潘孝武 劉文強 黎用朝 熊海波 盛新年 段永紅 余亞瑩 趙文錦 魏秀彩 李小湘

水稻裂穎突變體的鑒定及基因定位

潘孝武 劉文強 黎用朝 熊海波 盛新年 段永紅 余亞瑩 趙文錦 魏秀彩 李小湘*

(湖南省農業(yè)科學院 水稻研究所/農業(yè)部長江中下游秈稻遺傳育種重點實驗室, 長沙 410125;*通訊聯(lián)系人, E-mail: xiaoxiang66196@126.com)

【】本研究旨在定位和克隆水稻裂穎基因，為解析水稻裂穎性的遺傳機制提供依據。從秈稻品種湘早秈6號突變體庫中篩選出一個裂穎突變體(,)，觀察突變體的花器官和漿片形態(tài)，利用突變體與02428的F2群體定位目標基因，進一步通過定量PCR分析相關基因的表達情況。突變體的穎花形態(tài)與野生型基本一致，能正常開花，但不能正常閉穎，裂穎的主要原因是漿片不能在開穎后正常萎蔫。突變體的有效穗數(shù)增加，但結實率和千粒重顯著下降；遺傳分析表明，的裂穎表型受一對隱性核基因控制。將基因定位在ID19827與ID19884兩個InDel標記之間，物理距離約為110 kb。定位區(qū)間測序發(fā)現(xiàn)，突變體中丙二烯氧化合酶編碼基因發(fā)生單堿基突變，導致氨基酸發(fā)生改變；基因的突變顯著降低了花器官中的茉莉酸含量，進而影響了茉莉酸合成及信號轉導相關基因的表達。基因通過影響茉莉酸的合成和信號轉導調控水稻閉穎，可能是基因的候選基因。

水稻；穎花閉合；漿片；基因定位；茉莉酸

水稻種子裂穎（不閉合或不完全閉合）是水稻生產中一種常見的現(xiàn)象，特別是在不育系中廣泛存在。裂穎會引起水稻種子霉變、穗上發(fā)芽、耐儲性下降等[1-2]，已經成為雜交水稻種子生產及儲藏的重要限制因素。因此，鑒定和克隆水稻裂穎基因，對于水稻遺傳研究和種子生產都具有重大的意義。

水稻的穎花從外到內依次由1個外稃、1個內稃、2個漿片、6枚雄蕊和1枚雌蕊構成。穎花開放時，漿片快速吸水膨大，使外稃和內稃的鉤合點松開，同時花絲快速伸長，使花藥伸出穎殼并裂開，花粉散落，完成授粉過程[3]；授粉完成后，漿片失水萎縮使內外穎重新閉合并相互鉤合。部分穎花的內外穎不能完全閉合，或內外穎雖能勉強閉合但不能嚴密勾合而形成裂穎種子[4]。水稻的裂穎性在不同的品種資源中差異較大[5]。但由于水稻的裂穎性易受到環(huán)境因素的影響[6]，目前利用品種間自然變異開展裂穎性基因定位的研究還未見報道。發(fā)掘裂穎相關突變體，是研究裂穎性遺傳機制的重要途徑。孫廉平等[7]篩選到一個穎花發(fā)育異常的突變體()，其內外稃開裂不抱合，且在雄蕊和柱頭之間形成類似于內外稃的結構，該突變表型與陳立凱等[8]發(fā)掘的突變體的表型一致，都是由于基因的突變引起的。曾生元等[9]發(fā)現(xiàn)一個裂穎突變體，該突變體不僅穎殼不閉合，且伴隨著生育期提前、植株變矮、穎花退化等，目標基因定位在第1染色體上一個約47 kb的區(qū)間內。沈亞林等[10]利用持續(xù)開穎突變體，將目標基因定位到第5染色體上一個約113 kb的區(qū)間內。另外，Li等[11]篩選到裂穎突變體，突變體的穎殼形態(tài)正常，但不能正常閉合且結實率降低，候選基因編碼12-氧代植物二烯酸還原酶，在植物體內參與茉莉酸(Jasmonic acid，JA)的生物合成。利用另一個開穎突變體，Li等[12]進一步證明通過影響漿片中的代謝過程，調控漿片萎蔫和穎殼閉合。

茉莉酸是一類重要的植物激素，參與植物的生長發(fā)育、次生代謝等多種生物學過程，并介導植物對生物逆境和非生物逆境的應答反應[13-15]。植物體內的茉莉酸由游離的亞麻酸經過脂肪氧合酶途徑合成[14, 16-17]。葉綠體膜脂在脂酶的催化下生成α-亞麻酸(linolenic acid，LA)，然后在脂氧合酶(lipoxygenase，LOX)的催化下轉化成13-氫過氧化亞麻酸(13-hydroperoxylinolenic acid，13-HPOT)，后者在AOS以及丙二烯氧化環(huán)化酶(allene oxide cyclase，AOC)的催化下生成12-氧代植物二烯酸(12-oxophytodienoic acid，OPDA)；OPDA隨后運輸至過氧化物酶體中，經過12-氧代植物二烯酸還原酶(OPDA reductase，OPR)的還原作用，再經過3步β-氧化過程最終形成茉莉酸。擬南芥的一個磷脂酶基因突變后，花器官中的茉莉酸含量下降，引起花藥開裂受阻，花粉活力和育性明顯下降[18]。擬南芥AOS的突變同樣引起相似的表型，外源施用茉莉酸或者茉莉酸甲酯(Methyl jasmonate，MeJA)均可回復突變體的表型[19]。在水稻中，外源JA能夠誘導穎花開放[20]，且細胞質雄性不育系比普通水稻對茉莉酸更加敏感[21]。Liu等[22]的研究表明，細胞質雄性不育系的花時比較分散，主要是因為漿片中的茉莉酸含量下降，引起花絲伸長和漿片膨脹受阻。另外，水稻花器官中的茉莉酸含量在開花時明顯上升[23]，大量與茉莉酸合成及信號轉導相關的基因在開花前后差異表達[24]。這些研究都表明，茉莉酸在穎花開放和閉合過程中扮演重要作用。

本實驗室利用化學誘變水稻品種湘早秈6號，獲得了一個裂穎突變體。我們對突變體開展了形態(tài)學觀察、遺傳分析、基因定位和相關基因的表達分析，以期為進一步克隆該基因和闡明水稻裂穎的分子機制奠定基礎。

1 材料與方法

1.1 試驗材料

利用0.5%的甲基磺酸乙酯處理秈稻湘早秈6號，在M2代中發(fā)現(xiàn)一株裂穎突變體，經連續(xù)與野生型回交后獲穩(wěn)定遺傳植株，命名為()。利用突變體與野生型湘早秈6號正反交，觀察F1的表型，并統(tǒng)計F2群體中正常株和突變株的分離比例，通過卡方檢驗進行遺傳分析；利用突變體與廣親和粳稻品種02428雜交構建F2群體，用于基因定位。

1.2 形態(tài)學特性觀察

于抽穗開花期觀察穎花形態(tài)和閉穎情況，成熟期觀察水稻種子形態(tài)；于盛花期早上在田間取水稻主莖，帶回室內置于盛有清水的三角瓶中，剪去劍葉。分別選取開穎前30 min、開穎后10 min、開穎后60 min的穎花，采用徠卡S9體式顯微鏡觀察漿片形態(tài)。開花期結束后，調查裂穎和閉合穎花的數(shù)量，統(tǒng)計野生型與突變體的裂穎比例。

1.3 農藝性狀調查

于成熟期考查野生型和突變體的株高和產量性狀，同時調查突變體種子的裂穎情況，3次重復，每次重復取5株考種。產量性狀包括有效穗數(shù)、每穗總粒數(shù)、結實率和千粒重。其中突變體的千粒重通過挑選1000粒正常閉穎且飽滿的稻谷稱重獲得。利用DPS 14.10分析野生型與突變體之間的差異顯著性。

1.4 基因定位和候選基因預測

以突變體與02428雜交的F2群體為定位群體，采用混合群體分離分析法開展基因的初定位。采用CTAB法提取親本及群體植株的DNA。從F2群體中分別選取10株正常株和10株裂穎株，各單株取等量DNA混合，構建正?；虺睾屯蛔兓虺兀皇紫仍谟H本間進行SSR引物的多態(tài)性篩選，再利用多態(tài)性引物擴增兩個基因池，篩選與目標基因連鎖的SSR標記，并利用少量隱性單株進行初定位；在初定位區(qū)間設計InDel標記，擴大定位群體進行精細定位。PCR總體積10 μL。含2×Taq PCR預混試劑5 μL，正反向引物各1 μL(5 μmol/L)，DNA模板1 μL，去離子水2 μL。PCR程序如下：94℃下預變性5 min；94℃下變性30 s、55℃下退火30 s，72℃下延伸30 s，33個循環(huán)；72℃下延伸5 min。在精細定位區(qū)間內，根據基因的功能注釋預測候選基因，并比較野生型與突變體的序列差異。

1.5 茉莉酸含量測定

于盛花期，取開穎后約30 min的野生型和穎花各0.5 g，液氮速凍后置于?80℃下保存，用于內源茉莉酸含量的測定。樣品經液氮研磨后轉移到離心管中，加入3 mL預冷的提取液（甲醇∶水∶乙酸= 90∶9∶1），4℃避光浸提24 h；4℃、12 000 r/min下離心15 min，轉移上清液；再加入2 mL提取液重復提取和離心1次；合并兩次提取液，在室溫下用氮氣吹干；加入400 μL甲醇溶解，經0.22 μm濾膜過濾；參考Fu等[25]的方法，利用高效液相色譜-質譜聯(lián)用儀進行檢測。3次生物學重復。

1.6 基因表達檢測

取樣時間及方法同1.5。使用RNA提取試劑盒(美國Omega公司)抽提穎花中的總RNA，使用1%的瓊脂糖凝膠電泳，檢測RNA樣品的完整性，同時使用微量分光光度計(NanoDrop 2000，Thermo)測定RNA樣品在260、280、230 nm下的吸光度；RNA檢測合格后，使用反轉錄試劑盒(日本ToYoBo公司)獲得cDNA；cDNA模板稀釋一定倍數(shù)后用于熒光定量PCR分析。使用SYBR qPCR Master Mix (Vazyme)作為熒光染料，反應體系為20 μL，在熒光定量PCR儀上進行(IQ5，Bio-Rad，美國)。PCR條件如下：94℃下預變性1 min；94℃下變性15 s，56℃下退火15 s，72℃下延伸30 s，40個循環(huán)。以作為內參，基因表達的相對量采用2?法計算。大部分引物參考黃俊寶等[23]，其余引物見表1。樣本間的差異顯著性分析采用檢驗。

2 結果與分析

2.1 sh1突變體的表型分析

如圖1-A所示，突變體的穎花形態(tài)、穗型與野生型基本一致，穎花具有正常的內外稃、雄蕊、花絲和柱頭。野生型在開穎后1 h基本能完成閉穎，突變體能正常開花，但不能正常閉穎(圖1-B)。突變體的裂穎比例達到37.1%。一部分穎殼始終保持裂開狀態(tài)直到灌漿結實期，種子裸露在外，由于沒有穎殼的保護，遇陰雨天氣常導致霉變（圖1-C），種子活力在儲存階段下降迅速。

圖1 野生型和突變體穎花的形態(tài)學觀察

Fig. 1. Morphological observation of florets of wild type andmutant.

表1 基因定位及表達分析引物信息

表2 野生型與突變體sh1的主要農藝性狀比較

*,**分別表示野生型與突變體間差異達0.05和0.01顯著水平。

*,**Significant difference between the mutant and its wild type at 0.05 and 0.01 levels, respectively.

漿片的膨脹和萎蔫是穎殼開閉的主要動力。如圖1-D所示，開花前30 min，野生型和突變體的漿片較癟，隨后快速吸水膨脹，開花后表現(xiàn)出充盈飽滿的狀態(tài)。在開花前和開花后10 min，野生型與突變體的漿片之間都沒有明顯的差異。開穎后60 min，野生型的漿片已失水萎蔫，但突變體的漿片仍然處于膨大狀態(tài)，野生型此時已完成閉穎，而突變體的穎花則繼續(xù)保持張開。這些結果表明，突變體的漿片不能在開穎后正常萎蔫，導致突變體不能正常閉穎。

成熟期的農藝性狀調查結果表明（表2），突變體的株高和每穗總粒數(shù)與野生型沒有顯著差異，但結實率和千粒重顯著下降，其中結實率的降幅最明顯，突變體的結實率僅為25.1%；相反，突變體的有效穗數(shù)顯著多于野生型。

2.2 突變體的遺傳分析及基因定位

將突變體與野生型湘早秈6號正反交，雜種F1均表現(xiàn)正常，湘早秈6號的F2群體中正常株1145株，裂穎株365株，分離比例經卡方檢驗符合3∶1（χ2=0.55 < χ2 0.05=3.84）；在湘早秈6號/的F2群體中，正常株1024株，裂穎株315，卡方檢驗正常株與裂穎株的分離比例同樣符合3∶1（χ2=1.55 < χ2 0.05=3.84），表明突變體的裂穎表型受一對隱性核基因控制。

利用突變體與02428的秈粳交F2群體進行基因定位。在親本湘早秈6號和02428之間，共篩選到168對多態(tài)性SSR引物，均勻分布在12條染色體上。在F2群體中分別選取10株正常株和10株裂穎株構建DNA混池，使用親本間的多態(tài)性引物擴增兩個DNA混池，發(fā)現(xiàn)第3染色體上的SSR引物RM293在兩個混池之間呈多態(tài)。隨后在RM293周圍增加SSR標記，利用34份裂穎F2材料，將目標基因定位在RM15967和RM1352兩個SSR標記之間，物理距離約為701 kb。進一步擴大隱性單株數(shù)量到285個，并在初定位區(qū)間內加密標記，最終將基因定位在ID19827與ID19884兩個InDel標記之間，物理距離約為110 kb（圖2）。參考日本晴的基因組序列，此區(qū)間內共有14個開放閱讀框(Open Reading Frame, ORF)。根據基因的功能注釋，發(fā)現(xiàn)ORF5（LOC_Os03g55800）編碼丙二烯氧化合酶（OsAOS1），屬于細胞色素P450家族成員，是茉莉酸合成途徑中的關鍵酶?；驕y序分析發(fā)現(xiàn)，突變體在該基因編碼區(qū)的第1241個堿基由A突變成G，導致編碼蛋白的第414個氨基酸由谷氨酰胺突變?yōu)榫彼?。蛋白結構域分析發(fā)現(xiàn)，該蛋白第32?512位氨基酸為丙二烯氧化合酶結構域，非常保守。因此，預測該基因為裂穎突變的目標基因。

圖2 水稻SH1基因的精細定位

Fig. 2. Fine mapping of the ricegene.

**表示突變體與野生型之間的差異達0.01顯著水平。

Fig. 3. JA content in florets of wild type andmutant.

2.3 茉莉酸含量及相關基因的表達分析

茉莉酸是水稻開花過程中的重要調節(jié)物質，茉莉酸含量的變化直接影響穎殼的開閉。我們進一步分析了突變體在穎花開放時的茉莉酸含量及相關基因的表達變化。如圖3所示，突變體中的茉莉酸含量明顯降低，約為野生型的1/15，表明突變嚴重影響了花器官中的茉莉酸含量?；虮磉_分析結果表明，茉莉酸合成基因和的表達水平在突變體中極顯著下降，但其他合成基因包括、、以及的表達在野生型和突變體之間差異不顯著（圖4-A）；另外，參與催化茉莉酸與異亮氨酸形成活性共軛物(JA-Ile)的基因和，其表達水平在突變體中也沒有明顯變化（圖4-B）。有意思的是，茉莉酸信號轉導基因及受體蛋白基因、在突變體中顯著誘導表達，但另一個茉莉酸受體蛋白基因的表達無差異。JAZ（Jasmonate ZIM-domain）蛋白是植物中調控茉莉酸激素應答的關鍵因子。除和以外，其他基因的表達水平在野生型和突變體中差異顯著，其中大部分基因在突變體中下調表達，但和的表達水平在突變體中顯著升高（圖4-C）。綜上，基因的突變顯著降低了花器官中的茉莉酸含量，進而影響了茉莉酸合成及信號轉導相關基因的表達。

*表示突變體與野生型之間的差異達0.05顯著水平；**表示突變體與野生型之間的差異達0.01顯著水平。

Fig. 4. Relative expression level of genes related to JA synthesis and signal transduction.

3 討論

本研究鑒定了一個水稻裂穎突變體，突變體花器官中的JA含量顯著下降，候選基因編碼丙二烯氧化合酶（allene oxide synthase，AOS）。突變體是基因的等位突變體，該基因已被報道是JA生物合成途徑中的關鍵酶基因，且已完成該基因相關的表達分析[26]。水稻中共有4個AOS同源基因[27]，其中已被證明參與水稻的光形態(tài)建成[28]以及由營養(yǎng)生長向生殖生長的轉換過程[29]。

在水稻JA合成相關突變體中，基因突變引起JA含量下降，突變體的護穎和稃片比野生型更長，而且在護穎和稃片之間長出額外的苞葉狀組織，花藥和柱頭的數(shù)量也有所增加[30]。與突變體類似，本研究中突變體的JA含量也顯著下降，但花器官形態(tài)沒有明顯的變化，推測可能是因為水稻基因只有一個拷貝，而基因有4個拷貝，存在互補效應，因此基因的突變對花器官的影響更嚴重。大部分水稻JA合成突變體都表現(xiàn)育性下降[28,30]，突變引起千粒重顯著下降，但花粉育性并未受到影響[11-12]。在本研究中，突變體的結實率和千粒重顯著下降，但有效穗數(shù)增加，表明不同JA合成基因扮演的作用并不完全一致。JA本身是沒有活性的，需要與異亮氨酸形成共軛物JA-Ile[13]?；蚓幋aJA-氨基酸合成酶，水稻基因突變引起JA-Ile等共軛物含量明顯下降，漿片不能正常萎蔫，導致穎花開放后不閉合[31-32]。水稻閉穎是花器官各組織部位協(xié)同作用的結果，其中漿片的程序性死亡（programmed cell death，PCD）在水稻閉穎過程中起重要作用，突變體中的PCD延遲導致閉穎失敗[12]。本研究同樣發(fā)現(xiàn)，突變體的漿片在開穎后維持膨大狀態(tài)，這可能是突變體裂穎的主要原因。JA對其合成途徑具有正反饋效應，JA合成相關基因的表達都受到JA的誘導；擬南芥AOC基因的表達水平在JA過量合成突變體中上調，相反在JA缺失突變體中則下調[17]。與這些研究結果一致，本研究中等JA合成基因在突變體中表達顯著下調。JA含量的下降影響了下游的信號轉導途徑，大量參與JA信號轉導的基因在野生型與突變體間差異表達。這些信號轉導基因可能影響下游功能基因的表達和生理代謝，從而調控穎花的開閉過程。例如，鉀離子運輸基因在突變體表達上調，引起漿片中鉀離子濃度明顯升高[33]。等糖運輸相關基因在突變體中表達下調，影響漿片中的糖類物質含量，進而影響漿片的正常萎蔫和穎殼閉合[12]?；蚴欠裢ㄟ^類似的機制調控水稻穎花閉合，漿片中的組織細胞結構和JA含量在突變體中是否發(fā)生變化，這些具體的生物學機制還有待于進一步的基因功能研究。

[1] 陳柏原, 符辰建, 秦鵬, 張海清, 楊遠柱. 水稻種子裂穎性的研究進展. 雜交水稻, 2014, 29(3): 6-9.

Chen B Y, Fu C J, Qin P, Zhang H Q, Yang Y Z. Advances in studies on split husk of rice seeds., 2014, 29(3): 6-9. (in Chinese with English abstract)

[2] 楊建菊. 雜交水稻種子的裂穎及其危害. 雜交水稻, 2006, 21(1): 57-60.

Yang J J. Split husk and its harm in hybrid rice seeds., 2006, 21(1): 57-60. (in Chinese with English abstract).

[3] 曾曉春, 周燮, 吳曉玉. 水稻穎花開放機理研究進展. 中國農業(yè)科學, 2004, 37(2): 188-195.

Zeng X C, Zhou X, Wu X Y. Advances in study of opening mechanism in rice florets., 2004, 37(2): 188-195. (in Chinese with English abstract).

[4] 管恩相, 李勇, 劉陵武, 姚仁祥, 郭君, 唐海燕. 三系不育系種子裂穎形成的原因及防治措施研究. 中國種業(yè), 2010(1): 42-43.

Guan E X, Li Y, Liu L W, Yao R X, Guo J, Tang H Y. Study on causes and control measures of split husk in three-line male sterile line seeds., 2010(1): 42-43. (in Chinese with English abstract).

[5] 朱偉, 童繼平, 吳躍進. 水稻品種抗裂穎資源的篩選與初步研究. 植物遺傳資源學報, 2004, 5(1): 52-55.

Zhu W, Tong J P, Wu Y J. Preliminary study and selection of rice germplasm with glume gaping resistance., 2004, 5(1): 52-55. (in Chinese with English abstract).

[6] 彭柏池, 劉曉霞, 張桂蓮, 陳立云. 授粉期氣象因子對水稻細胞質雄性不育系種子裂穎特性的影響. 中國農業(yè)氣象, 2008, 29(3): 308-311.

Peng B C, Liu X X, Zhang G L, Chen L Y. Influence of meteorological factors during pollination stage on characters of glume-gaping grains of cytoplasmic male sterile lines in rice., 2008, 29(3): 308-311. (in Chinese with English abstract).

[7] 孫廉平, 張迎信, 張沛沛, 楊正福, 占小登, 沈希宏, 張振華, 胡霞, 軒丹丹, 吳瑋勛, 曹立勇, 程式華. 一個由可變剪接造成的水稻開穎不育突變體的鑒定及基因定位. 中國水稻科學, 2015, 29(5): 457-466.

Sun L P, Zhang Y X, Zhang P P, Yang Z F, Zhan X D, Shen X H, Zhang Z H, Hu X, Xuan D D, Wu W X, Cao L Y, Cheng S H. Characterization and gene mapping of an open hull male sterile mutantcaused by alternative splicing in rice., 2015, 29(5): 457-466. (in Chinese with English abstract).

[8] 陳立凱, 黃明, 劉永柱, 王慧, 陳志強, 郭濤. 水稻開穎半不育突變體的觀察、遺傳分析和基因定位. 中國農業(yè)科學, 2016, 49(1): 1-13.

Chen L K, Huang M, Liu Y Z, Wang H, Chen Z Q, Guo T. Observation, genetic analysis and gene mapping of an open hull semi-sterility mutant in rice ()., 2016, 49(1): 1-13. (in Chinese with English abstract).

[9] 曾生元, 郭旻, 李榮德, 盛生蘭, 龔紅兵, 嚴長杰. 水稻新裂穎突變體的遺傳分析與基因定位. 中國水稻科學, 2015, 29(1): 22-27.

Zeng S Y, Guo M, Li R D, Sheng S L, Gong H B, Yan C J. Genetic analysis and fine mapping for a novelmutant in rice., 2015, 29(1): 22-27. (in Chinese with English abstract).

[10] 沈亞林, 莊慧, 陳歡, 曾曉琴, 李香凝, 張君, 鄭昊, 凌英華, 李云峰. 水稻穎花持續(xù)開放突變體()的鑒定與基因. 作物學報, 2017, 43(8): 1122-1127.

Shen Y L, Zhuang H, Chen H, Zeng X Q, Li X N, Zhang J, Zheng H, Ling Y H, Li Y F. Characterization and gene mapping ofmutant in rice (L.)., 2017, 43(8): 1122-1127. (in Chinese with English abstract).

[11] Li L, Shi C H, Zeng D D, Jin X L, Wu J G. Morphogenesis and molecular basis on the unclosed glumes, a novel mutation related to the floral organ of rice., 2015, 33(3): 480-489.

[12] Li X, Wang Y, Duan E, Qi Q, Zhou K, Lin Q, Wang D, Wang Y, Long W, Zhao Z. OPEN GLUME1: A key enzyme reducing the precursor of JA, participates in carbohydrate transport of lodicules during anthesis in rice., 2018, 37(2): 329-346.

[13] Dhakarey R, Kodackattumannil P P, Riemann M. Functional analysis of jasmonates in rice through mutant approaches., 2016, 5(1): 1-15.

[14] Wasternack C, Song S. Jasmonates: Biosynthesis, metabolism, and signaling by proteins activating and repressing transcription., 2016, 68(6): 1303-1321.

[15] Cai Q, Yuan Z, Chen M, Yin C, Luo Z, Zhao X, Liang W, Hu J, Zhang D. Jasmonic acid regulates spikelet development in rice., 2014, 5(3): 3476.

[16] 馮孟杰, 徐恒, 張華, 朱英. 茉莉素調控植物生長發(fā)育的研究進展. 植物生理學報, 2015, 51(4): 407-412.

Feng M J, Xu H, Zhang H, Zhu Y. Recent progress in jasmonates regulation of plant growth and development., 2015, 51(4): 407-412. (in Chinese with English abstract).

[17] Wasternack C. Jasmonates: An update on biosynthesis, signal transduction and action in plant stress response, growth and development., 2007, 100(4): 681-697.

[18] Ishiguro S, Kawai-Oda A, Ueda J, Nishida I, Okada K. Thegene encodes a novel phospholipase A1 catalyzing the initial step of jasmonic acid biosynthesis, which synchronizes pollen maturation, anther dehiscence, and flower opening in., 2001, 13(10): 2191-2209.

[19] Park J H, Halitschke R, Kim H B, Baldwin I T, Feldmann K A, Feyereisen R. A knock-out mutation in allene oxide synthase results in male sterility and defective wound signal transduction indue to a block in jasmonic acid biosynthesis., 2002, 31(1): 1-12.

[20] Zeng X C, Zhou X. Methyl jasmonate induces the opening of spikelets in rice., 1999, 41(5): 560-562.

[21] Song P, Xia K, Wu C W, Bao D P, Chen L P, Zhou X, Cao X Z. Differential response of floret opening in male-sterile and male-fertile rice to methyl jasmonate., 2001, 43(5): 480-485.

[22] Liu L, Zou Z, Qian K, Xia C, He Y, Zeng H, Zhou X, Riemann M, Yin C, Zhang D. Jasmonic acid deficiency leads to scattered floret opening time in cytoplasmic male sterile rice Zhenshan 97A., 2017, 68(16): 4613-4625.

[23] 黃俊寶, 何永明, 曾曉春, 向妙蓮, 付永琦. 水稻穎花開放前花器官茉莉酸水平變化及漿片茉莉酸信號基因表達分析. 中國農業(yè)科學, 2015, 48(6): 1219-1227.

Huang J B, He Y M, Zeng X C, Xiang M L, Fu Y Q. Changes of JA levels in floral organs and expression analysis of JA signaling genes in lodicules before floret opening in rice., 2015, 48(6): 1219-1227. (in Chinese with English abstract)

[24] 付永琦, 向妙蓮, 蔣海燕, 何永明, 曾曉春. 水稻穎花開放前漿片轉錄組變化. 中國農業(yè)科學, 2016, 49(6): 1017-1033.

Fu Y Q, Xiang M L, Jiang H Y, He Y M, Zeng X C. Transcriptome profiling of lodicules before floret opening inL., 2016, 49(6): 1017-1033. (in Chinese with English abstract).

[25] Fu J, Chu J, Sun X, Wang J, Yan C. Simple, rapid, and simultaneous assay of multiple carboxyl containing phytohormones in wounded tomatoes by UPLC-MS/MS using single SPE purification and isotope dilution., 2012, 28(11): 1081-1087.

[26] 韓同凱, 周晉軍, 薛彥久, 陳翠霞, 謝先芝. 水稻丙二烯氧化物合成酶基因的表達研究. 山東農業(yè)科學, 2013, 45(5): 1-5.

Han T K, Zhou J J, Xue Y J, Chen C X, Xie X Z. Expression analysis of allene oxide synthase gene,, in rice., 2013, 45(5): 1-5. (in Chinese with English abstract)

[27] Ken H, Moritoshi I. Phytochrome-mediated transcriptional up-regulation ofin rice seedlings., 2004, 45(2): 119-128.

[28] Biswas K K, Ralf N, Ken H, Osamu Y, Moritoshi I. Photomorphogenesis of rice seedlings: A mutant impaired in phytochrome-mediated inhibition of coleoptile growth., 2003, 44(3): 242-254.

[29] Hibara K I, Isono M, Mimura M, Sentoku N, Kojima M, Sakakibara H, Kitomi Y, Yoshikawa T, Itoh J I, Nagato Y. Jasmonate regulates juvenile-adult phase transition in rice., 2016, 143(18): 3407-3416.

[30] Michael R, Ken H, Takafumi S, Kazunori O, Sugihiro A, Susumu M, Yoko N, Utako Y, Peter N, Masahiro Y. Identification of ricemutants and the function of jasmonate for defence against., 2013, 74(2): 226-238.

[31] Riemann M, Takano M. Riceis involved in phytochrome and jasmonate signaling., 2010, 31(6): 783-792.

[32] Xiao Y, Chen Y, Charnikhova T, Mulder P P J, Heijmans J, Hoogenboom A, Agalou A, Michel C, Morel J B, Dreni L.is required for JA-regulated floret opening and anther dehiscence in rice., 2014, 86(1-2): 19-33.

[33] Chen Y, Ma J, Miller A J, Luo B, Wang M, Zhu Z, Ouwerkerk P B. OsCHX14 is involved in the K+homeostasis in rice () flowers., 2016, 57(7): 1530-1543.

Identification and Genetic Analysis of Split Husk Mutantin Rice

PAN Xiaowu, LIU Wenqiang, LI Yongchao, XIONG Haibo, SHENG Xinnian, DUAN Yonghong, YU Yaying, ZHAO Wenjin, WEI Xiucai, LI Xiaoxiang*

(,/,,410125, China; Correspondingauthor, E-mail:)

【】The objective of the research is to identify and clone a rice split-husk gene, providing support for elucidating the genetic mechanism of rice floret closing. 【】A split husk mutant,, was isolated from an ethylmethylsulfone (EMS) mutagenic population ofcultivar Xiangzaoxian 6. The morphological characteristics of florets and lodicules were observed. Thegene was identified by map-based cloning using an F2population of a cross betweenand 02428. In addition, expression levels of related genes were analyzed by quantitative PCR. 【】Themutant showed normal floral morphological characteristics, but failed to close the lemma and palea after floret opening, which was caused by delay of lodicule dehydration. Themutant was also featured by increased number of effective panicles, obviously decreased seed-setting rate and 1000-grain weight. Genetic analysis indicated that the mutant phenotype was controlled by a pair of recessive nuclear gene. Thegene was fine-mapped to a 110 kb interval between markers ID19827 and ID19884 on the chromosome 3. After sequencing of this region, we found that there is a single base transition in the coding region of(), which resulted in an amino acid substitution. Correspondingly, the mutant showed reduced content of jasmonic acid (JA) and differential expression of genes related to JA synthesis and signal transduction. 【】Thegene regulates rice floret closing through JA synthesis and signal transduction, andis the candidate gene for.

rice; floret closing; lodicule; gene mapping; jasmonate

Q343.5; S511.01

A

1001-7216(2019)04-0323-08

10.16819/j.1001-7216.2019.9027

2019-03-07;

2019-04-17。

湖南省重點研發(fā)計劃資助項目(2017NK2020)；國家自然科學基金資助項目(31801335)；湖南省農業(yè)科學院科技創(chuàng)新項目(2017JC10)；長沙市杰出創(chuàng)新青年培養(yǎng)計劃資助項目(KQ1707008)。