王 政，黃名勇，周 彥，咼亞波，彭 非，鄧潔紅

（1.湖南農業(yè)大學 食品科技學院，長沙 410128；2.湖南省天香生物科技有限責任公司，湖南邵陽 422000；3.湖南食品藥品職業(yè)學院，長沙 410208）

0 引言

花色苷（Anthocyanins）廣泛存在于植物的根、莖、葉、花、果實等植物器官的細胞液中，是一種重要的天然植物色素，色澤鮮艷。同時具有廣泛的生理和藥理活性［1］，擁有強大的抗氧化與清除自由基的作用；能降低血脂、甘油酯和膽固醇的水平；具有抗變異、抗腫瘤、抗過敏、保護胃黏膜等多種功能［2-3］。因此，花色苷在各種食品、藥品和化妝品工業(yè)中具有很好的應用前景［4］。但由于花色苷自身結構穩(wěn)定性較差，在加工貯藏過程中易受光、氧、溫度、pH值、金屬離子等因素影響［5-6］，限制了其在食品工業(yè)及其他領域的應用。提高花色苷的穩(wěn)定性，是開發(fā)利用花色苷的當務之急。

花色苷?；侵富ㄉ仗腔系牧u基被各種有機酸部分或完全酯化的現象，通過應用化學方法，花色苷上所有的羥基都能在特定條件下被酸酯化［7］，花色苷母核結構上糖苷基團上的羥基通常能與一個或多個蘋果酸、咖啡酸、香豆酸、脂肪酸、對羥基苯甲酸和阿魏酸反應形成單酰、二?；蚨圊；ㄉ眨?-9］，?；蟮幕ㄉ展?、熱穩(wěn)定性得到提升［10］，證明花色苷?；翘岣咂浣Y構穩(wěn)定性的重要手段。

傳統化學法?；嬖谠S多缺陷［11］：催化反應選擇區(qū)域性差，副產物較多；試驗操作復雜，耗時長，產物穩(wěn)定性較差。酶法?；瘜Υ呋孜镉辛己玫膶Ｒ恍院瓦x擇性，反應條件溫和，催化效果顯著，有效避免傳統化學法的缺陷，同時酶在非水介質下作用還發(fā)揮出了在水溶液中沒有的優(yōu)勢［12-13］：非水介質中酶結構穩(wěn)定性好，區(qū)域選擇性專一；酶易固定，便于回收；固化后酶熱穩(wěn)定性高，可防止微生物污染。目前能在非水介質中起到催化作用的酶已有數十種，能夠催化多種反應，包括酰化反應［14-15］。

本研究旨在建立花色苷酶促?；姆磻w系：通過單因素試驗，根據酶在不同反應介質中的酶活確定最佳有機溶劑，利用花色苷濃度與呈色變化關系以及花色苷在光照條件下易分解的特定，對比?；昂蠡ㄉ盏臍埩袈屎蜕?，確定最佳酶試劑、酶添加量、分子篩添加量和?；w；通過對比?；磻昂箦\葵啶葡萄糖苷的親脂性和熱穩(wěn)定性，探討酶促?；Ч?。

1 材料與方法

1.1 原料與試劑

刺葡萄：采于湖南省中方縣刺葡萄果園，自來水淋洗、晾干表面水分后手剝皮，-24 ℃冷凍貯藏備用。

Candila antarctica 脂肪酶 B（CAL-B，Novozym 435） Rhizomucor miehei脂肪酶（RML，Lipozyme RM IM）購于諾維信生物技術有限公司；豬胰脂肪酶（Lipase from pocine pancreas）、植物脂肪酶（Lipase from plant）購于合肥博美生物科技有限責任公司。

四氫呋喃（西隴科學股份有限公司）；二甲基四氫呋喃，對羥基苯甲酸（上海阿拉丁生化科技股份有限公司；苯甲酸乙烯酯，肉桂酸乙烯酯（梯希愛化成工業(yè)發(fā)展有限公司）。

甲醇、乙醇、正辛醇、鹽酸、丙酮、乙酸乙酯、乙醚、分子篩4A型（鈉-A型分子篩）、蔗糖、均為國藥集團化學試劑股份有限公司分析純。

1.2 儀器與設備

AEY-220電子分析天平（湘儀天平儀器設備有限公司）；UV-2450紫外分光光度計（日本島津公司）；RE-2000B旋轉蒸發(fā)器（鞏義市予華儀器有限責任公司）；SHZ-D（Ⅲ）循環(huán)水式真空泵（鞏義市予華儀器有限責任公司）；TDZ5臺式低速離心機（湖南赫西儀器裝備有限公司）；HH-8 數顯恒溫水浴鍋（上海浦東物理光學儀器廠）；THZ-92A氣浴恒溫振蕩器（上海浦東物理光學儀器廠）；BZ24/29 φ1.6×30 cm 玻璃層析柱（上海滬西分析儀器廠）；真空冷凍干燥機（丹麥Heto公司）；HJ-4A數顯恒溫多頭磁力攪拌器（上海比朗儀器有限公司）；PHSJ-3F pH計（上海儀電科學儀器股份有限公司）；SMY-2000測色色差計（北京天創(chuàng)尚邦儀器設備有限公司）。

1.3 試驗方法

1.3.1 刺葡萄花色苷單體的制備

以刺葡萄皮為原料，以料液比1：6加入80%乙醇（含0.03%鹽酸）提取，避光浸提24 h，抽濾。濾液于0.1 MPa真空度下40 ℃條件下濃縮回收乙醇，取色素濃縮液經無水乙醚，無水乙酸乙酯萃分別萃取2次，脫除有機溶劑，真空蒸發(fā)得到花色苷粗提液。

錦葵花色苷的純化：HP-20樹脂預處理后濕法裝柱，花色苷粗提液進樣至吸附飽和（流出液吸光度值為上樣液的1/10時。）首先用2BV蒸餾水沖洗，再用酸化乙醇（體積分數80%、含0.05%鹽酸，8BV）洗脫，收集洗脫液于40 ℃真空濃縮，脫除乙醇［16］。

錦葵花色苷的單體分離［17］：Sephadex LH-20凝膠經預處理后濕法裝柱，上述脫除乙醇后的洗脫液經0.22 μm微孔濾膜過濾后進柱上樣，然后用酸化甲醇（體積分數50%、含0.1%的TFA）洗脫，分部收集得到3種色素，真空凍干，結構鑒定后，選取其一錦葵素-3，5-O-雙葡萄糖苷（Malvidin-3，5-O-diglucoside）為試驗單體。

1.3.2 有機溶劑脫水

在350 ℃條件下活化4A型分子篩8h。冷卻后置于干燥器中，添加有機溶劑過夜脫水12h，取液體部分備用。

1.3.3 脂肪酶活性的測定

參考GBT 23535—2009《脂肪酶制劑》測定4種脂肪酶的活性［18］。測量脂肪酶CAL-B，脂肪酶RM IM，豬胰脂肪酶，植物脂肪酶水解比活分別是 0.25 U/mg，1.20 U/mg，0.17 U/mg，0.98 U/mg。

1.3.4 脂肪酶的篩選

在4個帶塞小瓶中加入2 mL脫水2-MeTHF、0.01 mmol錦葵啶葡萄糖苷、0.10 g分子篩、0.15 mmol肉桂酸乙烯酯混合均勻，置于恒溫振蕩器中（45 ℃，200 r/min），分別加入40 U不同來源的脂肪酶（脂肪酶RM IM，CAL-B，豬胰脂肪酶，植物脂肪酶）啟動酶促反應2 h，中止反應［19］。將溶液抽濾，收集濾液。取1 mL濾液用體積分數為0.01%的鹽酸甲醇溶液稀釋搖勻，定容至50 mL。測量并計算其花色苷殘留率及色差。空白組參照上述方法以不添加酶樣進行對照。

1.3.5 不同有機溶劑對酶活的影響

在3個帶塞三角瓶中分別加入2 mL溶劑（丙酮、四氫呋喃、二甲基四氫呋喃），40 U酶（CAL-B、脂肪酶RM IM、植物脂肪酶、豬胰脂肪酶），放置于60 ℃恒溫振蕩器內24 h，中止反應。將溶液過濾后，置于35 ℃通風干燥箱內干燥后，測定脂肪酶活性，對比有機溶劑處理前后脂肪酶酶活變化。

1.3.6 酶添加量對花色苷酶促酰化反應的影響

在6個帶塞小瓶中加入2 mL脫水2-MeTHF、0.01 mmol錦葵啶葡萄糖苷、0.10 g分子篩、0.15 mmol肉桂酸乙烯酯混合均勻，置于恒溫振蕩器中（60 ℃，200 r/min），分別加入不同量的CAL-B（0 U、25 U、35 U、40 U、45 U、50 U）啟動酶促反應24 h，中止反應［20］。溶液抽濾，收集濾液。取1 mL濾液用體積分數為0.01%的鹽酸甲醇溶液稀釋搖勻，定容至50 mL。測量并計算其花色苷殘留率及色差。以未添加脂肪酶作為參照組。

1.3.7 最佳分子篩添加量的確定

在5個帶塞小瓶中加入2 mL脫水2-MeTHF、0.01 mmol錦葵啶葡萄糖苷、分別加入不同量的分子篩（0 g、0.05 g、0.1 g、0.15 g、0.2 g）、0.15 mmol肉桂酸乙烯酯混合均勻，置于恒溫振蕩器中（60 ℃，200 r/min）加入50 U脂肪酶CAL-B啟動，酶促反應24 h。中止反應后，溶液抽濾，取1 mL濾液用體積分數為0.01%的鹽酸甲醇溶液稀釋搖勻，定容至50 mL，備用。測量并計算其花色苷殘留率及色差。以未添加分子篩作為空白對照組。

1.3.8 酰基供體的篩選

在4個帶塞小瓶中加入2 mL脫水2-MeTHF、0.01 mmol錦葵啶葡萄糖苷、0.15 g分子篩、0.15 mmol（肉桂酸乙烯酯、苯甲酸乙烯酯、對羥基苯甲酸）混合均勻，置于恒溫振蕩器（60 ℃，200 r/min）中，加入50 U脂肪酶CAL-B啟動反應24 h，中止反應。將溶液抽濾，取1 mL濾液用體積分數為0.01%的鹽酸甲醇溶液稀釋搖勻，定容至50 mL。測量并計算其花色苷殘留率及色差?？瞻捉M參照上述方法處理以不添加酰基供體對照。

1.3.9 花色苷殘留率的計算

根據朗博比爾定律，溶液的濃度與其吸光度呈正比，故而可以利用紫外-可見分光光度法測量花色苷含量。對段煜［21］評定花色苷?；Ч椒ㄟM行適當修改。

取10 mL定容稀釋后的濾液放置于常溫條件下中避光靜置1 h。在波長530 nm處測定吸光度作為初始值A0，然后置于日光光照條件下，經3 h后測定溶液在波長530 nm處的吸光度為At，以錦葵素-3，5-O-雙葡萄糖苷單體進行對照。

花色苷殘留率=At/A0×100%

式中 At——在40 ℃光照3 h后花色苷溶液的吸光度；

A0——光照前花色苷溶液的吸光度。

1.3.10 色差值的測定

色澤以亮度L*值、紅綠a*值、黃藍b*值表示［22］。吸取定容稀釋后濾液5 mL，在40 ℃光照3 h后用測色色差計測定其色澤。記錄L*、a*、b*數值。

1.3.11 紫外-可見光譜分析

在帶塞小瓶中加入2 mL脫水2-MeTHF、0.01 mmol錦葵啶葡萄糖苷、0.15 g分子篩、0.15 mmol肉桂酸乙烯酯混合均勻，置于恒溫振蕩器（60 ℃，200 r/min）中，加入50 U不同來源的脂肪酶CAL-B啟動反應24 h，中止反應。將溶液抽濾后，取1 mL濾液用體積分數為0.01%的鹽酸甲醇溶液稀釋搖勻，定容至50 mL。在200～700 nm波長范圍內進行紫外-可見光譜掃描，分析其光譜特征［23］。用錦葵啶葡萄糖苷參照上述方法處理但不添加酶樣進行對照。

1.3.12 ?；a物的親脂性測定

通過測定物質的油水分配系數對其親脂性進行評價。將100 μm的未?；腻\葵啶葡萄糖苷和己?；腻\葵啶葡萄糖苷溶解于2 mL的正辛醇當中，分別加入2 mL的水，200 r/min下離心10 min后，靜置，對正辛醇層和水層進行分液，分別用旋轉蒸發(fā)儀旋轉蒸干，測定正辛醇和水層中的物質含量，并計算分配系數，平行試驗3次，取其平均值。結果以logP表示，方程式如下：

P= Co/Cw

式中 Co——平衡時物質在正辛醇相中的濃度；

Cw——平衡時物質在水相中的濃度。

1.3.13 數據統計

每組試驗設定3次重復試驗，結果以平均值±標準偏差表示。數據用SPSS 17.0進行顯著性分析檢驗（顯著性水平為p＜0.05）。

2 結果與分析

2.1 最佳有機溶劑的確定

試驗選取丙酮、二甲基四氫呋喃和四氫呋喃三種有機溶劑進行篩選，對比RM IM、CAL-B、豬胰脂肪酶和植物脂肪酶在不同有機溶劑中酶活的變化。結果如表1所示，四種酶在二甲基四氫呋喃和四氫呋喃溶劑中酶活損失均較小；RM IM和CAL-B在二甲基四氫呋喃溶劑中的酶活損失率最低，分別為21.67%和16%，因此選取二甲基四氫呋喃作為花色苷酶促?；磻姆磻橘|。

表1 不同有機溶劑中酶的活性Tab.1 The activity of enzymes in different organic solvents U/mg

2.2 脂肪酶種類對酶促?；挠绊?/h3>

試驗對比四種脂肪酶催化花色苷酶促?；磻男Ч?，利用反應后花色苷的殘留率和色差變化確定最佳脂肪酶試劑?；ㄉ諝埩袈试礁?，說明花色苷在光照條件下分解的量越少，證明花色苷更穩(wěn)定。由圖1可知，四種脂肪酶催化花色苷?；磻螅ㄉ諝埩袈示玫教嵘?，進一步證明了酰化能有效地提升花色苷的穩(wěn)定性。其中由脂肪酶RM IM和脂肪酶CAL-B催化效果最好，?；蠡ㄉ盏臍埩袈首罡?，由脂肪酶CAL-B催化后?；a物殘留率達88.1%。對比酰化后花色苷殘留率，確定脂肪酶的優(yōu)先選擇為：CAL-B＞RM IM。研究表明：花色苷的含量與L*亮度呈負相關，與a*紅色色調呈正相關［24］。

圖1 脂肪酶種類對?；a物花色苷殘留率的影響Fig.1 The effects of lipases on the residue rate of anthocyanin in acylates

四種脂肪酶酶促?；蠡ㄉ盏纳钪等绫?所示，與未?；幕ㄉ障啾?，?；ㄉ盏腖*亮度下降，a*紅色色調上升，光照處理后?；ㄉ盏暮枯^未酰化花色苷的多，?；ㄉ崭€(wěn)定，進一步證明了?；軌蛱岣呋ㄉ盏姆€(wěn)定性。其中使用脂肪酶CAL-B催化花色苷?；磻ㄉ盏腖*亮度最低，a*紅色色調最高，說明酶促?；磻Ч詈?。綜合比較不同脂肪酶對花色苷的殘留率和色差值影響，脂肪酶CAL-B的酶促?；Ч詈?，因此選擇脂肪酶CAL-B作為花色苷酶促酰化反應體系的目的用酶。

表2 不同種類的酶對酶促?；\葵啶葡萄糖苷色差值的影響Tab.2 Effects of the types of enzymes on the color of enzymatic acylated malvidin glocoside

2.3 最佳脂肪酶添加量的確定

由圖2可知，當脂肪酶添加量為0至45 U時，隨著脂肪酶添加量的增加，?；蠡ㄉ盏臍埩袈食试鲩L趨勢，此時脂肪酶添加量越多，花色苷更穩(wěn)定，?；Ч胶谩６久柑砑恿繌?5 U到50 U時，花色苷殘留率雖有增大，但效果不顯著。另根據花色苷色差值與其含量的關系，考察脂肪酶添加量對花色苷色差的影響，結果如表3所示。與空白對照對比，隨著脂肪酶添加量的不斷增加，花色苷的L*亮度不斷降低，a*紅色色調逐漸上升，隨著酶添加量的增加，這一變化趨勢不再顯著。考慮酶在貯藏過程中容易失活，適當多添加脂肪酶易提高脂肪酶與底物作用，促進?；磻M行，綜合考慮選取50U為脂肪酶最佳量。

圖2 酶添加量對?；a物花色苷殘留率的影響Fig.2 The effects of enzyme amount on the residue rate of anthocyanin in acylates

表3 酶添加量對酶促?；\葵啶葡萄糖苷差值的影響Tab.3 Effects of enzyme amount on the color difference of the enzymatic acylated malvidin glocoside

2.4 最佳分子篩添加量的確定

在花色苷酶促?；磻校砑臃肿雍Y的目的為控制酶反應體系的含水量，在適當的含水量下會促進?；磻倪M行［25］。不同分子篩添加量對花色苷殘留率的影響如圖3所示，添加分子篩后，酶促?；磻w系中含水量降低，產物花色苷的殘留率得到提高，花色苷的穩(wěn)定性得到提升。其中，當分子篩添加量從0至0.15 g過程中，隨著分子篩添加量的增加，產物花色苷殘留率提高效果顯著，而繼續(xù)增加分子篩添加量至0.2 g，增速減緩，提升效果不顯著。另外，分子篩添加量對酶促?；\葵啶葡萄糖苷色差同樣具有顯著影響，結果如表4所示。

圖3 分子篩添加量對酰化產物花色苷殘留率的影響Fig.3 The effects of molecular sieve addition amount on the residue rate of anthocyanin in acylates

表4 分子篩添加量對酶促?；\葵啶葡萄糖苷色差的影響Tab.4 Effects of molecular sieve addition amount on the color difference of the enzymatic acylated malvidin glocoside

對比空白組，在分子篩添加量為0～0.15 g時，隨著分子篩添加量的增加，產物的L*亮度呈降低趨勢，a*紅色色調呈上升趨勢，此時分子篩添加量越多，反應體系含水量越少，?；a物越穩(wěn)定，?；Ч胶?。當分子篩的添加量從0.15 g加到0.2 g時，花色苷的L*亮度反而增加，a*紅色色調降低，這是因為在無水體系中，酶促?；磻磻щy，底物轉化率低于10%，當體系中水含量為10%左右時，底物的最大轉化率提高到90%。因此，繼續(xù)增加分子篩的添加量，反應體系的水含量會更低，反而不利于酰化反應的進行。綜合考慮，確定分子篩的最佳添加量為0.15 g。

2.5 ?；w的篩選

可用于酶促?；磻孽；w可分為兩類：（1）形成可逆反應的酰基供體，如羧酸烷基酯和羧酸等。選取此類?；w的?；磻姆磻俣群彤a率都較低。（2）形成不可逆反應的?；w，如乙烯酯類［26-27］。此類酰基供體具有很多優(yōu)良性質，當受體與酰基供體發(fā)生作用后，生成的不穩(wěn)定的烯醇產物會迅速轉化成穩(wěn)定的酮或醛。不同?；w對花色苷殘留率和色差的影響如圖4和表5所示?？梢钥闯?，選取肉桂酸乙烯酯作為?；w時，酰化產物的殘留率最高，L*亮度最低，a*紅色色調最高，說明?；a物穩(wěn)定性最好，因此選取肉桂酸乙烯酯作為?；磻孽；w。

圖4 酰基供體對?；a物花色苷殘留率的影響Fig.4 The effect of acyl donor on the residue rate of anthocyanin in acylates

表5 ?；w對酶促?；\葵啶葡萄糖苷色差影響Tab.5 Effects of acyl donor on the color difference of the enzymatic acylated malvidin glocoside

2.6 紫外-可見光譜分析

酶促?；昂蟮腻\葵啶葡萄糖苷紫外可見光譜如圖5所示。由圖5可知，錦葵啶葡萄糖苷在530 nm，290 nm處附近均有明顯特征峰最大吸收峰，樣品可以確定為花色苷樣品；酶促?；幚砗蟮腻\葵啶葡萄糖苷樣品在535 nm處以及290 nm有花色苷特征吸收峰，且在325 nm附近出現了?；鶊F特征峰，證明酶促?；幚砭哂絮；Ч?，生成得到?；\葵啶葡萄糖苷。

圖5 酶促?；昂箦\葵啶葡萄糖苷紫外光譜圖Fig.5 The ultraviolet-visible spectra of the sample before and after enzymatic acylation of malvidin glocoside

2.7 酰化錦葵啶葡萄糖苷親脂性分析

由表6可知，未?；腻\葵啶葡萄糖苷的油水分配系數為0.23，基本是沒有親脂性的，而經過?；w酰化后的錦葵啶葡萄糖苷的油水分配系數達到了3.68，親脂性明顯增強。此油水分配系數反應了物質的親脂性，由此可以證明?；蟮腻\葵啶葡萄糖苷具有良好的親脂性，大大拓寬了錦葵啶葡萄糖苷的使用范圍和應用領域。

表6 錦葵啶葡萄糖苷?；昂笾苄缘谋容^Tab.6 Comparison of fat solubility before and after acylation of malvidin glocoside

3 結論

（1）建立得到錦葵啶葡萄糖苷酶促酰化反應體系。以酶活為指標，從三種有機溶劑反應介質（丙酮，2-MeTHF、THF），選出酶促?；罴逊磻軇＝Y果表明不同種類的酶，在有機溶劑介質中耐受度不同，四種酶均在2-MeTHF中保持有良好的酶活性，其中兩種固定化脂肪酶優(yōu)于兩種酶粉，酶活損失較少，而CAL-B耐受性最好，篩選出最佳反應溶劑為2-MeTHF；以?；a物花色苷殘留率及色差值為指標，對比分析四種脂肪酶（CAL-B、脂肪酶RM IM、豬胰脂肪酶、植物脂肪酶）?；ЧY選出CAL-B為最佳用酶；對比三種?；w（肉桂酸乙烯酯，苯甲酸乙烯酯，對羥基苯甲酸），篩選得出肉桂酸乙烯酯為最佳?；w。

（2）以?；a物花色苷殘留率及色差值為指標，考查分子篩添加量，酶添加量對錦葵啶葡萄糖苷酶促?；Ч绊?。結果表明分子篩以及酶量均對錦葵啶葡萄糖苷酶促?；写龠M效果，對L*值，a*值有顯著性影響，試驗結果表明分子篩添加量為0.15 g，酶添加量為50 U為最佳試驗條件。

（3）按照所建立的反應體系，以2-MeTHF為有機溶劑，CAL-B為?；?，肉桂酸乙烯酯為酰基供體，分子篩添加量為0.15 g，酶添加量為50 U為酶促酰化反應條件，對結果進行紫外-可見光譜分析。對比酰化前后試樣的紫外-可見光譜，在325 nm附近出現了酰化基團特征峰，說明發(fā)生了不可逆?；磻?/p>

（4）通過?；磻獙﹀\葵啶葡萄糖苷進行分子修飾，提純分離制備后旋干備用，通過測定其油水分配系數來測定其親脂性。被?；幕ㄉ盏挠退峙湎禂涤?.23提高到7.68，親脂性明顯提高，為花色苷在食品領域廣泛應用提供了保障。相較未?；腻\葵啶葡萄糖苷，?；蟮腻\葵啶葡萄糖苷的熱穩(wěn)定性顯著提高，可以推斷酰化是錦葵啶葡萄糖苷穩(wěn)定性提高的根本原因。