李翔 張穎 黃亞琳 吳眾 郭浩軼

河南省人民醫(yī)院 河南省立眼科醫(yī)院 鄭州大學人民醫(yī)院眼科，鄭州 450003

年齡相關性白內障是導致老年人群盲的重要原因。目前認為，氧化應激是導致白內障的主要因素，氧化應激反應產物導致晶狀體上皮細胞(lens epithelial cells，LECs)的通透性及蛋白構象發(fā)生改變，從而導致晶狀體混濁[1-3]。微小RNA(microRNA，miRNA)是非編碼RNA，通過與靶基因的3’-非翻譯區(qū)(3’-untranslated region，3’-UTR)的互補序列結合而刺激或抑制靶基因的翻譯[4]。近年來發(fā)現(xiàn)多種miRNA在LECs的氧化應激損傷過程中發(fā)揮作用，參與白內障的發(fā)生和發(fā)展[5-6]，此外，miRNA 125b(miR-125b)在多種細胞的氧化應激反應中發(fā)揮作用[7-8]，推測其可能參與人LECs的氧化應激過程，但目前尚未得到證實。本研究探討miR-125b對年齡相關性白內障LECs抗氧化應激能力的作用及其可能的作用機制，為白內障的防治尋找潛在靶點。

1 材料與方法

1.1 材料

1.1.1晶狀體前囊膜組織標本的收集 收集2018年7月至2019年3月于河南省立眼科醫(yī)院行白內障超聲乳化手術的單純性年齡相關性白內障患者24例24眼，其中男10例10眼，女14例14眼；年齡54～73歲，平均(64.32±7.93)歲，于手術中收集晶狀體前囊膜組織；同時收集河南省立眼科醫(yī)院眼庫的供體晶狀體前囊膜組織20例20眼，其中男9例9眼，女11例11眼；年齡52～70歲，平均(61.28±8.21)歲。本研究標本提供者或其家屬均簽署知情同意書，本研究方案及標本使用經河南省立眼科醫(yī)院倫理委員會批準(批文號：YKYY20193151)。

1.1.2細胞來源、主要試劑及儀器 永生化人LECs系(HLEB-3)購自中國科學院上海細胞庫。miR125b擬似物、miR-125b抑制物和miR-125b對照序列均由上海吉瑪基因公司合成；CCK-8試劑盒(杭州四季青公司)；LipofectamineTM2000、Trizol、兔源核因子E2相關因子2(nuclear factor E2-related factor 2,Nrf2)多克隆抗體(PA5-68817)、山羊抗兔IgG(H+L)二抗(A32731)、山羊抗鼠IgG(H+L)二抗(A32723)、兔源Nrf2熒光一抗(710574)、鼠源Keap1熒光一抗(MA5-17106)(美國Invitrogen公司)；DAPI染色液(北京索萊寶公司)；DCFH-DA活性氧簇(reactive oxygen species，ROS)熒光探針(北京百奧萊博科技有限公司)；總抗氧化能力(total-antioxidative capability，T-AOC)、超氧化物歧化酶(superoxide dismutase，SOD)、谷胱甘肽過氧化物酶(glutathione peroxidase，GSH-Px)、還原型谷胱甘肽(glutathone，GSH)、丙二醛(malondialdehyde，MDA)檢測試劑盒(上海碧云天有限公司)。免疫熒光顯微鏡(日本Olympus公司)；酶標儀(美國Bio-Rad公司)；PCR儀(美國Applied Biosystems公司)；紫外分光光度計(德國Eppendorf公司)。

1.2 方法

1.2.1細胞氧化應激模型的制備 將凍存的HLEB-3細胞解凍、復蘇，重懸于含體積分數(shù)10%胎牛血清(fetal bovine serum，F(xiàn)BS)和含青鏈霉素混合液的DMEM培養(yǎng)基中，置于37 ℃、體積分數(shù)5% CO2培養(yǎng)箱中培養(yǎng)，待細胞融合至約80%時傳代，按照培養(yǎng)基中添加H2O2濃度不同將細胞分為100、200和400 μmol/L H2O2組，對照組加入不含H2O2的培養(yǎng)基，于培養(yǎng)箱中繼續(xù)培養(yǎng)。

1.2.2細胞轉染 取處于對數(shù)生長期的HLEB-3細胞以2×105個/孔細胞密度接種于6孔板，分別使用含有miR-125b擬似物、miR-125b對照和miR-125b抑制物序列的質粒轉染細胞，將細胞分為miR-125b擬似物組、miR-125b對照組和miR-125b抑制物組。按照轉染試劑Lipofectamine2000說明書中所示步驟，分別轉染細胞6 h，將各組細胞轉移至完全培養(yǎng)基繼續(xù)培養(yǎng)。

1.2.3應用DCFH-DA熒光探針檢測各組細胞中內源性ROS含量 取處于對數(shù)生長期的HLEB-3細胞以1×104個/孔細胞密度接種于96孔板，將細胞按照1.2.1描述的方法制備氧化應激模型，繼續(xù)培養(yǎng)24 h，吸去培養(yǎng)液，加入10 μmol/L DCFH-DA熒光探針溶液，培養(yǎng)箱中孵育20 min，磷酸鹽緩沖液(phosphate buffered saline，PBS)洗滌細胞，多功能酶標儀檢測熒光強度值，即為細胞內ROS含量，用激光掃描共焦顯微鏡拍照，激發(fā)光波長為485 nm，發(fā)射光波長為530 nm。轉染細胞在含200 μmol/L H2O2的培養(yǎng)基中繼續(xù)培養(yǎng)24 h，細胞中ROS含量檢測方法同上。

1.2.4ELISA法檢測T-AOC、SOD、GSH-Px、GSH活性及MDA濃度 將處于對數(shù)生長期的HLEB-3細胞以1×104個/孔的密度接種于96孔板，將細胞按照1.2.1描述的方法制備氧化應激模型，細胞繼續(xù)培養(yǎng)24 h，采用相應試劑盒說明書中的步驟測定細胞中T-AOC、SOD、GSH-Px、GSH活性和MDA濃度。轉染的細胞在含200 μmol/L H2O2的培養(yǎng)基中繼續(xù)培養(yǎng)24 h，采用上述方法檢測細胞T-AOC、SOD、GSH-Px、GSH活性和MDA濃度。

1.2.5逆轉錄PCR法測定晶狀體前囊膜組織標本和HLEB-3細胞內miR-125b表達 取白內障患者和正常供體晶狀體前囊膜組織標本，收集對照組及不同濃度H2O2(100、200、400 μmol/L)處理組細胞，Trizol法提取組織和細胞總RNA，逆轉錄得到cDNA，反應體系：Master Mix 10 μl，正反向引物各2 μl，cDNA模板2 μl，ddH2O 10 μl；反應條件：95 ℃預變性10 min；95 ℃變性25 s，60 ℃退火40 s，60 ℃延伸50 s，重復45個循環(huán)。行PCR擴增，反應體系：cDNA<0.5 μl，正向引物(10 μmol/L)1.0～2.0 μl，反向引物(10 μmol/L)1.0～2.0 μl，10倍Easy Taq buffer 5.0 μl，2.5 mmol/L dNTPs 4.0 μl，Easy Taq DNA聚合酶0.5 μl，ddH2O定容至50.0 μl。擴增條件：94 ℃預變性2 min；94 ℃變性30 s，55 ℃退火30 s，72 ℃延伸2 min，共35個循環(huán)；72 ℃延伸6 min。瓊脂糖凝膠電泳，用圖像記錄分析系統(tǒng)對目的基因、參比基因的條帶灰度值進行分析。目的基因表達量=目標DNA條帶灰度值/GAPDH條帶灰度值×100%。轉染后細胞在含200 μmol/L H2O2的培養(yǎng)基中繼續(xù)培養(yǎng)24 h，以上述方法檢測細胞內miR-125b的相對表達量。每個實驗結果獨立重復3次。引物序列：miR-125b正向引物為5’-CGTATCGGATTCGGACTTGC-3’，反向引物為5’-CTTTAGCTAGGGCTAGCGTG-3’；GAPDH正向引物為5’-AGTGCTAGCTGATATGAC-3’，反向引物為5’-CGTAGTCGATGCATAGCT-3’。

1.2.6Western blot法測定晶狀體前囊膜組織標本和HLEB-3細胞內Nrf2蛋白的表達 采用不同濃度H2O2(0、100、200和400 μmol/L H2O2)分別處理細胞24 h，收集各組細胞，RIPA裂解液提取總蛋白，將蛋白樣品加入SDS-PAGE凝膠加樣孔進行電泳，使蛋白轉移至PVDF膜，用質量分數(shù)5%脫脂奶粉室溫封閉2 h，TBST溫和洗膜3 min后加入相應的一抗(1∶ 100)，4 ℃孵育過夜，TBST洗滌10 min，共3次，加入對應二抗(1∶ 1 000)，室溫下孵育1 h，TBST洗滌10 min，共3次，加入配制好的ECL發(fā)光液，避光孵育5 min，采用化學發(fā)光凝膠成像儀采集圖片信息，圖片用Image pro plus 6.0軟件進行灰度分析，以GAPDH為內參，計算目的蛋白和內參灰度之比，即為蛋白相對表達量。將轉染細胞在含200 μmol/L H2O2的培養(yǎng)基中繼續(xù)培養(yǎng)24 h，以上述方法檢測細胞內Nrf2的表達。每個實驗結果獨立重復3次。

1.2.7免疫熒光雙染色法檢測細胞內Keap1、Nrf2表達 采用200 μmol/L H2O2處理細胞24 h，PBS洗滌細胞，采用預冷多聚甲醛在4 ℃下固定30 min，質量分數(shù)0.1%吐溫處理10 min，室溫下PBS洗滌5 min，封閉液中室溫封閉30 min，加入鼠源Keap1(1∶ 20)、兔源Nrf2(1∶ 100)一抗，4 ℃孵育過夜，PBS洗滌細胞，加入相應二抗(1∶ 1 000)，室溫孵育1 h，PBS洗滌，加入核染色劑室溫染色1 min，PBS洗滌后，熒光封片劑封片，熒光顯微鏡下觀察細胞內Keap1和Nrf2熒光強度，每個切片任意選取5個視野。ROS陽性反應呈綠色熒光，細胞核呈藍色熒光。

1.2.8靶基因預測及雙熒光素酶報告基因分析 為了確定miR-125b在HLEB-3細胞中發(fā)揮生物學功能的靶向作用點，利用miRanda、TargetScan數(shù)據庫預測miR-125b的潛在靶基因，其中Nrf2在miR-125b的3’UTR上有結合位點。將處于對數(shù)生長期的HLEB-3細胞以2×105個/孔的密度接種于24孔板，用LipofectamineTM2000將熒光素酶報告載體(Nrf2-3’-UTR-WT或Nrf2-3’UTR-MT)與miR-125b擬似物/抑制物/對照共轉染細胞，以Renilla熒光素酶質粒(100 ng/孔)為對照，與載體共轉染。細胞轉染24 h，以GAPDH為內參，用雙熒光素酶報告分析系統(tǒng)測定熒光素酶活性。

1.3 統(tǒng)計學方法

采用SPSS 20.0統(tǒng)計學軟件(美國IBM公司)進行統(tǒng)計分析。計量資料的數(shù)據經Shapiro-Wilk檢驗證實呈正態(tài)分布，以mean±SD表示，組間均數(shù)經Levene檢驗證實方差齊。采用均衡分組單因素干預多水平研究設計，正常供體晶狀體前囊膜和白內障患者晶狀體前囊膜組間各檢測指標差異比較采用獨立樣本t檢驗，miR-125b擬似物組、miR-125b對照組和miR-125b抑制物組間各檢測指標總體差異比較采用單因素方差分析，組間多重比較采用LSD-t檢驗。P<0.05為差異有統(tǒng)計學意義。

2 結果

2.1 正常供體和白內障患者晶狀體前囊膜組織中miR-125b和Nrf2表達

白內障患者晶狀體前囊膜中miR-125b和Nrf2蛋白的表達條帶均明顯增強。白內障患者晶狀體前囊膜中miR-125b和Nrf2蛋白的相對表達量分別為0.89±0.05和0.84±0.12,明顯高于正常供體中的0.21±0.03和0.27±0.06,組間比較差異均有統(tǒng)計學意義(t=15.355，P<0.05;t=18.647，P<0.05)(圖1)。

圖1 正常供體和白內障患者晶狀體前囊膜中miR-125b和Nrf2蛋白的表達 A：逆轉錄PCR法檢測各組晶狀體前囊膜中miR-125b的表達 B：Western blot法檢測各組晶狀體前囊膜中Nrf2蛋白的表達 C：各組晶狀體組織中miR-125b的相對表達量比較 與正常晶狀體組織比較，aP<0.05(獨立樣本t檢驗；白內障組織,n=24;正常組織,n=20) D：各組晶狀體組織中Nrf2蛋白的相對表達量比較 與正常晶狀體組織比較，aP<0.05(獨立樣本t檢驗；白內障組織,n=24;正常組織,n=20) 1:白內障晶狀體組織 2:正常晶狀體組織 miR：微小RNA；GAPDH:甘油醛-3-磷酸脫氫酶;Nrf2：核因子E2相關因子2Figure 1 Expression levels of miR-125b and Nrf2 protein in the lens anterior capsule of normal donors and cataract patients A：The expression intensity of miR-125b in the lens anterior capsule of different specimens by reverse transcription PCR B：The expression intensity of Nrf2 protein in the lens anterior capsule of different specimens by Western blot assay C：The comparison of relative expression levels of miR-125b Compared with the normal anterior lens capsule specimen，aP<0.05 (Independent-samples t test;cataract tissues,n=24;normal tissues,n=20) D：The comparison of relative expression levels of Nrf2 protein Compared with the normal anterior lens capsule specimen，aP<0.05 (Independent-samples t test；cataract tissues,n=24;normal tissues,n=20) 1:Lens anterior capsule of cataract patients 2:Lens anterior capsule of normal donors miR：microRNA；GAPDH:glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase;Nrf2：nuclear factor E2-related factor 2

2.2 不同濃度H2O2處理組細胞中miR-125b、Nrf2的表達比較

與對照組比較，100、200和400 μmol/L H2O2組細胞內miR-125b和Nrf2蛋白表達條帶均明顯增強，且隨著H2O2濃度增加，miR-125b和Nrf2蛋白的表達條帶均逐漸增強。對照組及100、200和400 μmol/L H2O2組細胞內miR-125b相對表達量分別為0.21±0.03、0.52±0.05、0.69±0.04和0.86±0.11，總體比較差異有統(tǒng)計學意義(F=13.513，P<0.01)，100、200和400 μmol/L H2O2組細胞內miR-125b相對表達量均明顯高于對照組，差異均有統(tǒng)計學意義(均P<0.05)。對照組及100、200和400 μmol/L H2O2組細胞內Nrf2蛋白相對表達量分別為0.24±0.04、0.49±0.06、0.74±0.06和0.91±0.10，總體比較差異有統(tǒng)計學意義(F=10.228，P=0.012)，100、200和400 μmol/L H2O2組細胞內Nrf2蛋白相對表達量均明顯高于對照組，差異均有統(tǒng)計學意義(均P<0.05)(圖2)。

圖2 不同濃度H2O2處理組細胞中miR-125b和Nrf2的表達 A：逆轉錄PCR法檢測各組細胞中miR-125b表達 B：各組細胞中miR-125b相對表達量比較 F=13.513，P<0.01.與對照組比較，aP<0.05；與100 μmol/L H2O2組比較，bP<0.05；與200 μmol/L H2O2組比較，cP<0.05(單因素方差分析，LSD-t檢驗，n=6) C：Western blot法檢測不同濃度H2O2處理組細胞中Nrf2蛋白表達 D：各組細胞中Nrf2蛋白相對表達量比較 F=10.228，P=0.012.與對照組比較，aP<0.05；與100 μmol/L H2O2組比較，bP<0.05；與200 μmol/L H2O2組比較，cP<0.05(單因素方差分析，LSD-t檢驗，n=6) 1:對照組 2:100 μmol/L H2O2組 3:200 μmol/L H2O2組 4:400 μmol/L H2O2組 miR：微小RNA；GAPDH:甘油醛-3-磷酸脫氫酶;Nrf2：核因子E2相關因子2Figure 2 Expression levels of miR-125b and Nrf2 protein in different concentrations of H2O2groups A：The expression intensity of miR-125b in different concentrations of H2O2 groups by reverse transcription PCR B：Comparison of relative expression levels of miR-125b among different concentrations of H2O2 groups F=13.513，P<0.01.Compared with the control group，aP<0.05；compared with the 100 μmol/L H2O2 group，bP<0.05；compared with the 200 μmol/L H2O2 group，cP<0.05 (One-way ANOVA，LSD-t test，n=6) C：The expression intensity of Nrf2 protein in oxidative stress model groups by Western blot D：Comparison of relative expression levels of Nrf2 protein F=10.228，P=0.012.Compared with the control group，aP<0.05；compared with the 100 μmol/L H2O2 group，bP<0.05；compared with the 200 μmol/L H2O2 group，cP<0.05 (One-way ANOVA，LSD-t test，n=6) 1:Control group 2:100 μmol/L H2O2 group 3:200 μmol/L H2O2 group 4:400 μmol/L H2O2 group miR：micro RNA；GAPDH:glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase；Nrf2：nuclear factor E2-related factor 2

圖3 不同濃度H2O2處理組細胞內源性ROS表達(×600，標尺=100 μm) ROS陽性反應呈綠色熒光(DCFH-DA)，細胞核呈藍色熒光(DAPI)。隨著H2O2濃度的增加，ROS熒光明顯增強 ROS：活性氧簇；H2O2：過氧化氫Figure 3 The expression intensity of endogenous ROS in different concentrations of H2O2 groups(×600，bar=100 μm) ROS-positive reaction showed green fluorescence (DCFH-DA)，and nuclei showed blue fluorescence (DAPI).The ROS response was enhanced with the increase of H2O2 concentration ROS：reactive oxygen species；H2O2：hydrogen peroxide

2.3 不同濃度H2O2處理組細胞中ROS含量及氧化應激相關酶活性比較

對照組未發(fā)現(xiàn)ROS熒光，隨著處理組H2O2濃度增加，ROS熒光強度明顯增強(圖3)。對照組及100、200和400 μmol/L H2O2組細胞內源性ROS熒光強度分別為89.43±3.23、147.38±8.33、94.44±7.29和252.34±11.31，總體比較差異有統(tǒng)計學意義(F=25.316，P<0.01)，100、200和400 μmol/L H2O2組細胞內源性ROS熒光強度均顯著高于對照組，差異均有統(tǒng)計學意義(均P<0.05)。與對照組比較，各組T-AOC、GSH-Px和SOD活性均明顯降低，MDA濃度明顯升高，差異均有統(tǒng)計學意義(均P<0.05)，這種差異隨著H2O2濃度的增加而增大,任意2個組間兩兩比較,差異均有統(tǒng)計學意義(均P<0.05)(表1)。

圖4 不同轉染組細胞中內源性ROS熒光表達(×600，標尺=100 μm) 細胞中ROS反應呈綠色熒光(DCFH-DA)，細胞核呈藍色熒光(DAPI)。不同轉染組中miR-125b擬似物組細胞中ROS熒光強度最弱，miR-125b抑制物組ROS熒光最強 ROS：活性氧簇；miR：微小RNAFigure 4 The response intensity of endogenous ROS in different transfected groups(×600，bar=100 μm) The positive response of ROS showed green fluorescence (DCFH-DA)，and the nuclei displayed blue fluorescence (DAPI).In different transfected groups，ROS response was the weakest in the miR-125b mimics group and strongest in the miR-125b inhibitor group ROS：reactive oxygen species；miR：micro RNA

表1 不同濃度H2O2處理組細胞中T-AOC、SOD、GSH-Px活性和MDA濃度比較(mean±SD)Table 1 Comparison of T-AOC,SOD,GSH-Px activities and MDA concentration among different concentrations of H2O2groups(mean±SD)組別樣本量T-AOC活性[mol/(min·L)]SOD活性[mol/(min·L)]GSH-Px活性[mol/(min·L)]MDA濃度(μmol/L)對照組67.85±0.4684.58±3.99160.62±8.6835.73±1.38100μmol/L H2O2組65.63±0.49a69.01±3.56a130.25±3.43a45.02±2.26a200μmol/L H2O2組63.87±0.55ab56.40±2.43ab103.25±4.38ab57.84±3.87ab400μmol/L H2O2組61.29±0.17abc25.12±3.54abc62.63±3.48abc71.25±2.43abcF值27.94531.25735.12420.547P值<0.01<0.01<0.01<0.01 注:與各自的對照組比較,aP<0.05;與各自的100μmol/L H2O2組比較,bP<0.05;與各自的200μmol/L H2O2組比較,cP<0.05(單因素方差分析,LSD-t檢驗) H2O2:過氧化氫;T-AOC:總抗氧化能力;SOD:超氧化物歧化酶;GSH-Px:谷胱甘肽過氧化物酶;MDA:丙二醛 Note:Compared with the respective control group,aP<0.05;compared with the re-spective 100μmol/L H2O2 group,bP<0.05;compared with the respective 200μmol/L H2O2 group,cP<0.05 (One-way ANOVA,LSD-t test) H2O2:hydrogen peroxide;T-AOC:total-antioxidative capability;SOD:superoxide dismutase;GSH-Px:glutathi-one peroxidase;MDA:malondialdehyde

2.4 不同轉染組細胞中氧化應激相關指標表達

miR-125b擬似物組ROS表達最弱，miR-125b抑制物組ROS表達最強(圖4)。miR-125b擬似物組、miR-125b對照組和miR-125b抑制物組細胞中ROS熒光強度分別為73.23±5.33、189.32±7.33和324.23±10.33，總體比較差異有統(tǒng)計學意義(F=34.138，P<0.01)，miR-125b擬似物組ROS熒光強度顯著低于miR-125b對照組和miR-125b抑制物組，差異均有統(tǒng)計學意義(均P<0.05)；miR-125b擬似物組細胞內T-AOC、SOD和GSH-Px活性均顯著高于miR-125b對照組，MDA濃度低于miR-125b對照組，差異均有統(tǒng)計學意義(均P<0.05)；與miR-125b對照組比較，miR-125b抑制物組細胞內T-AOC、SOD和GSH-Px活性均明顯下降，MDA濃度明顯升高，差異均有統(tǒng)計學意義(均P<0.05)(表2)。

表2 不同轉染組LECs中T-AOC、SOD、GSH-Px活性和MDA濃度比較(mean±SD)Table 2 Comparison of T-AOC,SOD and GSH-Px activities and MDA concentration among different transfected groups (mean±SD)組別樣本量T-AOC活性[μmol/(min·L)]SOD活性[μmol/(min·L)]GSH-Px活性[μmol/(min·L)]MDA濃度[(μmol/L)]miR-125b擬似物組66.31±0.4668.93±4.27126.39±8.9037.87±1.49miR-125b對照組63.50±0.55a54.42±2.41a104.95±6.63a56.92±3.89amiR-125b抑制物組62.62±0.36ab34.28±3.06ab73.83±3.70ab72.59±3.42bF值13.95316.3379.12418.783P值<0.01<0.01<0.01<0.01 注:與各自的miR-125b擬似物組比較,aP<0.05;與各自的miR-125b對照組比較,bP<0.05(單因素方差分析,LSD-t檢驗) LECs:晶狀體上皮細胞;T-AOC:總抗氧化能力;SOD:超氧化物歧化酶;GSH-Px:谷胱甘肽過氧化物酶;MDA:丙二醛;miR:微小RNA Note:Compared with respective miR-125b mimics group,aP<0.05;compared with respective miR-125b control group,bP<0.05 (One-way ANO-VA,LSD-t test) LECs:lens epithelial cells;T-AOC:total-antioxidative capability;SOD:superoxide dismutase;GSH-Px:glutathione peroxidase;MDA:malondialdehyde;miR:micro RNA

2.5 miR-125b靶基因預測

miR-125b靶基因預測發(fā)現(xiàn)，miR-125b與Nrf2保守位點有高分數(shù)結合，Nrf2為miR125b的一個潛在作用靶點。雙熒光素酶報告系統(tǒng)結果顯示，miR-125b擬似物刺激HELE3細胞中Nrf2-3’-UTR-WT報告基因的熒光素酶活性，而miR-125b抑制物抑制Nrf2-3’-UTR-WT報告基因的熒光素酶活性，差異有統(tǒng)計學意義(P<0.05)，轉染突變載體的細胞內未觀察到明顯的熒光素酶活性改變，提示Nrf2是miR-125b的直接靶向蛋白。miR-125b擬似物組細胞內Nrf2蛋白相對表達量高于miR-125b對照組，miR-125b抑制物組細胞內Nrf2蛋白相對表達量低于miR-125b對照組和miR-125b擬似物組，差異均有統(tǒng)計學意義(均P<0.05)(表3，圖5)。200 μmol/L H2O2刺激后，Nrf2表達發(fā)生核轉移，miR-125b擬似物組細胞質中Nrf2熒光染色最強，核轉移也最顯著，細胞質中Keap1的表達微弱；miR-125b抑制物組細胞質內Nrf2熒光較弱，核轉移程度最弱，細胞質中Keap1的熒光最強(圖6)。

表3 不同轉染組miR-125b靶基因預測相關指標比較(mean±SD)Table 3 Comparison of miR-125b target gene prediction indicators among different transfected groups (mean±SD)組別樣本量Nrf2-3’-UTR-WT報告基因的熒光素酶活性Nrf2-3’-UTR-MT報告基因的熒光素酶活性Nrf2相對蛋白表達水平miR-125b擬似物組61.77±0.151.41±0.070.97±0.01miR-125b對照組60.97±0.11a1.38±0.090.78±0.06amiR-125b抑制物組60.52±0.06ab1.46±0.090.43±0.03abF值11.3140.12418.413P值0.0111.310<0.01 注:與各自的miR-125b擬似物組比較,aP<0.05;與各自的miR-125b對照組比較,bP<0.05(單因素方差分析,LSD-t檢驗) miR:微小RNA;Nrf2:核因子E2相關因子2;UTR:非翻譯區(qū);WT:野生型;MT:突變型 Note:Compared with the respective miR-125b mimics group,aP<0.05;compared with the respective miR-125b control group,bP<0.05 (One-way ANOVA,LSD-t test) miR:micro RNA;Nrf2:nuclear factor E2-related factor 2;UTR:untranslated region;WT:wild type;MT:mutant type

圖5 miR-125b靶基因預測結果 A：生物信息軟件檢測Nrf2和miR-125b潛在結合位點，雙熒光素酶報告基因實驗檢測Nrf2和miR-125b的直接關系 B：Western blot法檢測不同轉染組Nrf2蛋白表達 miR-125b抑制物組細胞中Nrf2蛋白表達條帶弱于miR-125b對照組和miR-125b擬似物組 miR：微小RNA；Nrf2：核因子E2相關因子2;UTR：非翻譯區(qū)；WT：野生型；MT：突變型；GAPDH：甘油醛-3-磷酸脫氫酶Figure 5 MiR-125b target gene prediction A：Bioinformatics software detected the binding sites of Nrf2 and miR-125b，and the double luciferase reporter gene assay showed a direct relationship between Nrf2 and miR-125b B：The expression intensity of Nrf2 protein in different transfected groups by Western blot assay The intensity of Nrf2 band was weakened in the miR-125b inhibitor group compared with the miR-125b control group and miR-125b mimics group miR：microRNA；Nrf2：nuclear factor E2-related factor 2;UTR:untranslated region;WT:wild type;MT:mutant type;GAPDH:glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase

3 討論

氧化應激損傷指機體內源性或外源性ROS對細胞信號轉導途徑的綜合損傷，或對細胞內核酸、蛋白質及其他重要因子的損傷[2-3,9]。研究發(fā)現(xiàn)，多種刺激因子產生的氧自由基介導的氧化損傷是導致白內障發(fā)生和發(fā)展的重要原因，白內障患者房水中H2O2濃度升高，介導早期氧化應激[10-11]。本研究用不同濃度的H2O2刺激HLEB-3細胞，成功建立氧化應激模型。近年來，miRNA在白內障中的作用越來越受到關注。miR-125b是近年來廣泛研究的miRNA之一，與多種細胞的生物學活動密切相關，如多種癌細胞、成骨細胞等[12-15]。Li等[16]研究證實，miR-125b通過靶向p53誘導的核蛋白1促進非小細胞肺癌患者的腫瘤轉移；Wu等[17]研究證實miR-125b通過靶向胃癌中的PPP1CA-Rb信號通路來促進細胞遷移和侵襲，導致預后不良；彭俊等[18]報道m(xù)iR-125b可調控骨髓間充質干細胞成骨能力；也有研究報道m(xù)iR-125b通過靶向Stat3調節(jié)單核細胞中降鈣素的生成[19]，但其對白內障晶狀體細胞生物學行為是否有調控作用尚未見報道。本研究檢測miR-125b在白內障晶狀體前囊膜組織中的表達，發(fā)現(xiàn)miR-125b在發(fā)生白內障的晶狀體前囊膜組織內的表達增加，經過H2O2刺激的HLEB-3細胞內miR-125b的表達隨著H2O2濃度的升高而增加，提示miR-125b可能參與了白內障的發(fā)病過程。

圖6 免疫熒光雙染色檢測不同轉染組LECs中Keap1、Nrf2的表達和定位(×600，標尺=100 μm) 免疫熒光雙染色顯示細胞質中Keap1反應呈綠色熒光，Nrf2反應呈紅色熒光，細胞核呈藍色熒光(DAPI) miR-125b擬似物組細胞質中Keap1熒光強度弱，Nrf2熒光強，存在大量核轉移；miR-125b對照組細胞質中Keap1熒光稍強于miR-125b擬似物組，Nrf2熒光強度弱，存在少量核轉移；miR-125b抑制物組Keap1熒光強，Nrf2熒光微弱 Keap1：Kelch樣環(huán)氧氯丙烷相關蛋白-1；Nrf2：核因子E2相關因子2；miR：微小RNAFigure 6 Expression and localization of Keap1 and Nrf2 in lens epithelial cells in different transfected groups by immunofluorescence double staining (×600，bar=100 μm) The Keap1 presented green fluorescence and Nrf2 showed red fluorescence，and the nuclei displayed blue fluorescence.The fluorescence of Keap1 in the cytoplasm was weaker and Nrf2 was stronger in the miR-125b mimics group，indicating more nuclear metastases.In the miR-125b control group，the Keap1 fluorescence was slightly enhanced and Nrf2 was weakened in comparison with the miR-125b mimics group.Keap1 fluorescence was strong and Nrf2 was weakened in the miR-125b inhibitor group Keap1：kelch-like ECH-associated protein-1；Nrf2：nuclear factor E2-related factor 2；miR：micro RNA

生理狀態(tài)下適量的ROS自由基對維持機體氧化平衡狀態(tài)有重要意義，氧化應激條件下促氧化劑與抗氧化劑之間失衡，誘導LECs的線粒體損傷，ROS水平升高，導致細胞內脂質過氧化，產生大量MDA，SOD、T-AOC、GSH-Px是細胞內抗氧化酶，其活性降低會直接導致細胞內氧自由基積累[20-21]。本研究發(fā)現(xiàn)氧化應激模型細胞內ROS活性、MDA濃度均高于對照組，而SOD、T-AOC、GSH-Px的活性均顯著下降，與預測結果一致。miR-125b在多種細胞的氧化應激過程中發(fā)揮調節(jié)作用。Wei等[7]報道m(xù)iR-125b-5p在氧化應激下能保護內皮細胞免于凋亡；Liu等[8]研究證實人視網膜色素上皮細胞的氧化應激狀態(tài)可刺激miR-125b的表達，從而緩解葡萄糖代謝異常。本研究中發(fā)現(xiàn)，在200 μmol/L H2O2的刺激下轉染miR-125b擬似物組的細胞中SOD、T-AOC、GSH-Px活性較miR-125b對照組增加，ROS活性和MDA濃度降低，轉染miR-125b抑制物組細胞中SOD、T-AOC、GSH-Px活性下調，ROS活性和MDA濃度均較高，說明miR-125b可能是通過緩解LECs的氧化應激損傷而參與白內障的發(fā)病過程。

Nrf2是調控細胞氧化應激損傷的關鍵性轉錄因子，生理狀態(tài)下Nrf2與Keap1以復合體的形式存在于細胞質內，Nrf2處于非活性狀態(tài)，當細胞受到氧化損傷信號刺激時，Nrf2被激活進入細胞核內，啟動下游HO-1的轉錄，增強細胞抗氧化能力，該信號通路在細胞的氧化應激、抗凋亡過程中發(fā)揮重要作用[22-24]。李佳等[25]研究證實，Nrf2在人LECs中的高表達及核移位能增加抗氧化酶的含量，從而起到自身抗氧化損傷作用。為了進一步研究miR-125b調控LECs氧化應激損傷的作用機制，本研究用miRanda、TargetScan數(shù)據庫篩選miR-125b下游靶向蛋白，發(fā)現(xiàn)miR-125b與Nrf2保守位點有高分數(shù)結合，Nrf2為miR-125b的一個潛在作用靶點。同時，在miR-125b擬似物組細胞內，Nrf2的表達高于miR-125b對照組，而Nrf2在miR-125b抑制物組細胞內的表達受到抑制。免疫熒光雙染色檢測發(fā)現(xiàn)，隨著轉染時間的增加，miR-125b擬似組細胞內Nrf2向細胞核轉移，細胞質中Keap1的表達也隨之減弱，而Nrf2核轉移相對較弱的miR-125b抑制物組細胞質內Keap1的表達較強烈。

綜上所述，本研究結果表明miR-125b能緩解年齡相關性白內障LECs氧化應激損傷，這種作用可能是通過靶向刺激Nrf2的表達、調控Keap1/Nrf2信號通路的活性而實現(xiàn)的。

利益沖突所有作者均聲明不存在利益沖突