謝潔 王明 李青 潘妃 熊興耀 秦玉芝，2

（1. 湖南農(nóng)業(yè)大學園藝園林學院，長沙 410128；2. 湖南農(nóng)業(yè)大學南方糧油作物協(xié)同創(chuàng)新中心，長沙 410128；3. 中國農(nóng)業(yè)科學院蔬菜花卉研究所，北京 100081；4. 貴州省江口縣農(nóng)牧科技局，貴州 554400）

植物在生長發(fā)育過程中受到外界生物因素及非生物因素的影響，通過長期進化過程，植物本身產(chǎn)生了一系列復雜的調(diào)控機制，miRNA對靶mRNA的沉默途徑就是其中之一。microRNA（miRNA）是真核細胞中一類長度約為21-25 nt的非編碼內(nèi)源保守性單鏈小分子RNA，其作為一種轉錄后調(diào)控因子，通過對靶mRNA進行切割或造成翻譯阻遏來抑制基因的表達［1］。研究發(fā)現(xiàn)，miRNA通過參與調(diào)控相關抗性基因的表達，對環(huán)境脅迫信號做出不同的響應［2-4］。MiR390是一種古老的高度保守的miRNAs，它的靶基因AGO7蛋白是RISC（RNA誘導沉默復合體）的重要組成部分，miR390進入RISC后對mRNA進行切割或翻譯抑制使AGO7基因沉默［5］。目前，對植物miR390基因的研究大多集中在擬南芥和水稻等模式植物上，較多采用高通量測序技術結合生物信息學進行靶基因、作用位點和功能預測等方面的分析，運用實時定量PCR（Quantitative Real Time-PCR）、轉基因技術等研究手段探究miR390與靶基因的互作關系。本文綜述了miR390基因家族參與植物的生長發(fā)育過程和響應植物非生物脅迫中的作用，旨為闡明miRNA介導植物基因表達調(diào)控機制提供重要參考。

1 miR390基因家族簡介

1.1 植物miR390的形成過程及作用機制

植物miR390的形成過程是在細胞核中完成的，首先內(nèi)源miRNA基因通過RNA聚合酶Ⅱ轉錄形成具有莖環(huán)結構的初級轉錄本（pri-miRNA），隨 后 經(jīng) SE（C2H2鋅 指 蛋 白 SERRATE）-DCL1（Dicer-Like酶 1）-HYL1（ 雙 鏈 RNA結 合 蛋 白HYPONASTIC LEAVESI）復合體切割形成前體小RNA（pre-miRNA）。pre-miRNA 再次被該復合體切割產(chǎn)生 miR390∷miRNA* 二聚體。該二聚體在植物外運蛋白直系同源物 5（Plant homolog of expor-tin-5，HASTY）的作用下從細胞核轉運到細胞質中，然后該二聚體解旋釋放出成熟的 miR390，其在HYL1、HEN1（s-腺苷甲硫氨酸依賴的甲基轉移酶）及DCL1的協(xié)助下與 AGO7 蛋白等組成 RISC，進而對靶基因進行切割或抑制其翻譯，另一條 miRNA*逐步降解［6-7］。miR390作用其靶基因的調(diào)控途徑與其他miRNAs的作用方式不同，它通過作用在TAS（Trans-acting siRNA gene）上誘導產(chǎn)生21個堿基長的tasiRNA（Trans-acting siRNA），再靶向作用于生長 素 因 子 ARF（Auxin response factor） 基 因［8-10］。在模式植物擬南芥中miR390被裝載到包含有AGO7的沉默復合體（RISC）上，通過“Two-Hit”（兩個miR390的靶向位點）的機制作用在AtTAS1上，然后誘導產(chǎn)生兩個tasiARF（tasiRNA靶向ARF基因），這兩個tasiARF序列相似，都可以作用在AtARF2/3/4 基因上［5］（圖 1）。

圖1 植物中miR390的起源、合成及作用過程

1.2 植物miR390的發(fā)現(xiàn)及分類

2005年，AM Gustafson等首次在擬南芥（Arabidopsis thaliana）中發(fā)現(xiàn)了兩種miR390，即ath-miR390a和 ath-miR390b， 之 后，miR390陸 續(xù)在多種植物中被發(fā)現(xiàn)［11］。通過表達序列標簽分析、高通量測序、miRNA 微陣列分析、Northern 雜交和克隆檢測等方法，在二穗短柄草（Brachypodium distachyon）、香瓜（Cucumis melo）、擬南芥（Arabidopsis thaliana）、水稻（Oryza sativa）、毛楊果（Populus trichocarp）、小立碗蘚（Physcomitrella patens）、蒺藜苜蓿（Medicago truncatula）、馬鈴薯（Solanum tuberosum）、木薯（Manihot esculenta）、煙草（Nicotiana tabacum）、番茄（Solanum lycopersicum）、玉米（Zea mays）、 高 粱（Sorghum bicolor） 和 大 豆（Glycine max）等多種植物中檢測到了miR390，并且發(fā)現(xiàn)它在不同物種間具有高度的進化保守性。

英國曼徹斯特大學生命科學院2014年6月新發(fā)布的miRBase21.0版數(shù)據(jù)庫（http://www.mirbase.org）記錄了miR390基因家族的各個成熟序列。成熟的miR390含有21個堿基，具有5′端磷酸基和3′羥基結構，它的序列為 5′aagcucaggagggauagcgcc3′，是在Dicer酶的作用下由含有發(fā)夾結構的單鏈RNA前體經(jīng)過加工后生成的。至今，該數(shù)據(jù)庫中記錄了miR390基因家族共有74個miRNA成員，分布于34個物種中（表1）。其中，大豆中含有7種，蘋果中含有6種，煙草等4種植物中含有4種；楊樹等4種植物中含有3種；擬南芥等9種植物中含有2種；馬鈴薯等15種植物中只含有1種。在某些植物中，miR390的另一條臂也被加工產(chǎn)生 miR390*，用-5p和-3p表示成熟序列來自于前體的5′和3′端，如stu-miR390a-5p 來自于前體stu-miR390的5′端，stumiR390-3p 來自于前體 stu-miR390 的 3′端。

2 miR390響應植物的生長發(fā)育

生長素是主要的植物激素之一，參與植物生長發(fā)育的全方位調(diào)控。miR390通過作用于生長素信號參與調(diào)控植物的生長發(fā)育過程。它的靶基因之一ARF是一類能通過與生長素響應元件結合并促進或抑制基因表達的轉錄因子，在植物生長發(fā)育的不同時期和不同組織部位中普遍表達。miR390作用于TAS基因引發(fā)ta-siRNA的生物合成，再靶向作用于生長素應答因子ARF基因并調(diào)控其表達，進而引起植物一系列的表型變化［47］。在水稻中，根據(jù)OsmiR390的前體RNA結構特點設計引物，從基因組中克隆出其前體DNA片段，并將其構建在玉米U biI啟動子驅動的表達載體中，轉入水稻后得到過表達的Osta-siR2141植株，結果發(fā)現(xiàn)了異常的頂端分生組織及營養(yǎng)階段發(fā)育遲緩等表型缺陷［48］，并且miR390在根部及幼苗中的轉錄量較高［49］，推測miR390參與水稻根部及幼苗的生長素信號轉導過程，從而引發(fā)植株一系列表型缺陷。ARF基因與花芽分化、維管組織形成、胚的發(fā)育以及側根發(fā)生等多個研究領域均有緊密關聯(lián)［50］。研究發(fā)現(xiàn)，miR390能間接調(diào)控花期［51］，它通過抑制 ARF3和ARF4［52-53］轉錄因子來延長幼年期，從而推遲開花。進一步研究發(fā)現(xiàn)在擬南芥RNA 聚合酶基因、DCL4基因和 AGO7 基因的功能缺失突變體中miR390不能正常合成，且表現(xiàn)提前進入成年期，并產(chǎn)生成年態(tài)葉片，這一結果論證了上述觀點。鈣和鈣依賴性蛋白激酶（Calcium-dependent protein kinase，CDPK）在調(diào)節(jié)馬鈴薯結瘤過程中起著重要的作用，通過生物信息學的方法預測StCDPK1是miR390的轉錄后調(diào)節(jié)因子，Santin等［54］分析了其在馬鈴薯生命周期的不同組織和階段中的表達發(fā)現(xiàn)，StCDPK1與馬鈴薯莖、根、匍匐莖到塊莖轉變期間以及塊莖芽中的維管系統(tǒng)有緊密關聯(lián)，qRT-PCR結果顯示StCDPK1在馬鈴薯不同組織中普遍表達，并通過農(nóng)桿菌轉化法進一步證實。這些結果表明miR390調(diào)控StCDPK1的表達在馬鈴薯各組織中普遍表達且存在組織特異性，揭示了該激酶在馬鈴薯發(fā)育過程中的作用。Zhao等［55］發(fā)現(xiàn)油菜花中miR390參與了早期胚胎的發(fā)育過程。miR390-TAS3-ARF調(diào)控途徑在植物葉等器官的極性發(fā)育及生長時期的轉變上也發(fā)揮著調(diào)控作用［56-57］，特別是對植物橫向器官發(fā)育的調(diào)控尤為明顯。如在側根發(fā)育過程中，miR390-TAS3-ARF2-ARF3-ARF4可以定量控制側根的生長［58］。番茄miR390的功能研究多圍繞在果實的生長發(fā)育與成熟過程進行，通過高通量測序分析得到了番茄葉片和果實中 miR390的表達情況發(fā)現(xiàn)，其在番茄幼小果實中的表達量遠高于葉片、未開放的花以及成熟果實中，有研究對番茄果實發(fā)育的4個階段miRNAs和降解組進行分析發(fā)現(xiàn)，miR390可以靶向降解TAS3a、TAS3b和肌動蛋白相關復合物亞基［59］，說明miR390在番茄的果實發(fā)育過程中起到調(diào)控作用。以上研究表明，miR390能通過靶向作用多種調(diào)節(jié)因子廣泛參與植物的生長發(fā)育過程，并在其中發(fā)揮作用。

表1 miR390基因家族成員的分布

3 miR390響應植物的非生物脅迫

非生物脅迫是指由過度或不足的物理或化學條件引發(fā)的，對植物的生長、發(fā)育或繁殖都能產(chǎn)生不利影響的脅迫因子。miR390不僅可以通過調(diào)控靶標基因的表達，參與植物生長發(fā)育，反饋調(diào)節(jié)自身的代謝合成。還能通過參與調(diào)控相關抗性基因的表達，對重金屬脅迫、鹽脅迫、干旱脅迫和低溫等脅迫信號做出不同的響應［4，60］。

3.1 重金屬脅迫

常見的金屬脅迫包括植物生理生化所必需的元素如銅（Cu）、鐵（Fe）、鋅（Zn）和非必需的元素如隔（Cd）、鈷（Co）、汞（Hg）及鋁（Al）等。在重金屬脅迫下植物體內(nèi)的活性氧大量積累，抗氧化酶系統(tǒng)與活性氧系統(tǒng)之間的平衡被打破，從而導致質膜、蛋白質和DNA的損傷，對植物體造成嚴重的傷害［61］。2000年來，miRNA與靶基因的互作關系是重金屬脅迫應答的研究熱點。鎘是一種生物毒性很強且分布很廣的重金屬元素，水稻對鎘的吸收性較強，鎘進入水稻植株體內(nèi)可向其籽粒等器官中轉移并積累［62］。利用植物miRNA靶基因預測軟件miRU和5iRU的方法證實水稻miR390的靶基因為1個富亮氨酸受體激酶LRR-RLK（Receptor-like protein kinase），然后通過RT-PCR發(fā)現(xiàn)，在鎘處理下水稻植株根中RLK的表達顯著上調(diào)［63］，并且不同時間點miR390和RLK mRNA表現(xiàn)出此消彼長的一一對應關系，說明miR390調(diào)控RLK參與了水稻鎘脅迫的應答，并且兩者之可能存在負調(diào)控［64］。丁艷菲等［65］利用水稻miRNA芯片技術，在水稻幼苗根中篩選獲得19種與鎘脅迫應答相關的miRNA，其中，miR390的表達受到了顯著的抑制，進一步研究把水稻miR390轉化到水稻的愈傷組織中獲得T2代種子，播種在含鎘的培養(yǎng)液中發(fā)現(xiàn)，過表達miR390的水稻植株對鎘敏感［66］。Ding等［67］研究發(fā)現(xiàn)鎘脅迫下miR390過表達轉基因株系OsHMA2和OsNramp5的表達增強，促進了水稻地上部分鎘積累量的增加。目前鎘脅迫下miR390與其靶基因的研究多集中在互作關系上，而具體的作用機制有待深入研究。

植株根系是直接與土壤接觸的部分，土壤中的重金屬物質通過根系進入到植株的各個組織器官中，研究miR390在重金屬脅迫下的表達情況發(fā)現(xiàn)，其在根系中的變化較明顯。Cd、Hg和Al能抑制植物根中miR390的表達，從而使得完整的TAS3轉錄本和tasiARFs的積累減少，最終抑制側根的生長［68］。Cd脅迫下馬藺根系中miR390表達量下調(diào)［69］。在高濃度Cu處理的擬南芥植株中，miR390通過反式作用siRNAs的生物發(fā)生從而發(fā)揮它的作用，轉而調(diào)控生長素響應因子，表現(xiàn)為主根的生長減少而短側根的密度增加，并且主根和次生根根尖中有絲分裂活性、生長素和細胞因子在積累方面也發(fā)生了改變，推測miR390能響應Cu毒性有關［70-71］轉而調(diào)控生長素響應因子。將亞麻抗性品種和敏感性品種的幼苗暴露于AlCl3溶液中4 h和24 h，結果顯示miR390的表達發(fā)生變化且在敏感性和抗性品種中的改變是不同的，亞麻中miR390-TAS3能編碼轉錄物，推測miR390能通過調(diào)控亞麻植物的生長過程在Al脅迫中起作用［72］。miR390在響應其他植物重金屬脅迫時也有明顯的改變，蒺藜苜蓿在鋁脅迫下［73］，水稻在砷脅迫下［74-75］，甘藍型油菜在鎘脅迫下［76］miR390 的表達量均有不同程度的下降。以上結果說明植株在受到重金屬脅迫時，植株的表型及miR390的表達量發(fā)生變化，且在根系中表現(xiàn)明顯。

3.2 干旱脅迫

干旱脅迫下植株體內(nèi)某些miRNAs會過量或低量表達，因此研究干旱脅迫下miRNAs做出的響應可以為農(nóng)作物的逆境響應機制研究奠定基礎。直接旱害（DNH）被認為是一種具有“應激效應”的干旱處理方式，馴化后旱害（DH）是一種經(jīng)過干旱誘導后表達的處理方式，被認為是一種 “馴化效應”［33］，在研究木薯抗旱相關miRNA中發(fā)現(xiàn)，DNH和DH處理下miR390b在SC124（抗旱能力較高的木薯品種）和KU50（抗旱能力較低的木薯品種）的功能葉和根中都有表達，但整體上來看DH中miR390的表達量高于DNH［77］。對煙草進行干旱脅迫（DL）和重新澆水（WL）處理并以未處理（CL）做對照，結果顯示miR390在不同干旱條件下表現(xiàn)出差異調(diào)節(jié)［78］。以上結果說明miR390響應干旱脅迫是一個復雜的過程，不同干旱條件下miR390的表達有一定差異。RNA依賴的RNA聚合酶（RNA-dependent-RNA polymerase，RdRp）是一類可被多種生物脅迫和非生物脅迫誘導的基因，目前為止，已在擬南芥、煙草、棉花、番茄、黃瓜和水稻等多種植物中被分離獲得。研究發(fā)現(xiàn)，RDR6可通過反式作用miR390的靶基因TAS3促進ta-siRNA的生物合成，從而促進植物側根的伸長［79］。當科豐一號大豆品種處于2葉期時，對其進行干旱處理（2% PEG 8000）6 h后，該基因在莖和葉中的表達量出現(xiàn)了短暫的降低，處理24 h后該基因在根中的表達量突然上升，而莖和葉中的表達量沒有明顯的變化［80］。根據(jù)這一結果預測miR390能響應植物的干旱脅迫且存在組織特異性。Sunkar等［81］發(fā)現(xiàn)miR390在擬南芥中也能響應干旱脅迫。以上研究可以推測miR390在干旱脅迫中發(fā)揮作用，且在植物不同組織和不同干旱條件下的表達量存在差異。

3.3 鹽脅迫

土壤鹽漬化是一個全球性問題，嚴重制約了農(nóng)業(yè)的發(fā)展。在鹽脅迫下miRNAs的表達量會發(fā)生變化，Sunkar等［81］發(fā)現(xiàn)miR390在擬南芥遭受鹽堿脅迫時均有表達。以草莓栽培品種全明星（Allstar）為實驗材料，分別進行不同濃度的NaCl處理，發(fā)現(xiàn)不同鹽脅迫處理下，miR390的表達量都受到了明顯的抑制［82］。miR390能靶向作用相關基因，調(diào)控其表達，參與植物的鹽脅迫過程。在玉米冠根組織的降解組文庫中測序檢測到miR390可靶向作用無機焦磷酸酶［83］，而對高粱根和葉鞘的研究發(fā)現(xiàn)，鹽脅迫初期無機焦磷酸酶水解活性明顯增加，根和葉鞘的生長沒有受到抑制；鹽脅迫后期Na+開始向地上部分運輸并在葉片中積累，此時，葉片液泡膜質子泵和Na+/H+逆向轉運活性開始增加，根和葉鞘的Na/K比增加，無機焦磷酸酶水解活性下降。相應地，根和葉鞘的生長也下降［84］。同樣，在煙草［85］、擬南芥［86］和大麥［87］等植物中都發(fā)現(xiàn)無機焦磷酸酶在鹽脅迫下表達量發(fā)生改變。說明miR390靶向作用與無機焦磷酸酶，調(diào)控其表達，參與植物的鹽脅迫，且隨著脅迫時間的變化其表達量也會發(fā)生改變，最后導致植物生長上的變化。采用同源克隆的方法從大豆品種中分離出GmRDR6a和GmRDR6b，鹽處理48 h之內(nèi)GmRDR6a和GmRDR6b在根、莖、葉中的表達量均明顯高于對照，且GmRDR6a在根、莖、葉中的表達量分別于鹽處理12、24和48 h時達到最高；GmRDR6b在根、莖、葉中的表達量分別于鹽處理6、12 和24 h時達到最高［80］。這一結果說明miR390可靶向作用于RDR6，調(diào)控其表達，參與植物的鹽脅迫，且在植物的多個組織中均有表達，但miR390表達量達到峰值所需要的時長存在差異。

3.4 低溫脅迫

低溫是限制植物生長和分布的一種重要非生物脅迫，也是危害農(nóng)作物生長的常見自然災害之一。植物的低溫脅迫包括冷害和凍害，都能對植物造成嚴重的傷害。因此，研究植物的抗寒性就顯得尤為重要，研究發(fā)現(xiàn)miR390在響應低溫脅迫中發(fā)揮作用。運用RT-PCR分析23個抗寒候選miRNA在木薯品種C4和KU50中的表達差異，結果顯示，低溫脅迫下miR390的表達量下降［88］。選用具有強耐冷和強抗凍能力的高山冰緣植物高山離子芥作為材料，通過高通量測序預測其低溫脅迫下受調(diào)控的miRNAs，基因本體論（GO）比較他們靶基因的特征和表達模式，然后通過RT-PCR驗證，結果發(fā)現(xiàn)miR390通過調(diào)控靶基因的表達對低溫做出響應［89］。李賀等［90］研究發(fā)現(xiàn)miR390在低溫脅迫處理的甜楊幼苗葉片中得到表達，并且miR390a在甜楊幼苗中的表達情況與其在毛果楊受4℃低溫處理后經(jīng)微陣列分析獲得的表達譜結果極為相似，推測miR390與其靶基因的作用方式在兩者中存在相似性。我們課題組對馬鈴薯材料進行了冷馴化及寒凍處理，通過高通量測序預測、RLM-RACE分析證實低溫響應miR390的靶基因有2個富含亮氨酸重復序列類型受體蛋白激酶、1個內(nèi)切 1，3；1，4-β-D-葡聚糖酶、3個類受體絲氨酸/蘇氨酸蛋白激酶和1個PGR5-類蛋白1B。實時定量PCR驗證顯示，冷馴化末期，miR390調(diào)控的關鍵靶向基因是富含亮氨酸重復序列型類受體蛋白激酶和內(nèi)切1，3；1，4-β-D-葡聚糖酶，寒凍初期miR390調(diào)控的關鍵靶向基因是富含亮氨酸重復序列型類受體蛋白激酶和受體絲氨酸/蘇氨酸蛋白激酶，寒凍后期miR390調(diào)控的關鍵靶向基因是受體絲氨酸/蘇氨酸蛋白激酶。同時發(fā)現(xiàn)miR390在馬鈴薯的不同組織中表達量不同，存在組織特異性。

4 其他生物脅迫

miR390在激素等其他生物脅迫中也發(fā)揮著重要作用。研究發(fā)現(xiàn)生物脅迫下擬南芥中miR390的表達下調(diào)［91］，缺氧脅迫下表達上調(diào)［92］。miR390基因家族是一類與葉片衰老相關的暗誘導miRNAs，通過微陣列平臺分析全暗處理的植株（DPs）和單獨暗葉處理的植株（IDLs）發(fā)現(xiàn)miR390a的表達水平在全暗處理下相對較高（P＜ 0.01，信號強度 ＞ 500）［93］。還有研究發(fā)現(xiàn)光敏感型miR390異構體能靶向調(diào)控四吡咯類物質合成的CPO I氧化酶和CHLP還原酶，而這兩種酶在植物光合作用中起到重要的作用［94］。通過這兩個研究可以推測miR390能靶向光合作用相關的酶，影響植物的光合作用，表現(xiàn)為葉片衰老。激素脅迫同樣影響著miR390的表達，BA能顯著促進“全明星”草莓試管苗中miR390的表達，表達量相差12.41倍；IAA也能顯著提高其中miR390的表達，表達量相差 62.71 倍［95］。Yoon 等［96］研究指出，在高 IAA 濃度下（10 μmol·L-1或 50 μmol·L-1）處理12-24 h，擬南芥 miR390 的表達水平明顯增加，而在低濃度IAA（10 nmol·L-1）下處理相同時間，表達量沒有顯著差異。推測miR390可響應不同濃度的激素脅迫，且在不同濃度下表達量存在差異。

5 展望

miRNA通過調(diào)控靶基因的表達，廣泛參與植物的脅迫應答，是當今植物逆境脅迫研究的熱點。目前對miR390的研究仍然偏重于擬南芥和水稻等模式植物，小麥和馬鈴薯等其他主要農(nóng)作物及園藝作物上的研究進展緩慢。雖然通過高通量測序技術結合生物信息學預測獲得大量miRNA及其靶基因的組學信息，但目前僅能比較快速的應用實時定量PCR簡單的探究miRNA及其靶基因的作用關系，而進一步研究常用的轉植物基因技術步驟復雜，試驗周期長，技術要求高，成為限制深入探究miRNA及其靶基因互作直接證據(jù)的主要瓶頸。基于相同的原因，目前對miR390的研究大多只停留在用實時定量PCR的方法間接分析層面，高效率、短時間且能直接證明植物miRNA作用其靶基因的離體或原位瞬時表達技術體系的開發(fā)，將為深入探討miR390在響應植物非生物逆境脅迫的機理研究提供有力的手段。

［1］魏強, 梁永宏, 李廣林. 植物miRNA的進化［J］. 遺傳, 2013,35（3）：315-323.

［2］Sunkar R, Li YF, Jagadeeswaran G. Functions of microRNAs in plant stress responses［J］. Trends in Plant Science, 2012, 17（4）：196-203.

［3］Khraiwesh B, Zhu JK, Zhu J. Role of miRNAs and siRNAs in biotic and abiotic stress responses of plants［J］. Biochimica Et Biophysica Acta, 2012, 1819（2）：137-148.

［4］Sunkar R. MicroRNAs with macro-effects on plant stress responses［J］. Seminars in Cell & Developmental Biology, 2010,21（8）：805-811.

［5］Xia R, Xu J, Meyers BC. The emergence, evolution, and diversification of the miR390-TAS3-ARF pathway in land plants［J］. Plant Cell, 2017, 29（6）：1232-1247.

［6］Wu G. Plant MicroRNAs and development［J］. 遺傳學報 , 2013,40（5）：217-230.

［7］Karlsson P, Christie MD, Seymour DK, et al. KH domain protein RCF3 is a tissue-biased regulator of the plant miRNA biogenesis cofactor HYL1［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2015, 112（45）：14096-14101.

［8］馬智明, 曹家樹. 動植物microRNA的起源、合成及作用模式［J］.中國細胞生物學學報, 2016（7）：857-863.

［9］Allen E, Xie Z, Gustafson AM, et al. microRNA-directed phasing during trans-acting siRNA biogenesis in plants［J］. Cell, 2005,121（2）：207-221.

［10］Leor W, Carles CC, Osmont KS, et al. A database analysis method identifies an endogenous trans-acting short-interfering RNA that targets the arabidopsis［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2005, 102（27）：9703-9708.

［11］Gustafson AM, Allen E, Givan S, et al. ASRP：the Arabidopsis small RNA project database［J］. Nucleic Acids Res, 2005, 33（Database issue）：D637-640.

［12］Baev V, Milev I, Naydenov M, et al. Implementation of a De novo genome-wide computational approach for updating Brachypodium miRNAs［J］. Genomics, 2011, 97（5）：282-293.

［13］Clepet C. RNA captor：A tool for RNA characterization［J］.PLoS One, 2011, 6（4）：e18445.

［14］Garciamas J, Benjak A, Sanseverino W, et al. The genome of melon（Cucumis melo L.）［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2012, 109（29）：11872-11877.

［15］Sunkar R, Girke T, Jain PK, et al. Cloning and characterization of microRNAs from rice［J］. Plant Cell, 2005, 17（5）：1397-1411.

［16］Tuskan GA, Difazio S, Jansson S, et al. The genome of black cottonwood, Populus trichocarpa（Torr. & Gray）［J］. Science,2006, 313（5793）：1596-1604.

［17］Arazi T, Talmorneiman M, Stav R, et al. Cloning and characterization of micro-RNAs from moss［J］. Plant Journal for Cell & Molecular Biology, 2005, 43（6）：837-848.

［18］Talmor-Neiman M, Stav R, Frank W, et al. Novel micro-RNAs and intermediates of micro-RNA biogenesis from moss［J］. Plant Journal for Cell & Molecular Biology, 2006, 47（1）：25-37.

［19］Jagadeeswaran G, Zheng Y, Li YF, et al. Cloning and characterization of small RNAs from Medicago truncatula reveals four novel legume-specific microRNA families［J］. New Phytologist, 2009, 184（1）：85-98.

［20］Khan Barozai MY, Irfan M, Yousaf R, et al. Identification of micro-RNAs in cotton［J］. Plant Physiology & Biochemistry Ppb, 2008,46（8-9）：739-751.

［21］Lu S, Sun Y, Amerson HV. MicroRNAs in loblolly pine（Pinus taeda L.）and their association with fusiform rust gall development［J］. Plant Journal for Cell & Molecular Biology, 2007, 51（6）：1077-1098.

［22］Wang L, Wang MB, Tu JX, et al. Cloning and characterization of microRNAs from Brassica napus［J］. Febs Letters, 2007, 581（20）：3848-3856.

［23］Jaillon O, Aury JM, Noel B, et al. The grapevine genome sequence suggests ancestral hexaploidization in major angiosperm phyla［J］. Nature, 2007, 449（7161）：463-467.

［24］Subramanian S, Fu Y, Sunkar R, et al. Novel and nodulationregulated microRNAs in soybean roots［J］. BMC Genomics,2008, 9（1）：160-173.

［25］Wong CE, Zhao YT, Wang XJ, et al. MicroRNAs in the shoot apical meristem of soybean［J］. J Exp Bot, 2011, 62（8）：2495-2506.

［26］Turner M, Yu O, Subramanian S. Genome organization and characteristics of soybean microRNAs［J］. BMC Genomics,2012, 13（1）：169-184.

［27］Kravchik M, Sunkar R, Damodharan S, et al. Global and local perturbation of the tomato microRNA pathway by a trans-activated DICER-LIKE 1 mutant［J］. J Exp Bot, 2014, 65（2）：725-739.

［28］Jiang J, Lv M, Liang Y, et al. Identification of novel and conserved miRNAs involved in pollen development in Brassica campestris ssp. chinensis by high-throughput sequencing and degradome analysis［J］. BMC Genomics, 2014, 15（1）：146-158.

［29］Jia J, Zhao S, Kong X, et al. Aegilops tauschii draft genome sequence reveals a gene repertoire for wheat adaptation［J］.Nature, 2013, 496（7443）：91-95.

［30］Project AG. The Amborella genome and the evolution of flowering plants［J］. Science, 2013, 342（6165）：1241089.

［31］Zhang LF, Chia JM, Kumari S, et al. A genome-wide characterization of microRNA genes in maize［J］. PLoS Genetics,2009, 5（11）：e1000716.

［32］Song CN, Fang JG, Li XY, et al. Identification and characterization of 27 conserved microRNAs in citrus［J］. Planta, 2009, 230（4）：671-685.

［33］Zeng C, Wang W, Zheng Y, et al. Conservation and divergence of microRNAs and their functions in Euphorbiaceous plants［J］.Nucleic Acids Res, 2010, 38（3）：981-995.

［34］Fahlgren N, Jogdeo S, Kasschau KD, et al. MicroRNA gene evolution in Arabidopsis lyrata and Arabidopsis thaliana［J］.Plant Cell, 2010, 22（4）：1074-1089.

［35］Argout X, Salse J, Aury JM, et al. The genome of Theobroma cacao［J］. Nature Genetics, 2011, 43（2）：101-108.

［36］De Paola D, Cattonaro F, Pignone D, et al. The miRNAome of globe artichoke：conserved and novel micro RNAs and target analysis［J］. BMC Genomics, 2012, 13 ：41.

［37］Barvkar VT, Pardeshi VC, Kale SM, et al. Genome-wide identification and characterization of microRNA genes and their targets in flax（Linum usitatissimum）：Characterization of flax miRNA genes［J］. Planta, 2013, 237（4）：1149-1161.

［38］She T, Yu W, Li Z, et al. Identification of wounding and topping responsive small RNAs in tobacco（Nicotiana tabacum）［J］.BMC Plant Biol, 2012, 12（1）：28-45.

［39］Wan LC, Zhang H, Lu S, et al. Transcriptome-wide identification and characterization of miRNAs from Pinus densata［J］. BMC Genomics, 2012, 13（1）：132-142.

［40］Barozai MY, Baloch IA, Din M. Identification of MicroRNAs and their targets in Helianthus［J］. Molecular Biology Reports, 2012,39（3）：2523-2532.

［41］Xia R, Zhu H, An Y, et al. Apple miRNAs and tasiRNAs with novel regulatory networks［J］. Genome Biology, 2012, 13（6）：R47.

［42］Patanun O, Lertpanyasampatha M, Sojikul P, et al. Computational identification of microRNAs and their targets in cassava（Manihot esculenta Crantz.）［J］. Molecular Biotechnology, 2013, 53（3）：257-269.

［43］De LA, Markmann K, Cognat V, et al. Two microRNAs linked to nodule infection and nitrogen-fixing ability in the legume Lotus japonicus［J］. Plant Physiology, 2012, 160（4）：2137-2154.

［44］Zhang R, Marshall D, Bryan GJ, et al. Identification and characterization of miRNA transcriptome in potato by highthroughput sequencing［J］. PLoS One, 2013, 8（2）：e57233.

［45］Zhu H, Xia R, Zhao B, et al. Unique expression, processing regulation, and regulatory network of peach（Prunus persica）miRNAs［J］. BMC Plant Biol, 2012, 12（1）：149-166.

［46］Rishi A, Yang X, Yu Q, et al. Asymmetric purine-pyrimidine distribution in cellular small RNA population of papaya［J］.BMC Genomics, 2012, 13（1）：682-695.

［47］Garcia D, Collier S, Byrne MR. Specification of leaf polarity in Arabidopsis via the trans-acting siRNA pathway［J］. Current Biology, 2006, 16（9）：933-938.

［48］Sunkar R, Girke T, Jian PK. Cloning and characterization of micro-RNAs from rice［J］. Plant Cell, 2005, 17（5）：1397-1411.

［49］Wang J, Gao X, Li L, et al. Overexpression of Osta-siR2141 caused abnormal polarity establishment and retarded growth in rice［J］.J Exp Bot, 2010, 61（6）：1885-1895.

［50］梅梅, 王曉禹, 張曉林, 等. 植物生長素響應因子ARF研究進展［J］. 種子 , 2017, 36（1）：47-54.

［51］Montgomery TA, Howell MD, Cuperus JT, et al. Specificity of ARGONAUTE7-miR390 interaction and dual functionality in TAS3 trans-acting siRNA formation［J］. Cell, 2008, 133（1）：128-141.

［52］Garcia D. A miRacle in plant development：role of microRNAs in cell differentiation and patterning［J］. Seminars in Cell Developmental Biology. 2008, 19（6）：586-595.

［53］Fahlgren N, Montgomery TA, Howell MD, et al. Regulation of AUXIN RESPONSE FACTOR3 by TAS3 ta-siRNA affects developmental timing and patterning in Arabidopsis［J］. Current Biology Cb, 2006, 16（9）：939-944.

［54］Santin F, Bhogale S, Fantino E, et al. Solanum tuberosum StCDPK1 is regulated by miR390 at the posttranscriptional level and phosphorylates the auxin efflux carrier StPIN4 in vitro, a potential downstream target in potato development［J］. Physiologia Plantarum, 2016, 159（2）：244-261.

［55］Zhao YT, Wang M, Fu SX, et al. Small RNA profiling in two Brassica napus cultivars identifies microRNAs with oil productionand development-correlated expression and new small RNA classes［J］. Plant Physiology, 2012, 158（2）：813-823.

［56］Cho SH, Coruh C, Axtell MJ. miR156 and miR390 regulate tasiRNA accumulation and developmental timing in Physcomitrella patens［J］. Plant Cell, 2012, 24（12）：4837-4849.

［57］Rhoades MW, Reinhart BJ, Lim LP, et al. Prediction of plant microRNA targets［J］. Cell, 2002, 110（4）：513-520.

［58］Marin E, Jouannet V, Herz A, et al. miR390, Arabidopsis TAS3 tasiRNAs, and their AUXIN RESPONSE FACTOR targets define an autoregulatory network quantitatively regulating lateral root growth［J］. Plant Cell, 2010, 22（4）：1104-1117.

［59］于麗麗, 劉偉偉, 方媛, 等. 番茄LemiR390及其預測靶基因LeTAS3的鑒定與表達分析［J］. 園藝學報, 2015, 42（2）：271-279.

［60］Khraiwesh B, Zhu JK, Zhu J. Role of miRNAs and siRNAs in biotic and abiotic stress responses of plants［J］. Biochimica Et Biophysica Acta, 2012, 1819（2）：137-148.

［61］Romero-Puertas MC, Corpas FJ, Rodríguez-Serrano M, et al.Differential expression and regulation of antioxidative enzymes by cadmium in pea plants［J］. Journal of Plant Physiology, 2007,164（10）：1346-1357.

［62］張金彪, 黃維南. 鎘對植物的生理生態(tài)效應的研究進展［J］.生態(tài)學報, 2000, 20（3）：514-523.

［63］Ding Y, Zhen C, Cheng Z. Microarray-based analysis of cadmiumresponsive microRNAs in rice（Oryza sativa）［J］. J Exp Bot,2011, 62（10）：3563-3573.

［64］曹玉婷, 丁艷菲, 朱誠. 類受體蛋白激酶與植物非生物脅迫應答［J］. 中國生物化學與分子生物學報, 2014, 30（3）：241-247.

［65］丁艷菲. 水稻鎘脅迫應答相關microRNA的分離與功能研究［D］. 杭州：浙江大學, 2012.

［66］丁艷菲, 劉海麗, 朱誠, 等. 水稻miR390在增加植物鎘脅迫敏感性中的應用：中國, 102250902 A［P］. 2011.

［67］Ding Y, Ye Y, Jiang Z, et al. MicroRNA390 Is Involved in cadmium tolerance and accumulation in rice［J］. Front Plant Sci, 2016, 7（127）235-244.

［68］Zhou ZS, Zeng HQ, Liu ZP, et al. Genome-wide identification of Medicago truncatula microRNAs and their targets reveals their differential regulation by heavy metal［J］. Plant Cell &Environment, 2012, 35（1）：86-99.

［69］劉涼琴, 宋愛萍, 張永俠, 等. 馬藺根系響應Cd脅迫的miRNA高通量測序分析［J］. 植物資源與環(huán)境學報, 2016, 25（3）：1-11.

［70］Lequeux H, Hermans C, Lutts S, et al. Response to copper excess in Arabidopsis thaliana：Impact on the root system architecture, hormone distribution, lignin accumulation and mineral profile［J］. Plant Physiol Biochem. 2010, 48（8）：673-682.

［71］肖莉, 劉春, 向世鵬, 等. MicroRNAs在植物響應金屬毒性中的作用［J］. 衡陽師范學院學報, 2013, 34（3）：113-117.

［72］Dmitriev AA, Kudryavtseva AV, Bolsheva NL, et al. miR319,miR390, and miR393 are involved in aluminum response in flax（Linum usitatissimum L.）［J］. Biomed Research International,2017：4975146.

［73］Chen X. Small RNAs in development-insights from plants［J］.Curr Opin Genet Dev, 2012, 22（4）：361-367.

［74］Liu QP, Zhang HM. Molecular identification and analysis ofarsenite stress-responsive miRNAs in rice［J］. J Agric Food Chem, 2012,60（26）：6524-6536.

［75］Zhang J, Zhang S, Han S, et al. Genome-wide identification ofmicroRNAs in larch and stage-specific modulation of 11 conserved microRNAs and their targets during somatic embryogenesis［J］. Planta, 2012, 236（2）：647-657.

［76］Zhou ZS, Song JB, Yang ZM, et al. Genome-wideidentification of Brassica napus microRNAs and their targets in response to cadmium［J］. J Exp Bot, 2012, 63（12）：4597-4613.

［77］宋順. 木薯抗旱相關microRNA差異表達分析［D］. 海南：海南大學, 2010.

［78］Chen Q, Li M, Zhang Z, et al. Integrated mRNA and microRNA analysis identifies genes and small miRNA molecules associated with transcriptional and post-transcriptional-level responses to both drought stress and re-watering treatment in tobacco［J］. BMC Genomics, 2017, 18（1）：62-77.

［79］Marin E, Jouannet V, Herz A, et al. miR390, Arabidopsis TAS3 tasiRNAs, and their AUXIN RESPONSE FACTOR targets define an autoregulatory network quantitatively regulating lateral root growth［J］. Plant Cell, 2010, 22（4）：1104-1117.

［80］吳冰月, 宋普文, 陳華濤, 等. 2個大豆RNA依賴的RNA聚合酶基因和的克隆與分析［J］. 南京農(nóng)業(yè)大學學報, 2014, 37（3）：27-34.

［81］Sunkar R, Jagadeeswaran G. In silico identification of conserved microRNAs in large number of diverse plant species［J］. BMC Plant Biol, 2008, 8（1）：37-49.

［82］李賀, 毛健鑫, 戚華彩, 等. 草莓miR390基因及其啟動子的鑒定與表達分析［J］. 果樹學報, 2014, 31（3）：362-369.

［83］翟立紅. 玉米冠根和雄穗中microRNA及Argonaute基因表達的研究［D］. 湖北：華中農(nóng)業(yè)大學, 2013.

［84］王寶山, 鄒琦. NaCl脅迫對高粱根、葉鞘和葉片液泡膜ATP酶和焦磷酸酶活性的影響［J］. 植物生理學報, 2000, 26（3）：181-188.

［85］郭兆奎. 煙草吸鉀相關基因克隆與表達調(diào)控研究［D］. 哈爾濱：哈爾濱工業(yè)大學, 2008.

［86］王波. 擬南芥和鹽生植物灰綠藜液泡膜焦磷酸酶基因與TIR1基因表達相關性分析［D］. 烏魯木齊：新疆大學, 2007.

［87］佐拉. 野生大麥與栽培大麥耐鹽性的生理及遺傳差異研究［D］. 杭州：浙江大學, 2014.

［88］薄維平. 木薯耐寒相關microRNA的差異表達分析［D］. 海南：海南大學, 2010.

［89］黨春艷. 高山離子芥低溫脅迫調(diào)控的miRNAs及其靶基因的表達分析［D］. 蘭州：蘭州大學, 2013.

［90］孫潤澤, 侯琦, 章文樂, 等. 甜楊低溫響應microRNAs的克隆與分析［J］. 基因組學與應用生物學, 2011, 30（2）：204-211.

［91］Zhang W, GaoS, Zhou X, Chellappan P, et al Bacteria -responsive microRNAs regulate plant innate immunity by modulating plant hormone networks［J］. Plant Molecular Biology, 2011, 75 ：93-105.

［92］Moldovan D, Spriggs A, Yang J, et al. Hypoxia -responsive microRNAs and transacting small interfering RNAs in Arabidopsis［J］. J Exp Bot, 2010, 61 ：165 -177.

［93］Huo X, Wang C, Teng Y, et al. Identification of miRNAs associated with dark-induced senescence in Arabidopsis［J］. BMC Plant Biol, 2015, 15（1）：266-277.

［94］喬巖. 馬鈴薯光誘導糖苷生物堿代謝相關miRNAs的鑒定與功能分析［D］. 蘭州：甘肅農(nóng)業(yè)大學, 2017.

［95］李賀, 毛健鑫, 戚華彩, 等. 草莓miR390基因及其啟動子的鑒定與表達分析［J］. 果樹學報, 2014, 31（3）：362-336.

［96］Yoon EK, Yang JH, Lim J, et al. Auxin regulation of the microRNA390-dependent transacting small interfering RNA pathway in Arabidopsis lateral root development［J］. Nucleic Acids Res, 2010, 38：1382-1391.