鐘 晨，羅宇燕，郭喆霏，羅永梅，張永明

(1. 中山大學(xué)藥學(xué)院，廣東 廣州 510006；2. 中山大學(xué)附屬第三醫(yī)院藥劑科，廣東 廣州 510630)

SPG膜乳化法制備載蛋白的CA-gel/PLGA復(fù)合微球

鐘 晨1，羅宇燕2，郭喆霏2，羅永梅1，張永明2

(1. 中山大學(xué)藥學(xué)院，廣東 廣州 510006；2. 中山大學(xué)附屬第三醫(yī)院藥劑科，廣東 廣州 510630)

采用SPG膜乳化法，在PLGA微球的制備基礎(chǔ)上，利用Sa與Ca2+螯合形成難溶于水的CA-gel原理，以粒徑、載藥量、包封率、體外釋放行為等作為評價指標，研究制備載蛋白藥物的CA-gel/PLGA復(fù)合微球的新工藝，并對比復(fù)合微球和PLGA微球的載藥釋藥特性的差異。與PLGA微球相比，復(fù)合微球的載藥量由6.94%增加至8.35%，包封率由62.47%增加至75.16%，突釋率由42.32%下降至30.84%。復(fù)合微球在經(jīng)歷早期的突釋之后以較為均勻的速度緩慢持續(xù)釋放藥物，與PLGA微球相比，2～40 d的累積釋放量由31.76%增加至40.29%。兩者的釋藥曲線均符合Peppas-Sahlin方程(R2>0.99)，表明釋藥機制是擴散和溶蝕協(xié)同作用。采用掃描電鏡觀察到復(fù)合微球的結(jié)構(gòu)更為致密，表面孔洞數(shù)量及面積明顯減小，將其冷凍切片后觀察到近表面的孔洞較少，平面孔隙率及孔隙數(shù)量均減小。激光共聚焦結(jié)果顯示，更多的蛋白藥物被包裹在復(fù)合微球內(nèi)部，其熒光強度明顯增強。表明CA-gel/PLGA復(fù)合微球能有效提高載藥量和包封率，降低突釋率，使微球后期釋藥增加。

SPG膜乳化法；CA-gel/ PLGA復(fù)合微球；包封率；突釋

SPG(Shirasu Porous Glass)膜是日本SPG公司開發(fā)的新型無機膜，膜孔徑微小均勻且可控[1]。SPG膜乳化法原理是分散相在氮氣壓力的作用下透過微孔膜的膜孔而在膜表面形成液滴，在沿膜表面流動的連續(xù)相的沖洗作用下，液滴的直徑達到臨界值，從膜表面剝離形成乳液。與傳統(tǒng)乳化技術(shù)相比，具有能耗低、反應(yīng)條件溫和，制備乳滴粒徑均一可控、操作簡便等優(yōu)點[2-3]。

利用生物可降解的聚乳酸聚乙醇酸共聚物(PLGA)將蛋白多肽類藥物制成微球注射劑，可解決這類藥物穩(wěn)定性差、口服易降解、需長期頻繁注射給藥等缺點[4-5]。但前期研究表明，PLGA作為載體材料，存在載藥量低、包封率低、突釋嚴重等問題，添加致孔劑、調(diào)整處方工藝參數(shù)后均無較大改善。

本研究采用SPG膜乳化法，在PLGA微球的制備基礎(chǔ)上，利用海藻酸鈉(Sodium alginate，Sa)遇到Ca2+可形成難溶性螯合物的原理[6-7]，將牛血清白蛋白(BSA)與Sa共溶于泊洛沙姆188(F68)溶液中作為內(nèi)水相，并在連續(xù)相中添加CaCl2，使復(fù)乳在固化過程中快速形成海藻酸鈣凝膠(Calcium alginate-gelatin，CA-gel)，及時將藥物蛋白分子阻滯于內(nèi)水相，達到增加載藥量和包封率、減緩?fù)会尩哪康?。以載藥量、包封率、粒徑、體外釋藥行為等作為評價指標來優(yōu)化Sa含量和Ca2+含量，并對比CA-gel/PLGA復(fù)合微球和PLGA微球理化性質(zhì)、表面及內(nèi)部結(jié)構(gòu)、蛋白分布情況及載藥釋藥特性的差異。

1 試劑與儀器

1.1 試劑

牛血清白蛋白(BSA，美國Genview公司)；海藻酸鈉Pro-tanal LF 200DL(美國FMC公司)；異硫氰酸熒光素牛血清白蛋白(FITC-BSA，美國Sigma公司)；聚乳酸聚乙醇酸共聚物(PLGA，美國伯明翰公司)；BCA 蛋白定量試劑盒(美國Pierce公司)；其余試劑均為分析純。

1.2 儀器

MG-20外壓式SPG膜乳化器(日本SPG公司)；T25高速勻漿器(美國IKA公司)；JSM-6330F冷場掃描電鏡(日本電子公司)；SL16/40(R)冷凍離心機(美國Thermo 公司)；Mastersizer2000激光粒度儀(英國馬爾文儀器有限公司)；LSM710激光共聚焦顯微鏡(德國 Zeiss公司)；SDC214差示掃描量熱儀(德國NETZSCH公司)；Eon全自動酶標儀(美國Bio-Tek公司)；EG1160石蠟切片機(德國徠卡)。

2 方 法

2.1 CA-gel/PLGA復(fù)合微球的制備

采用外壓式SPG膜乳化裝置結(jié)合W1/O/W2復(fù)乳溶劑揮發(fā)法制備微球[8]。CA-gel/PLGA復(fù)合微球的制備工藝如下：稱取BSA粉末，加入適量Sa和F68溶液共同溶解作為內(nèi)水相，PLGA溶解于DCM中作為油相，在冰浴條件下高速勻漿制成初乳。再將初乳作為分散相轉(zhuǎn)移至SPG膜乳化器的儲罐內(nèi)，在氮氣壓力的作用下透過SPG膜的膜孔進入溶有一定濃度的CaCl2和PVA的連續(xù)相中，從而形成復(fù)乳。低溫條件下低速攪拌3 h使微球固化完全，離心收集，純化水洗滌3次后冷凍干燥即得。

由于內(nèi)水相中Sa含量和外水相中Ca2+含量會直接影響CA-gel的生成，進而對包封率和突釋產(chǎn)生影響。本研究固定其他參數(shù)，考察內(nèi)水相中w(Sa)在0.5%、1.0%和2.0%及外水相中w(Ca2+)在0.5%、1.0%和2.0%時對微球質(zhì)量的影響。

PLGA微球的制備工藝除未添加Sa和CaCl2外，其他操作同上。

2.2 微球粒徑的測量

使用馬爾文激光粒度儀測定微球的粒徑分布及平均粒徑。本試驗采用干法測量，干法進樣器為Scirocco 2000A，遮光度為0.5～6，測量時間為8～10 s，分散氣壓為0.35 MPa。

2.3 微球載藥量和包封率的測定

精密稱取微球約10 mg至7 mL離心管，加入0.1 mol/L NaOH-w2% SDS溶液5.0 mL。置于37 ℃恒溫水浴搖床內(nèi)勻速振搖48 h使微球完全裂解，13 000 r/min離心5 min后，取上清液進行BCA法蛋白含量測定。同法處理空白微球的裂解液作為背景校正。

載藥量和包封率分別按以下公式計算：

2.4 微球的體外釋放

精密稱取微球約50 mg，加入10 mmol/L pH7.4緩沖液1.5 mL，置于37 ℃恒溫水浴搖床中以100 r/min勻速振搖。分別于5、10 h，1、2、4、7、10、15、20、25、30、35、40 d取出，5 000 r/min離心5 min，將上清液全部取出，加入新鮮的PBS。用BCA法測定上清液蛋白含量，同法處理空白微球作為背景校正，計算不同時間點蛋白釋放量。

2.5 微球的冷凍切片[9]

稱取微球約10 mg于1.5 mL的尖底離心管，加入 0.5 mL的明膠-甘油包埋劑，離心混勻后，置于37 ℃恒溫水浴振搖孵育4 h，迅速轉(zhuǎn)移至-20 ℃的冰箱使包埋劑凝固。將包埋塊自離心管中取出后倒立在托臺上，加入適量OCT(Optimal cutting temperature compound，冷凍包埋劑)固定，放入冷凍切片機內(nèi)的冷凍臺上，至OCT發(fā)白并且包埋塊變硬。切片前放入液氮中急凍5 min后再取出切片，切片溫度為-40 ℃，切片厚度為10 μm。

2.6 微球的形態(tài)觀察

將微球及其冷凍切片樣品均勻分散在貼有導(dǎo)電膠的載樣臺，置于真空條件下，噴上金粉。利用冷場掃描電子顯微鏡在電子束強度為10 kV的條件下觀察微球表面及內(nèi)部形態(tài)。

2.7 微球表面及截面孔隙率[10]

從每種處方的微球及其冷凍切片的掃描電鏡圖片中選取至少6張，運用Image J軟件對微球截面的掃描電鏡圖像進行定量分析，包括孔洞數(shù)目、孔洞總面積及微球平面面積，計算出孔隙率用于描述微球的內(nèi)部形態(tài)結(jié)構(gòu)。

2.8 微球內(nèi)部藥物的分布

采用激光共焦顯微鏡(CLSM)來考察藥物在微球內(nèi)部藥物分布情況。將包載FITC-BSA的微球均勻分散于激光共聚焦專用培養(yǎng)皿，使用油鏡進行觀測，放大倍數(shù)為100倍，激發(fā)波長為488 /525 nm。

3 結(jié) 果

3.1 CA-gel/PLGA復(fù)合微球的處方優(yōu)化

3.1.1 內(nèi)水相w(Sa)對微球質(zhì)量的影響 課題組前期以PLGA為載體材料，采用SPG膜乳化法制備緩釋微球并進行處方篩選，確定PLGA微球的優(yōu)化處方為：載藥量11.11%、w(聚合物)15%、內(nèi)水相300 μL、初乳勻漿轉(zhuǎn)速15 000 r/min、SPG膜孔徑5 μm、膜擠出壓力30 KPa。但研究過程中發(fā)現(xiàn)仍然難以解決包封率低、突釋嚴重等問題。而利用Sa與Ca2+鰲合形成難溶于水的CA-gel，并與PLGA微球骨架同步形成，有效改善突釋且操作簡便。

結(jié)果顯示，載藥量和包封率隨著w(Sa)升高先增大后減小(見表1)，原因可能是w(Sa)不但影響CA-gel的生成量，而且還會影響內(nèi)水相粘度。當w(Sa)增至2.0%時，由于內(nèi)水相粘性過大，在制備過程轉(zhuǎn)移內(nèi)水相時易造成損耗而導(dǎo)致包封率降低。而突釋率隨著w(Sa)升高逐漸降低(見圖1)，當w(Sa)達到1.0%時對其40 d累計釋放量影響不大。綜合上述結(jié)果，選定w(Sa)為1.0%。

表1 w(Sa)對微球質(zhì)量的影響(x?s，n=3)Table 1 Characteristics of MS prepared by different concentration of Sa(x?s，n=3)

圖1 w(Sa)對微球體外釋放的影響(n=3)Fig.1 Influence of concentration of Sa on the release from MS(n=3)

3.1.2 外水相CaCl2濃度對復(fù)合微球質(zhì)量的影響 本研究利用外部凝膠化的原理制備CA-gel，故考察外水相w(CaCl2)為0.5%、1.0%、2.0%時對微球質(zhì)量的影響。結(jié)果顯示，w(CaCl2)對CA-gel/PLGA復(fù)合微球的載藥釋藥性能影響不大(見表2、圖2)，原因可能是本研究利用外部凝膠化的原理制備CA-gel，當 Ca2+擴散至乳滴表面時立即發(fā)生離子置換反應(yīng)生成凝膠屏障，阻礙Ca2+繼續(xù)往乳滴內(nèi)部擴散，故w(CaCl2)繼續(xù)增大對微球載藥釋藥性能影響不大，并且w(CaCl2)增大還會造成后期微球清洗收集困難，故w(CaCl2)確定為1.0%。

圖2 w(CaCl2)對微球體外釋放的影響(n=3)Fig.2 Influence of concentration of CaCl2 on the release from microspheres(n=3)

3.2 CA-gel/PLGA復(fù)合微球和PLGA微球載藥性能和釋放行為的比較

3.2.1 載藥釋藥性能 分別制備CA-gel/PLGA復(fù)合微球和PLGA微球(處方工藝按3.1項下)，對比兩者載藥性能和釋藥行為的差異。外觀上兩者均為白色疏松粉末，且分散性和流動性良好。結(jié)果顯示，與PLGA微球相比，復(fù)合微球的載藥量和包封率顯著增加20.31%，微球的粒徑也由52.46 μm降低至40.01 μm，突釋率下降27.13%(見表3)，且在經(jīng)歷早期的突釋之后以較為均勻的速度緩慢地釋放藥物，40 d的累積釋放量超過70%(見圖3)。并且與PLGA微球(31.76%)相比，復(fù)合微球在突釋之后的2～40 d累積釋放的藥物量增加至40.29%(P<0.05)，說明復(fù)合微球能有效改善微球的體外釋放行為，突釋降低，后期釋藥增加。

表3 CA-gel/PLGA復(fù)合微球和PLGA微球的載藥釋藥差異(x?s，n=3)Table 3 Different characteristics of MS prepared with or without CA-gel(x?s，n=3)

圖3 CA-gel/PLGA復(fù)合微球和PLGA微球的體外釋放行為差異(n=3)Fig.3 The release behavior of MS prepared with or without CA-gel(n=3)

3.2.2 微球釋藥機制的擬合研究 將兩種微球的體外釋放數(shù)據(jù)(圖3)分別按Higcuchi equation、Korsmeyer equation公式、Peppas-Sahlin equation方程進行擬合[11]，結(jié)果顯示，兩組微球的體外釋放數(shù)據(jù)按Peppas-Sahlin方程擬合的R2都大于0.99，且kd比kr的數(shù)值大(見表4)，說明兩組微球的釋藥機制均符合Peppas-Sahlin方程，即藥物主要是從微球骨架中擴散釋放，另有一小部分藥物通過溶蝕釋放。進一步考察兩組微球在各個時間點釋放累積釋放量中擴散和溶蝕所占的比例，可以發(fā)現(xiàn)兩組微球釋放時擴散機制所占比例隨釋放時間延長逐漸減小但仍占據(jù)主導(dǎo)地位(見圖4,圖5)，最低分別是70.20%、70.34%，溶蝕機制所占的比例則相應(yīng)增大，由初始10.54%，14.04%(P<0.05)分別增大至29.79%和29.69% (P>0.05)，復(fù)合微球在整個釋放周期中溶蝕比例增長幅度相對較大，結(jié)合復(fù)合微球在2～40 d累積釋放量高于PLGA這一結(jié)果，說明對于復(fù)合微球，CA-gel的膨脹溶蝕是促進蛋白釋放的關(guān)鍵。

表4 CA-gel /PLGA復(fù)合微球和PLGA微球的釋放曲線的模型擬合Table 4 Model fitting of CA-gel /PLGA Composite MS and PLGA MS’s release profile

圖4 CA-gel /PLGA復(fù)合微球在不同釋放時間點的擴散/溶蝕比Fig.4 The diffusion / dissolution ratio of CA-gel / PLGA composite MS

圖5 PLGA微球在不同釋放時間點的擴散/溶蝕比Fig.5 The diffusion / dissolution ratio of PLGA MS

3.2.3 微球的表面形態(tài)和內(nèi)部結(jié)構(gòu) 在包載親水性蛋白多肽類微球的釋放初期，藥物主要通過擴散機制釋放，因此微球表面的孔洞數(shù)量及面積與突釋具有一定的正相關(guān)關(guān)系[12]。使用冷場掃描電鏡(SEM)對微球表面形態(tài)和內(nèi)部結(jié)構(gòu)進行觀察，并運用相關(guān)軟件計算微球的表面和截面的孔隙率。兩種微球的表面均圓整光滑，復(fù)合微球與PLGA微球相比，表面孔洞數(shù)量及面積均都明顯減少，同時從微球的切片也可明顯觀察到復(fù)合微球外緣的孔洞較少(圖6)，平面孔隙率及孔隙數(shù)量均減小，總之復(fù)合微球的結(jié)構(gòu)更為致密(表5)。

圖6 CA-gel/PLGA復(fù)合微球和PLGA微球的SEM圖片F(xiàn)ig.6 Scanning electron micrographs of MS prepared by with or without CA-gel(A、B：CA-gel/PLGA復(fù)合微球表面及內(nèi)部形態(tài)；C、D：PLGA微球表面及內(nèi)部形態(tài))

3.2.4 蛋白在微球內(nèi)部的分布情況 利用激光共聚焦顯微鏡(CLSM)可觀察到樣品中的熒光物，以熒光蛋白FITC-BSA(激發(fā)波長：495 nm、綠色熒光)代替BSA作為模型藥物制備微球，通過CLSM觀察熒光蛋白在復(fù)合微球和PLGA微球中的分布[13]。綠色熒光物質(zhì)為FITC-BSA，亮度越高的地方表示蛋白量越多[14]?？梢妼τ赑LGA微球，熒光強度較低且分布較不均勻；而CA-gel/PLGA復(fù)合微球的熒光強度明顯高于PLGA微球，而且熒光在整個微球的分散性有所改善(圖7)。

表5 CA-gel/PLGA復(fù)合微球和PLGA微球的結(jié)構(gòu)差異(x?s，n=6)Table 5 Different structure of MS prepared by with or without CA-gel (x?s，n=6)

圖7 CA-gel/PLGA復(fù)合微球和PLGA微球的CLSM圖Fig.7 Laser scanning confocal microscopy pictures of FITC-BSA microsphere slices prepared with or without CA-gel(A：CA-gel/PLGA復(fù)合微球；B：PLGA微球)

4 討 論

本研究創(chuàng)新性地在SPG膜乳化法制備PLGA微球的基礎(chǔ)上，通過在內(nèi)水相中加入Sa，外水相中加入CaCl2制備CA-gel/PLGA復(fù)合微球。使復(fù)乳在形成和固化過程中，近表面形成難溶于水的CA-gel，由于BSA與Sa共同溶解于內(nèi)水相中的，故BSA也被固定在CA-gel的“蛋格結(jié)構(gòu)”中，難以擴散至外水相，使更多BSA包封于微球內(nèi)部，載藥量和包封率隨之增加。并且激光共聚焦結(jié)果也顯示復(fù)合微球的熒光強度明顯增強。

有研究表明，在微球釋放過程中，吸附在微球表面或是與外界連通孔洞內(nèi)的藥物最先釋放，若藥物量較多則引起較為嚴重的突釋[15]。與PLGA微球相比，CA-gel/PLGA復(fù)合微球的突釋率明顯降低。這是由于CA-gel可在釋放介質(zhì)中溶脹，在釋放過程中隨著介質(zhì)逐漸滲入微球內(nèi)部，分散于PLGA骨架材料中的CA-gel吸水膨脹，可以一定程度上阻滯蛋白擴散至釋放介質(zhì)，延緩藥物釋放，減輕突釋，并提高后期藥物釋放濃度，2～40 d的累積釋放量高于PLGA微球。對比兩組微球在不同釋放時間點擴散/溶蝕機制所占比例，復(fù)合微球在整個釋放周期中溶蝕比例增長幅度較大，說明中后期CA-gel的膨脹溶蝕機制[16]促進蛋白釋放，是復(fù)合微球在2～40 d累積釋放量高于PLGA微球的關(guān)鍵因素。

從微球的冷場掃描電鏡圖片可以看到，CA-gel/PLGA復(fù)合微的近表面結(jié)構(gòu)的更為致密，主要原因是在復(fù)乳形成和固化過程中，外水相中的Ca2+進入微球內(nèi)，與內(nèi)水相的Sa鰲合形成凝膠，可以填充微球在固化過程中自發(fā)形成的孔隙，從而使微球表面結(jié)構(gòu)更加致密。但由于CA-gel生成過程分為兩步：① Ca2+從CaCl2溶液向Sa液滴中擴散；②在Sa鏈段上發(fā)生離子置換反應(yīng)，Ca2+置換出Na+，生成CA-gel。所以當Ca2+擴散至微球表面并立即發(fā)生離子置換反應(yīng)生成凝膠，之后該凝膠會形成屏障，凝膠的增多會增加Ca2+向液滴內(nèi)部進一步擴散的阻力，使微球內(nèi)部鰲合的Ca2+含量下降，所以對微球內(nèi)部的結(jié)構(gòu)影響不大。

[1] JOSCELYNE S M, TRAGARDH G. Membrane emulsification-a literature review [J]. Journal of Membrane Science, 2000, 169(1):107-117.

[2] OH D H, BALAKRISHNAN P, OH Y K, et al. Effect of process parameters on nanoemulsion droplet size and distribution in SPG membrane emulsification[J]. Int J Pharm, 2011, 404(1/2):191-197.

[3] HANCOCKS R D, SPYROPOULOS F, NORTON I T. The effects of membrane composition and morphology on the rotating membrane emulsification technique for food grade emulsions[J]. Journal of Membrane Science, 2016, 497:29-35.

[4] SHIVE M S, ANDERSON J M. Biodegradation and biocompatibility of PLA and PLGA microspheres[J]. Adv Drug Deliv Rev, 1997, 28(1):5-24.

[5] SINHA V R, TREHAN A. Biodegradable microspheres for protein delivery[J]. Journal of Controlled Release, 2003, 90(3):261-280.

[6] ZHAO Yinyan, LI Fuyue, CARVAJAL M T, et al. Interactions between bovine serum albumin and alginate: An evaluation of alginate as protein carrier[J]. Journal of Colloid and Interface Science,2009, 332(2):345-353.

[7] 羅宇燕，麥海燕，黎吶，等.復(fù)乳法及其改良法制備的干擾素PLGA微球載藥釋藥特性的對比[J].中山大學(xué)學(xué)報(自然科學(xué)版), 2014,53:110-4.

[8] 楊夢琪, 張永明, 陳德, 等. SPG膜乳化法制備溶菌酶-PLGA微球的研究[J]. 中國藥師,2015(3):376-380.

[9] 黎吶, 麥海燕, 羅宇燕,等. 聚乳酸聚乙醇酸微球冷凍切片方法的研究[J]. 廣東藥學(xué)院學(xué)報,2014(01):1-5.

[10] EHTEZAZI T, WASHINGTON C, MELIA C D. Determination of the internal morphology of poly (D,L-lactide) microspheres using stereological methods[J]. Journal of Controlled Release, 1999, 57(3):301-314.

[11] CABRERA M I, LUNA J A, GRAU R J A. Modeling of dissolution-diffusion controlled drug release from planar polymeric systems with finite dissolution rate and arbitrary drug loading[J]. Journal of Membrane Science, 2006, 280(1/2):693-704.

[12] MAO Shirui, XU Jing, CAI Cuifang, et al. Effect of WOW process parameters on morphology and burst release of FITC-dextran loaded PLGA microspheres[J]. Int J Pharm, 2007, 334(1/2):137-148.

[13] 郭喆霏, 成曉嵐, 羅宇燕, 等. 激光共聚焦顯微鏡分析載蛋白微球的結(jié)構(gòu)及藥物分布[J]. 中國醫(yī)院藥學(xué)雜志，2015(15):1381-1384.

[14] MESSARITAKI A, BLACK S J, VANDERWALLE C F, et al. NMR and confocal microscopy studies of the mechanisms of burst drug release from PLGA microspheres[J]. J Control Release, 2005, 108(2/3):271-281.

[15] KLOSE D, SIEPMANN F, WILLART J F, et al Drug release from PLGA-based microparticles: Effects of the “microparticle:bulk fluid” ratio[J]. International Journal of Pharmaceutics, 2010, 383(1/2):123-131.

[16] ZHENG Caihong, LIANG Wenquan. A one-step modified method to reduce the burst initial release from PLGA microspheres[J]. Drug Delivery, 2010, 17(2):77-82.

CA-gel/PLGA composite microspheres loaded protein by SPG membrane emulsification

ZHONG Chen1, LUO Yuyan2, GUO Zhefei2, LUO Yongmei1, ZHANG Yongming2

(1. School of Pharmaceutical Sciences, Sun Yat-sen niversity, Guangzhou 510006, China; 2.The Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, Guangzhou 510630, China)

Protein loaded CA-gel/PLGA composite microspheres were prepared by a novel SPG membrane emulsification method, which was modified from the traditional preparation method of PLGA microspheres. The formation of the sustained-release gel was based on the ionic interaction between Sa and calcium ion. The drug loading of composite microspheres was significantly increased from 6.94% to 8.35%, entrapment efficiency was increased from 62.47% to 75.16%，and the burst release rate was declined from 42.32% to 30.84%. Drug release test showed that nearly 40.29% of drug was continuously and steadily released from the composite microspheres in 2～40 days. The drug release curves were corresponded to Peppas-Sahlin equation (R2> 0.99) for both the traditional microspheres and composite microspheres, which means that the release mechanism was mainly diffusion and dissolution. The results from scanning electron microscopy and freezing microtomy demonstrated that the composite microspheres were more compact in structure, and its surface hole number and porosity were smaller than traditional PLGA microspheres. The enhanced fluorescence intensity was observed from the laser confocal scan microscopy, indicating that more protein drugs were wrapped inside composite microspheres. In conclusion, the CA-gel/PLGA composite microspheres can effectively increase drug loading and entrapment efficiency and reduce the burst release.

SPG membrane emulsification; CA-gel/ PLGA composite microspheres；entrapment efficiency；burst-release

10.13471/j.cnki.acta.snus.2016.05.017

2016-07-01

廣東省醫(yī)院藥學(xué)研究基金資助項目(2015SW12)

鐘晨(1989年生)，女；研究方向：緩釋控釋制劑；通訊作者：張永明;E-mail:874477522@qq.com

R943

A

0529-6579(2016)05-0096-07