付亞杰，李長棟，荔志云，季 瑋，孫建軍

低氧是臨床各種疾病中極常見的一類病理過程，腦的低氧也是導致機體死亡的重要原因之一。氧自由基的產生、細胞內Ca2+超載、神經遞質的毒性作用、相關酶類的變化、炎癥反應、線粒體功能的異常、細胞凋亡等都是造成缺血低氧性腦損害的因素。異甘草素(ioshquiritigenin，ISL)為甘草中有效成分之一。文獻報道，異甘草素具抗脂質過氧化［1］、松弛血管［2］、抑制血小板聚集、抗病毒、抗腫瘤［3］及雌激素樣活性［4］、抗細胞凋亡［5］等多種藥理作用。本研究采用體外培養(yǎng)PC12細胞，建立細胞低氧損傷模型，采用Flow cytometry方法檢測PC12細胞的凋亡;采用RTPCR技術分析Bc1-2和Bax mRNA水平的表達變化，探討其對低氧神經細胞的保護作用機制。

材料與方法

1 實驗細胞

PC12細胞為蘭州大學基礎醫(yī)學院惠贈，本實驗室傳代培養(yǎng)。

2 主要儀器和試劑

二氧化碳培養(yǎng)箱(美國Thermo Revco公司);超凈工作臺(美國Sigma公司);低溫高速臺式離心機(UNIVERSAL116型，德國Hetaeus公司):倒置相差顯微鏡(CKX41-A32PH型，日本Olympus公司);紫外分光光度(德國Heraeus公司);潔凈工作臺(SW-CJ-2FD型，蘇州潔凈化設備有限公司);微量移液器(大龍醫(yī)療設備上海有限公司):酶標儀(Bio-Tek公司);-80℃超低溫冰箱(MDF-381型，日本三洋有限公司);4℃冰箱(青島海爾公司):電子天平(AG-135型，瑞士梅特勒公司);電熱恒溫水箱(江蘇儀器廠);穩(wěn)壓穩(wěn)流電泳儀(北京六一儀器廠)，日本Olympus公司);水平電泳槽(北京六一儀器廠);胎牛血清(FBS)(購于浙江天杭生物科技有限公司);異甘草素(天津馬克生物技術有限公司產品HPLC≥98%，批號:GC-20120203);Annexin V-FITC/PI雙染細胞凋亡檢測試劑盒(南京凱基公司);LDH檢測試劑盒(南京凱基公司);SOD檢測試劑盒(南京凱基公司)。

3 PC12細胞的培養(yǎng)方法

將裝有PC12細胞的凍存管從液氮中取出，迅速投入37℃溫水中，邊震蕩邊觀察，在1min內將凍存管中液體完全融化。超凈工作臺內將細胞移入離心管，加入新鮮DMEM培養(yǎng)基3～5ml，1000r/min離心5min，棄上清，加入4ml含10%胎牛血清的培養(yǎng)基，吹打均勻，將細胞移入60mm培養(yǎng)皿中，于37°C，5%CO2培養(yǎng)箱中培養(yǎng)過夜，第2d換液，棄掉未貼壁細胞。當細胞鋪滿瓶底70%～80%時，吸凈培養(yǎng)基，磷酸鹽緩沖液(PBS)清洗1遍，加入1ml 0．25%胰酶消化細胞，顯微鏡下觀察，當細胞圓縮，周邊折光性增強時，吸凈胰酶，加入含10%胎牛血清的DMEM培養(yǎng)基，吹打細胞，使細胞均勻懸浮于培養(yǎng)液中，將細胞傳至新的細胞培養(yǎng)皿中。

4 ISL對正常PC12細胞形態(tài)及活力的影響

取對數生長期、突起較多的細胞，胰酶消化，1000r/min離心5min，棄上清，用含10%血清的DMEM培養(yǎng)基重懸細胞，細胞計數板計數，調整密度為1×105個/ml，隨機接種于96孔培養(yǎng)板中，每孔100μl，四周邊孔加200μl PBS填充，過夜，待細胞貼壁。將實驗組分為正常組，添加ISL組，后者分別加入終濃度為5、10、20、40、80μg/ml的ISL，每組5個復孔，置于37°C、5%CO2培養(yǎng)箱內培養(yǎng)48h后，顯微鏡下觀察細胞形態(tài)學改變，四甲基偶氮唑藍法(MTT)檢測不同濃度ISL對PC12細胞的影響。

5 細胞處理、分組與低氧模型建立

取對狀態(tài)良好、突起較多的細胞，胰酶消化，1000r/min離心5min，棄上清，用含10%血清的DMEM培養(yǎng)基重懸細胞，細胞計數板計數，調整密度為1×105個/ml，隨機接種于96孔和6孔培養(yǎng)板中，96孔板每孔100μl，6孔板每孔1．5ml;之后分為C(對照組)、H(模型組，即單純低氧組)、H1(ISL低劑量組)、H2(ISL中劑量組)、H3(ISL高劑量組)，每組5個復孔，待細胞貼壁后，對C、H組不加入ISL，對H1、H2、H3組分別加入2、4、8μg/ml的ISL，加藥完成后放入低氧環(huán)境中培養(yǎng)，開始計時，按低氧后6、12、24h收取細胞，同時實驗，見表1。

表1 實驗分組及給予的干預條件

低氧裝置為自制三氣通氣箱，置于37°C、5%CO2培養(yǎng)箱內中，其內充以95%N2+5%CO2混合氣體，外接傳感器來來控制氧含量，進氣口裝有過濾膜，以此裝置制備PC12細胞低氧模型。

6 指標檢測

6.1 流式細胞技術檢測PC12細胞調亡 用不含乙二胺四乙酸(EDTA)的胰酶消化收集細胞，PBS洗滌細胞2次(1500rpm離心5min)，加入500μl的Binding Buffer懸浮細胞，加入5μl Annexin V-FITC混勻后，加入5μl Propidium Iodide，混勻。室溫、避光、反應5～15min，在1h內進行流式細胞儀的檢測。

6.2 RT-PCR法檢測Bcl-2、Bax mRNA的變化 取各時間點培養(yǎng)結束后的細胞，提取總RNA，檢測RNA的完整性，檢測其濃度，取800ng總RNA進行TaKaRa PrimeScript RT Master Mix試劑盒合成cDNA，反應體系為20μl，反應條件為37℃15min，85℃5s。通過熒光定量PCR擴增，反應體系為20μl，95℃3min，95℃10s，60℃30s，分別檢測Bcl-2、Bax mRNA的表達水平。

6.3 RT-PCR

(1)引物設計(大連寶生物服務有限公司合成)，基因和引物序列(5'-3')如下:

(2)反 應 體 系:SYBR Premix10μl，引 物(25pmol/ul)0．6μl×2，cDNA 2μl，ddH2O 6．8μl;總體積20μl。

(3)反應步驟:95℃，3min預變性;95℃，10s變性;60℃，30s退火延伸，40個循環(huán)。

7 統(tǒng)計學處理

結 果

1 PC12細胞的形態(tài)學觀察

正常狀態(tài)下分化的PC12表現出神經元的特性，細胞形態(tài)為梭形、多角形，細胞突起長，細胞胞膜光滑，細胞間建立突觸連接交聯成網狀(圖1)，傳代4h后細胞貼壁生長，細胞分裂迅速，每2～3d即可傳代，生命力旺盛，適于實驗。

圖1 分化型PC12細胞(×400)

2 ISL對正常PC12細胞形態(tài)及活力旳影響

實驗表明，ISL濃度在10μg/ml以下的實驗組細胞存活率與正常組之間沒有統(tǒng)計學差異，而20、40及80μg/ml劑量組對PC12細胞有一定的毒性作用(圖2)。因此我們選擇10μg/ml以下的3個劑量，即2、4、8μg/ml劑量作為給藥濃度并進行后續(xù)研究。

圖2 MTT法測定ISL對正常PC12細胞活力的影響。不同濃度ISL培養(yǎng)48h，數據以±s表示，n=5;與未加藥組相比:＊＊P＜0．01

3 低氧對PC12細胞活力的影響及ISL的作用

加入MTT培養(yǎng)4h后細胞內生成藍紫色結晶甲臜(圖3)。左為模型組低氧24h后，出現多量的圓形“空泡”(如箭頭所示)，此為死亡的細胞，而在右圖，ISL 8μg/ml組低氧24h后，幾乎未見空泡形成，而且多數細胞仍保持正常形態(tài)，有突起，未聚集成團。

圖3 加入MTT培養(yǎng)4h后生成藍紫色結晶甲臜的情況(×400)。左為模型組，右為ISL 8μg/ml組

MTT結果顯示，對照組細胞開始計時后即進入對數期生長，細胞隨時間不斷分裂增殖，活力隨時間增強;而模型組細胞活力明顯減弱;ISL組低氧后細胞活力較低氧組增強，細胞存活率增高，兩者之間有顯著性差異。ISL 8μg/ml組低氧24h效果最為顯著(表2)。

表2 ISL對PC12細胞低氧后細胞活力的影響(n=5,±s)

表2 ISL對PC12細胞低氧后細胞活力的影響(n=5,±s)

測定波長為490nm，與低氧組比較:a P＜0．05

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4 AnnexinⅤ/PI雙染檢測PC12細胞凋亡

細胞低氧損傷后，用AnnexinⅤ/PI雙染進行熒光標記，通過流式細胞儀區(qū)分活細胞、凋亡細胞和壞死細胞，在雙變量流式細胞儀的散點圖上，左下象限為活細胞，右上象限顯示非活壞死細胞，右下象限為調亡細胞。檢測發(fā)現:低氧24h后，模型組調亡細胞率(36．79±1．26)%較之正常組明顯增加，而ISL 8μg/ml組，其調亡細胞數量減少(17．52±1．03)%，活細胞數量較模型組明顯增多。提示ISL對低氧損傷引起的細胞調亡具有保護作用。此外，流式細胞儀結果顯示對照組細胞有些許調亡和壞死，可能與胰酶消化、吹打等操作損傷PC12細胞有關(表3、圖4)。

表3 低氧對PC12細胞調亡的影響以及ISL的作用(±s，n=5)

表3 低氧對PC12細胞調亡的影響以及ISL的作用(±s，n=5)

與對照組比較:##P＜0．001;與低氧組比較:＊＊P＜0．001

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圖4 低氧對PC12細胞調亡的影響及ISL的作用。與對照組比較:##P＜0．001;與低氧組比較:＊＊P＜0．001

5 各組Bcl-2 mRNA表達變化

RT-PCR檢測低氧24h后細胞，單純低氧組Bcl-2 mRNA表達低于對照組(P＜0．01)，加藥低氧組的Bcl-2 mRNA與模型組相比，表達均有所升高(P＜0．01)(圖5)。

圖5 各處理組Bcl-2 mRNA的表達變化(24h)。與對照組比較:##P＜0．001;與模型組比較:＊＊P＜0．001

6 各組Bax mRNA表達變化

低氧24h后，模型組Bax表達高于對照組(P＜0．01)，加藥低氧組的Bax與模型組相比，表達均有所降低(P＜0．01)(圖6)。

圖6 各處理組Bax mRNA的表達變化(24h)。與對照組比較:##P＜0．001;與低氧組比較:＊＊P＜0．001

討 論

甘草是一種應用廣泛的傳統(tǒng)中藥?，F代藥理表明，甘草除具有鎮(zhèn)痛、鎮(zhèn)咳、抗炎、抗?jié)?、抗變態(tài)反應等［6］作用外，還具有明顯的神經保護作用［7］。ISL為甘草中有效成分之一，其化學名稱為4，2'，4'-三羥基查耳酮，為甘草中的一種有效單體，屬黃酮類化合物。

在神經細胞低氧損傷的過程中，神經元的壞死與凋亡同時發(fā)生，因此區(qū)別壞死和調亡的細胞就成為研究低氧損傷程度及ISL作用方式的重要內容。本課題用Annexin V/PI雙染細胞，流式細胞儀檢測不同濃度ISL作用下低氧細胞的調亡率，實驗發(fā)現ISL可降低低氧誘導的細胞調亡，并有一定的濃度依賴性。

Bcl-2最初發(fā)現位于濾泡性淋巴瘤t(14，18)染色質處，Bcl-2基因的表達產物主要位于線粒體膜、核膜、粗面內質網上［8］。當細胞受到某種有害因素刺激出現病理改變時，它會發(fā)揮抗凋亡作用。Vaux等［9］首次報道Bcl-2能夠抑制細胞凋亡，延長細胞生存期。當神經細胞低氧時，細胞內外環(huán)境發(fā)生改變，致使一些因子成為誘導凋亡發(fā)生的因素。研究發(fā)現，在受損傷的腦中Bcl-2可抑制神經元及神經膠質細胞的凋亡，其表達增加可防止細胞受外界因素刺激后啟動凋亡［10］。Bcl-2抑制缺血低氧性神經細胞損傷的可能機制有:降低細胞內鈣［11］，阻斷Caspase依賴的內在凋亡啟動通路［12］，阻斷凋亡誘導因子(AIF)依賴的神經細胞凋亡通路［13］，抗氧化應激作用［14］。1993年，Oltvai等［15］首先發(fā)現Bax基因作為一個調控Bcl-2的相關基因，與Bcl-2約有21%的氨基酸序列同源，故認為Bax為Bcl-2家族成員。與Bcl-2抑制細胞凋亡相反，Bax能夠促進細胞凋亡，它可能是通過形成Bcl-2-Bax復合物來實現的。Bax并不阻斷凋亡，而是對抗Bcl-2抑制凋亡的作用。Bcl-2家族蛋白通過調控線粒體途徑，對細胞凋亡發(fā)揮作用，其過程十分復雜，任何影響B(tài)cl-2以及Bax表達的因素均可影響細胞的凋亡。我們的實驗發(fā)現，低氧損傷使PC12細胞Bcl-2 mRNA表達下降，Bax mRNA表達升高，最終使PC12細胞走向凋亡。在低氧損傷中給予ISL，可升高PC12細胞Bcl-2 mRNA的表達，降低Bax mRNA的表達，Bcl-2通過激活抗凋亡機制，穩(wěn)定線粒體，減輕低氧細胞凋亡，這可能是ISL保護神經細胞抗低氧損傷的機制之一。

本研究顯示，ISL能夠在基因層面上調Bcl-2 mRNA、下調Bax mRNA的表達，從而減少細胞凋亡。

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