxonil也存在顯著差異（P＜0.05）；共培養(yǎng)HB20111+TW21990黃瓜根際土FOC拷貝數(shù)最低，為0.88×109copies/g，較單菌株 HB20111、TW21990顯著降低了黃瓜根際土FOC拷貝數(shù)（P＜0.05）。

2.3.2 共培養(yǎng)發(fā)酵液對(duì)黃瓜枯萎病病情指數(shù)的影響 不同處理黃瓜枯萎病病情指數(shù)不同（表1），4組處理與對(duì)照CK存在顯著差異（P＜0.05）；單菌株HB20111、共培養(yǎng)HB20111+TW21990與藥劑Fludioxonil存在顯著差異（P＜0.05）；共培養(yǎng)HB20111+TW21990病情指數(shù)最低，與單菌株及其他處理間均存在顯著差異（P＜0.05），對(duì)黃瓜枯萎病的防治效果達(dá)73.65%，較單菌株HB20111、TW21990分別提高了6.76%、9.46%。

2.3.3 共培養(yǎng)發(fā)酵液對(duì)黃瓜幼苗鮮重的影響 不同處理對(duì)黃瓜幼苗單株鮮重的影響不同（表 1）：4組處理與對(duì)照CK存在顯著差異（P＜0.05）；藥劑Fludioxonil、單菌株HB20111及TW21990間無(wú)顯著差異；共培養(yǎng)HB20111+TW21990效果最好，與單菌株及其他處理間均存在顯著差異（P＜0.05），幼苗鮮重增重率達(dá)35.64%，較單菌株HB20111、TW21990分別提高了11.54%、13.31%。

表1 木霉共培養(yǎng)發(fā)酵液對(duì)黃瓜枯萎病的溫室防治效果Table 1 Control efficiency of Trichoderma co-cultured fermentation against cucumber Fusarium wilt in greenhouse

3 討論

近年來(lái)，菌株聯(lián)合作用防治植物病害的研究逐步引起大家的關(guān)注[24,25]。菌株HB20111與TW21990是本實(shí)驗(yàn)室前期篩選的綜合生防效果較好的木霉菌株，菌株HB20111具有生長(zhǎng)速率快、抑菌譜廣、易產(chǎn)生分生孢子、水解酶活性較高的特點(diǎn)；菌株 TW21990具有生長(zhǎng)速率快、抑菌譜廣、易產(chǎn)生分生孢子、抗生性代謝產(chǎn)物活性較高的特點(diǎn)。兩株木霉在 PDA平板上對(duì)峙培養(yǎng)時(shí)，無(wú)拮抗現(xiàn)象產(chǎn)生，具有較好的親和性，為共培養(yǎng)發(fā)酵提供了有利條件。

通過(guò)浸種抑菌萌發(fā)試驗(yàn)發(fā)現(xiàn)，不同發(fā)酵時(shí)間、不同稀釋倍數(shù)的共培養(yǎng)發(fā)酵液及發(fā)酵濾液對(duì)黃瓜種子的發(fā)芽率及根長(zhǎng)影響不同：有的是促生作用，有的則為抑制作用。表明各處理中代謝產(chǎn)物成分及含量可能存在差異，高濃度時(shí)抑制種子發(fā)芽，低濃度時(shí)促進(jìn)種子發(fā)芽。發(fā)酵濾液對(duì)黃瓜根長(zhǎng)的促生效果不如發(fā)酵液處理（P＜0.05），表明發(fā)酵液中的木霉菌體在浸種抑菌萌發(fā)中也扮演重要角色，故選擇共培養(yǎng)的最佳時(shí)間及使用濃度也是發(fā)揮其生防活性的重要因素。本文確定了2株木霉共培養(yǎng)最佳時(shí)間為72 h，浸種最佳稀釋倍數(shù)為500倍。

溫室條件下，共培養(yǎng)發(fā)酵液500倍稀釋液浸種后，黃瓜根際土FOC拷貝數(shù)、病情指數(shù)及幼苗鮮重均與單菌株HB20111、TW21990存在顯著差異（P＜0.05），顯示兩株木霉間協(xié)同增效作用明顯，共培養(yǎng)發(fā)酵后，兩株木霉可以進(jìn)行優(yōu)勢(shì)和功能互補(bǔ)。也可能由于彼此間的生長(zhǎng)競(jìng)爭(zhēng)誘導(dǎo)分泌了更多的抗菌物質(zhì)，且這些代謝產(chǎn)物也會(huì)對(duì)彼此的生長(zhǎng)和代謝產(chǎn)生影響[26,27]。本研究還表明，各處理組根際土FOC拷貝數(shù)與病情指數(shù)成正比，與植株鮮重成反比。由于植株發(fā)病嚴(yán)重程度與植株根際土中病原菌的含量有關(guān)[28]，共培養(yǎng)發(fā)酵處理有效抑制了 FOC在黃瓜根際土中的定殖，故提高了對(duì)植物土傳病害的防控作用，促進(jìn)了作物的健康生長(zhǎng)。

木霉是土壤微生物中對(duì)植物有益的一大類(lèi)群，木霉與植物的互作主要通過(guò)根部定殖實(shí)現(xiàn)，但其對(duì)植物地上部分基因表達(dá)的影響卻遠(yuǎn)大于根部，并可誘導(dǎo)植物產(chǎn)生系統(tǒng)抗性[29]。木霉在田間發(fā)揮作用受多種因素的影響，在植物病害的生物防治應(yīng)用上還有不少問(wèn)題需要解決。本文只利用共培養(yǎng)發(fā)酵液進(jìn)行了溫室防效測(cè)定，下一步擬通過(guò)液質(zhì)分析等手段檢測(cè)共培養(yǎng)發(fā)酵液中代謝產(chǎn)物的種類(lèi)及含量，探究上調(diào)或下調(diào)的物質(zhì)，以期發(fā)現(xiàn)新型抗生性代謝產(chǎn)物或新的抗生機(jī)制。