鄧修元，吳志彬，楊忠

骨骼肌是人體內份量最重的組織器官成分，在正常成年個體中占體重的45%～50%。作為人體少數(shù)具有完全再生能力的組織，骨骼肌損傷后的再生主要由位于肌纖維和基底膜間的肌衛(wèi)星細胞(satellite cells)完成[1]。受損后骨骼肌組織將依次經(jīng)歷炎癥期、肌衛(wèi)星細胞增殖活化期和再生纖維成熟重塑或纖維化期幾個過程。根據(jù)病因及結局的不同，有兩類不同的肌纖維再生模式，一類為急性創(chuàng)傷性損害，如運動醫(yī)學中常見的由特定肌束撕裂造成的牽拉傷，受損骨骼肌能完全修復；另一類型見于慢性退行性疾病如杜氏肌營養(yǎng)不良(Duchenne muscular dystrophy,DMD)和反復肌纖維損傷，其特點是肌纖維呈現(xiàn)持續(xù)的變性壞死和再生，同時伴有慢性炎癥，最后肌衛(wèi)星細胞耗竭或分化異常，細胞外基質大量沉積導致纖維化(fibrosis)發(fā)生[2]。

骨骼肌纖維化不僅造成運動收縮能力下降，更是DMD和老年骨骼肌損傷等情況下不良結局的重要環(huán)節(jié)。近十余年來，人們對骨骼肌損傷修復的過程，特別是導致骨骼肌纖維化的細胞及分子機制進行了深入研究，為阻止或延緩該病理過程提供了一系列新的線索。本文對此領域近年來的相關進展做一綜述。

1 骨骼肌損傷后正常的修復過程

當骨骼肌受到急性損傷如牽拉傷后，首先發(fā)生巨噬細胞和中性粒細胞等細胞的浸潤，損傷組織進入炎癥期；浸潤的炎癥細胞在清除壞死組織方面具有重要作用。正常情況下處于靜息狀態(tài)的肌衛(wèi)星細胞，在炎性細胞因子等誘導下被激活而進入增殖活化期，此過程受到胰島素樣生長因子(insulin-like growth factor,IGF)、肝細胞生長因子(hepatocyte growth factor,HGF)和轉化生長因子β(transforming growth factor-β,TGF-β)等的調節(jié)；激活的肌衛(wèi)星細胞除部分負責自我更新外，大部分將轉化為具有增殖分化能力的成肌細胞(myoblast)，通過相互融合或與損傷殘留的肌纖維融合重建肌組織。在受損兩周后再生骨骼肌纖維逐步進入成熟和整合重塑階段，這一過程受多種因素包括外在機械力等的影響[2]。除炎癥細胞和肌衛(wèi)星細胞以外，骨骼肌的修復過程也需要成纖維細胞產生必要的細胞外基質。急性創(chuàng)傷性骨骼肌損傷后，一般經(jīng)歷上述過程在1個月內完成結構和功能的重建(圖1A)。

2 骨骼肌纖維化的細胞病理過程

當骨骼肌發(fā)生慢性退行性病變時，由于慢性炎癥所致的巨噬細胞、中性粒細胞持續(xù)浸潤和細胞因子TGF-β等異常增高，使得肌組織內出現(xiàn)大量增殖活化的肌成纖維細胞(myofibroblast)，后者能分泌大量細胞外基質，最終導致纖維化發(fā)生(圖1B)。研究顯示此時傷灶肌衛(wèi)星細胞多被激活，除參與肌纖維的再生修復外，也能通過橫向分化(transdifferentiation)形成肌成纖維細胞，進而參與纖維化發(fā)生[3]。

圖1 骨骼肌發(fā)生急性和慢性損傷時組織病理過程(經(jīng)許可引自Mann CJ,2011)[3]

2.1 肌成纖維細胞

肌成纖維細胞廣泛存在于肌肉、皮膚、肝臟和骨組織等部位，通過合成細胞外基質參與組織修復和纖維化過程；受損組織中定居的成纖維細胞是肌成纖維細胞的主要來源之一[4]。研究表明，傷灶內成肌細胞表達I型膠原和α平滑肌肌球蛋白等肌成纖維細胞的標志物，提示肌組織中由衛(wèi)星細胞分化而來的成肌細胞可橫向分化為肌成纖維細胞[3-4]。骨骼肌纖維化過程中，肌成纖維細胞過度活化增殖并產生大量膠原，是肌組織纖維化發(fā)生的關鍵環(huán)節(jié)[3,5]。

2.2 巨噬細胞

巨噬細胞作為重要的炎癥細胞，能清除受損壞死組織，同時也參與骨骼肌的修復過程。通過特異性抑制巨噬細胞的浸潤，證實損傷組織巨噬細胞的缺失能抑制肌衛(wèi)星細胞的增殖分化，導致?lián)p傷骨骼肌修復緩慢并伴隨纖維化的發(fā)生[6]。而持續(xù)炎癥反應將導致局部巨噬細胞聚集，釋放的大量TGF-β等細胞因子對骨骼肌纖維化具有顯著地促進作用[2]。提示正常的巨噬細胞浸潤對于肌衛(wèi)星細胞增殖活化是必須的，而缺少或過量的巨噬細胞都可能導致骨骼肌纖維化[3,6]。

巨噬細胞可分為不同的亞群，包括經(jīng)典激活的巨噬細胞(M1，又稱促炎癥巨噬細胞)、選擇性激活的巨噬細胞(M2a)和抗炎癥巨噬細胞(M2c)，它們分別參與損傷修復過程的不同階段。M1主要通過分泌高水平的促炎癥細胞因子如TNF-α、IL-1β和IL-10，參與損傷后急性期的炎癥反應；M1還可產生大量的一氧化氮(NO)，溶解受損肌纖維殺傷病原菌，并促進炎癥反應和成肌細胞的增殖[7]。隨著IL-1β、IL-10等增加，M1去活化而M2c被激活，M2c的激活能促進骨骼肌再生[8]。M2a可能與纖維化最為相關，它能表達關鍵的促纖維化分子TGF-β[3]。

3 骨骼肌纖維化的分子機制研究

骨骼肌纖維化的過程除上述細胞的直接參與外，近幾年對一系列與此過程有關的調控分子越來越多的認識發(fā)現(xiàn)，包括TGF-β、肌肉生長抑制素(myostatin)、結締組織生長因子(connective tissue growth factor,CTGF)、NO以及Notch和Wnt信號通路等，都參與調節(jié)纖維化發(fā)生，包括成肌細胞橫向分化為肌成纖維細胞的過程(圖2)。

圖2 肌衛(wèi)星細胞功能異常參與骨骼肌纖維化的細胞及分子機制

3.1 TGF-β

TGF-β家族是生長因子超家族中具有免疫負調控功能的一大類細胞因子，包括TGF-β和骨形成蛋白(BMP)等。其經(jīng)典保守的TGF-β/BMP信號途徑由配體結合跨膜受體起始，經(jīng)由胞內一系列信號傳遞分子Smads的介導，參與調節(jié)多種細胞的增殖分化、遷移凋亡等過程。同時，該途徑還受到細胞內和胞外多種信號分子的影響調控[9]。在肌營養(yǎng)不良等引起的慢性炎癥反應中，主要由M2a等細胞分泌的TGF-β對纖維化發(fā)生起關鍵作用。當TGF-β和TGF-βⅠ型受體(ALK5)、Ⅱ型受體組成的復合物結合后受體活化，ALK5使Smad2和Smad3磷酸化，磷酸化的Smad2和Smad3與Smad4結合并發(fā)生核轉移，進而調控下游基因包括細胞外基質的表達分泌[10]。

此外TGF-β另一重要的作用是促進成肌細胞橫向分化為肌成纖維細胞。Li等發(fā)現(xiàn)TGF-β1能刺激成肌細胞該因子的自分泌，肌源性蛋白下調而纖維相關蛋白表達，TGF-β1基因轉染的成肌細胞移植后能橫向分化為肌成纖維細胞[11]。Cencetti等的研究顯示，TGF-β1通過上調鞘氨醇激酶-1/磷酸鞘氨醇軸(SK-1/S1P3)誘導成肌細胞橫向分化；通過不同手段抑制SK-1或S1P均可防止或減弱TGF-β1引起的骨骼肌纖維化；表達上調的SK1和S1P3主要經(jīng)由Rho/Rho激酶途徑引起成肌細胞表型改變(圖 3)[12]。

miRNAs是能直接結合到特異轉錄位點抑制靶基因翻譯的微小RNA序列[13]。miRNA-29能促進骨骼肌前體細胞的肌性分化，同時抑制成肌細胞橫向分化[14-15]，其作用機制之一是抑制組蛋白脫乙?；?(HDAC4)的活性，后者能催化組蛋白去乙?；?，抑制肌源性調節(jié)因子如MEF2等的表達[14,16]。研究還發(fā)現(xiàn)TGF-β能夠抑制miRNA-29的成熟形成，解除其對HDAC4的抑制作用，從而抑制成肌分化并促進成肌細胞橫向分化為肌成纖維細胞[17](圖4)。

圖3 TGF-β1通過上調SK-1/S1P3軸實現(xiàn)成肌細胞的橫向分化

圖4 TGF-β通過抑制miRNA-29的形成參與纖維化

3.2 Myostatin

Myostatin是TGF-β家族成員之一，特異表達于骨骼肌，是肌肉發(fā)育與生長的主要抑制因子[18]。與野生型相比，Myostatin-/-小鼠在肌損傷修復過程中的纖維化顯著減少，并表現(xiàn)出更好的骨骼肌再生能力；肌組織內注射Myostatin可誘導TGF-β表達，刺激纖維化發(fā)生，顯示其與TGF-β具有協(xié)同作用[18]。Myostatin還能刺激成纖維細胞的增殖，肌組織成纖維細胞同時表達Myostatin及其受體，Myostatin與受體結合后通過SMAD、p38 MAPK和AKT增殖途徑誘導成纖維細胞分化為肌成纖維細胞，產生細胞外基質。因此Myostatin不僅調節(jié)肌肉再生，還直接調節(jié)成纖維細胞的活性，促進骨骼肌纖維化[19]。

3.3 CTGF

在DMD患者和肌營養(yǎng)不良小鼠的骨骼肌內，CTGF的表達水平顯著升高[20-21]。成肌細胞和肌纖維受到TGF-β刺激時將合成CTGF，它能誘導多種細胞外基質成分的產生，如纖連蛋白，Ⅰ型膠原蛋白及α4、5、6和β1整聯(lián)蛋白等[21]。研究發(fā)現(xiàn)，CTGF也能誘導成肌細胞橫向分化，產生與TGF-β相似的纖維化反應[21]。

3.4 一氧化氮

NO是一種具有信號轉導等多種功能的小分子，可以由多種細胞產生，如骨骼肌、內皮細胞、巨噬細胞[22]。NO主要通過NO-HGF-C-met通路參與骨骼肌損傷后的肌衛(wèi)星細胞激活過程[23]。骨骼肌受刺激后，通過增加NOS的產生或活性使NO釋放增多，成為肌衛(wèi)星細胞激活的起始信號；骨骼肌注射NOS抑制劑(如L-NAME)后，損傷修復后的纖維化組織顯著增加，說明缺少NO時能促進骨骼肌纖維化的發(fā)生[22,24]。

3.5 Notch信號途徑

Notch信號途徑廣泛參與機體發(fā)育過程中的細胞分化、增殖和凋亡等過程，由Notch受體、配體、細胞內CSL效應分子及調節(jié)分子等組成。Notch配體與受體的結合將導致受體蛋白的三步裂解活化，產生一個胞內結構單元，后者進入胞核與CSL分子結合調控下游靶基因的表達[25]。

隨著年齡的增長，作為骨骼肌主要干細胞成分的肌衛(wèi)星細胞將出現(xiàn)功能減退，這表現(xiàn)為骨骼肌損傷后再生能力的下降和損傷修復過程的纖維化增多。Conboy等首先發(fā)現(xiàn)，老年骨骼肌損傷后一種Notch信號分子Delta的表達明顯受阻，而通過活化Notch途徑能促進老年骨骼肌的損傷再生，在青年小鼠對Notch途徑的抑制將影響其正常再生，提示該通路在肌組織再生中具有重要作用[26]。而隨后該小組的工作顯示，老年肌組織中高水平TGF-β誘導的磷酸化Smad3影響肌組織再生，與Notch信號存在著相互拮抗的關系[27]。此外，離體實驗顯示Notch2對TGF-β1誘導的成肌細胞橫向分化有明顯抑制作用。

3.6 Wnt信號途徑

Wnt信號通路也是廣泛存在于多細胞真核生物的一條高度保守的信號途徑，在胚胎發(fā)育等過程中具有重要作用。該通路至少包含三個分支：經(jīng)典Wnt通路即Wnt/β-catenin途徑，Wnt/PCP和Wnt/鈣離子(Wnt/Ca2+)通路[28]。

研究顯示肌衛(wèi)星細胞表達Wnt受體Fzd7，骨骼肌再生過程中傷灶組織Wnt7a表達明顯增高，該分子能顯著刺激衛(wèi)星細胞的擴增而不影響其分化[29]；Le Grand等的實驗證實Wnt7a通過活化細胞極性途徑(planar cell polarity pathway)引起干細胞對稱性增殖，從而促進再生[29]；而在分化成熟的肌纖維，Wnt7a-Fzd7的結合則主要活化Akt/mTOR細胞生長途徑，最后導致肌纖維的肥大[30]。

在老年骨骼肌組織，Brack等的研究發(fā)現(xiàn)衛(wèi)星細胞存在著由肌源性向纖維源性轉化的趨勢，這一轉化與細胞內經(jīng)典Wnt途徑的活化密切相關，抑制該途徑可促進老年衛(wèi)星細胞定向成肌細胞分化，從而減少再生過程的纖維化[31]。提示W(wǎng)nt通路在骨骼肌不同發(fā)育階段或功能狀態(tài)下可能具有不同的細胞生物效應。

4 對抗骨骼肌纖維化的策略

目前對DMD等疾病引起的嚴重骨骼肌纖維化尚無有效的治療策略。近年實驗研究發(fā)現(xiàn)，通過應用各種手段抑制TGF-β信號途徑、調節(jié)肌組織炎癥反應以及應用近年受到關注的干細胞移植等，均有助于促進骨骼肌損傷后的再生修復，抑制纖維化發(fā)生[32-33]。

4.1 抑制TGF-β信號途徑拮抗骨骼肌纖維化

TGF-β1是調控骨骼肌纖維化的核心分子，一系列研究顯示通過抑制TGF-β1信號通路可有效抑制骨骼肌纖維化，促進再生修復。

如實驗發(fā)現(xiàn)periostin蛋白的表達上調能激活TGF-β信號，敲除肌營養(yǎng)不良小鼠periostin基因能明顯減弱骨骼肌纖維化，使骨骼肌結構與功能更好保持[33]。使用核心蛋白多糖(decorin)干擾TGF-β功能能促進骨骼肌損傷后的再生，減少纖維組織的形成[34]。血管緊張素Ⅱ能直接刺激TGF-β1的產生，Burks等發(fā)現(xiàn)血管緊張素Ⅱ受體的拮抗劑氯沙坦(losartan)，能夠通過抑制TGF-β1信號途徑，顯著減少小鼠肌損傷后的纖維化并改善骨骼肌功能[35]；新近研究還提示這一作用具有時間和濃度依賴性[36]。藥物舒拉明與TGF-β受體競爭性結合后骨骼肌纖維化減少[37]。對老齡mdx鼠使用Smad3磷酸化的拮抗劑鹵夫酮(halofuginone)能夠顯著減少膠原蛋白的表達；同時增加mdx鼠骨骼肌內的肌發(fā)生，促進再生和功能恢復[38-39]。

4.2 調控肌組織炎癥反應拮抗纖維化發(fā)生

骨骼肌發(fā)生慢性炎癥時，炎癥區(qū)域?？梢婏@著的膠原沉積，提示炎癥與纖維化的密切關系[40]。炎癥伴隨著巨噬細胞、中性粒細胞等的大量浸潤，這些細胞是TGF-β等因子的主要來源[7,41-42]。炎性細胞還可產生多種細胞因子，參與調控骨骼肌纖維化的發(fā)生。如上述炎性肌組織中浸潤的巨噬細胞包括M1、M2等不同亞型，研究顯示IFN-γ能通過活化促進M1型同時抑制M2型巨噬細胞產生，從而加重DMD中骨骼肌的損害；而作為主要表達于TH-2細胞因子應答的重要分子，IL-10能通過調節(jié)M1向M2型巨噬細胞的轉化，促進損傷骨骼肌再生，減少纖維化發(fā)生[43-44]。嗜酸性粒細胞通過產生IL-4和IL-10能促進TH-2反應，也產生主要堿性蛋白-1(MBP-1))促進纖維化[42,45]。單核細胞產生的骨橋蛋白也可通過免疫調制，參與纖維化發(fā)生[46]。

總之，通過抑制骨骼肌組織慢性炎癥反應，或調控炎癥細胞特定細胞因子的產生有望成為對抗纖維化的有效策略。

5 結論

盡管骨骼肌具有很強的再生能力，但在慢性退行性病變時骨骼肌修復過程常伴隨著纖維化的發(fā)生；纖維化也常見于老年增齡性肌肉丟失、廢用性肌萎縮和慢性運動損傷等情況下。纖維化表現(xiàn)為以肌成纖維細胞為主要成分的細胞過度增殖活化，最終造成膠原蛋白等細胞外基質的大量沉積，導致肌組織結構破壞和功能減退。傳統(tǒng)觀點認為局部組織內成纖維細胞的活化是肌成纖維細胞的主要來源；近幾年研究顯示，在慢性炎癥等微環(huán)境因素誘導下，骨骼肌衛(wèi)星細胞可通過橫向分化轉化為肌成纖維細胞，是骨骼肌纖維化的重要參與者。此外值得注意的是，新近有報道在皮膚和骨骼肌纖維化發(fā)生中，血管周細胞也可分化為肌成纖維細胞，因此也可能是拮抗纖維化的重要靶點[47-48]。

炎性細胞浸潤和組織TGF-β異常增高是纖維化過程的重要促發(fā)因素，同時還涉及Myostatin、CTGF等促纖維化因子和Wnt、Notch等信號途徑的參與。深入研究骨骼肌纖維化的細胞與分子機制，對發(fā)掘拮抗纖維化進程的新靶點、促進組織損傷修復，具有重要的理論和實踐意義。

[1]Brack AS,Rando TA.Tissue-specific stem cells:lessons from the skeletal muscle satellite cell[J].Cell Stem Cell,2012,10(5):504-514.

[2]Ciciliot S,Schiaffino S.Regeneration of mammalian skeletal muscle.Basic mechanisms and clinical implications[J].Curr Pharm Des,2010,16(8):906-914.

[3]Mann CJ,Perdiguero E,Kharraz1 Y,et al.Aberrant repair and fibrosis development in skeletal muscle[J].Skelet Muscle,2011,1(1):21.

[4]Hinz B,Phan SH,Thannickal VJ,et al.The myofibroblast:one function,multiple origins[J].Am JPathol,2007,170(6):1807-1816.

[5]Ono Y,Sensui H,Okutsu S,et al.Notch2 negatively regulates myofibroblastic differentiation of myoblasts[J].JCell Physiol,2007,210(2):358-369.

[6]Segawa M,Fukada S,Yamamoto Y,et al.Suppression of macrophagefunctions impairs skeletal muscle regeneration with severe fibrosis[J].Exp Cell Res,2008,314(17):3232-3244.

[7]Villalta SA,Nguyenl HX,Deng B,et al.Shifts in macrophage phenotypes and macrophage competition for arginine metabolism affect the severity of muscle pathology in muscular dystrophy[J].Hum Mol Genet,2009,18(3):482-496.

[8]Villalta SA,Rinaldi C,Deng B,et al.Interleukin-10 reduces the pathology of mdx muscular dystrophy by deactivating M1 macrophages and modulating macrophage phenotype[J].Hum Mol Genet,2011,20(4):790-805.

[9]MacDonald EM,Cohn RD.TGFβsignaling:its role in fibrosis formation and myopathies[J].Curr Opin Rheumatol,2012,24(6):628-634.

[10]Bonniaud P,Margetts PJ,Ask K,et al.TGF-beta and Smad3 signaling link inflammation to chronic fibrogenesis[J].J Immunol,2005,175(8):5390-5395.

[11]Li Y,Foster W,Deasy BM,et al.Transforming growth factorbeta 1 induces the differentiation of myogenic cells into fibrotic cells in injured skeletal muscle:a key event in muscle fibrogenesis[J].Am JPathol,2004,164(3):1007-1019.

[12]Cencetti F,Bernacchioni C,Nincheri P,et al.Transforming growth factor-beta 1 induces transdifferentiation of myoblasts into myofibroblasts via upregulation of sphingosine kinase-1/S1P3 axis[J].Mol Biol Cell,2010,21(6):1111-1124.

[13]Sun W,Julie Li YS,Huang HD,et al.microRNA:a master regulator of cellular processes for bioengineering systems[J].Annu Rev Biomed Eng,2010,12:1-27.

[14]Zhou L,Wang L,Lu L,et al.Inhibition of miR-29 by TGF-beta-Smad3 signaling through dual mechanisms promotes transdifferentiation of mouse myoblasts into myofibroblasts[J].PLoSOne,2012,7:e33766.

[15]Cacchiarelli D,Martone J,Girardi E,et al.MicroRNAs involved in molecular circuitries relevant for the Duchenne muscular dystrophy pathogenesis are controlled by the dystrophin/nNOSpathway[J].Cell Metab,2010,12(4):341-351.

[16]Winbanks CE,Wang B,Beyer C,et al.TGF-beta regulates miR-206 and miR-29 to control myogenic differentiation through regulation of HDAC4[J].JBiol Chem,2011,286(16):13805-13814.

[17]Wang L,Zhou L,Jiang P,et al.Loss of miR-29 in myoblasts contributes to dystrophic muscle pathogenesis[J].Mol Ther,2012,20(6):1222-1233.

[18]Zhu J,Li Y,Shen W,et al.Relationships between transforming growth factor-beta 1,myostatin,and decorin:implications for skeletal muscle fibrosis[J].J Biol Chem,2007,282(35):25852-25863.

[19]Li ZB,Kollias HD,Wagner KR.Myostatin directly regulates skeletal muscle fibrosis[J].J Biol Chem,2008,283(28):19371-19378.

[20]Sun G,Haginoya K,Wu Y,et al.Connective tissue growth factor is overexpressed in muscles of human muscular dystrophy[J].JNeurol Sci,2008,267(1-2):48-56.

[21]Vial C,Zuniga LM,Cabelloverrogio C,et al.Skeletal muscle cells express the profibrotic cytokine connective tissue growth factor(CTGF/CCN2),which induces their dedifferentiation[J].JCell Physiol,2008,215(2):410-421.

[22]Filippin LI,Moreira AJ,Marroni NP,et al.Nitric oxide and repair of skeletal muscle injury[J].Nitric Oxide,2009,21(3-4):157-163.

[23]Tatsumi R,Liu X,Pulido A,et al.Satellite cell activation in stretched skeletal muscle and the role of nitric oxide and hepatocyte growth factor[J].Am JPhysiol Cell Physiol,2006,290(6):C1487-C1494.

[24]Filippin LI,Cuevas MJ,Lima E,et al.The role of nitric oxide during healing of trauma to the skeletal muscle[J].Inflamm Res,2011,60(4):347-356.

[25]Hansson EM,Lendahl U,Chapman G.Notch signaling in development and disease[J].Semin Cancer Biol,2004,14(5):320-328.

[26]Conboy IM,Conboy MJ,Smythe GM,et al.Notch-mediated restoration of regenerative potential to aged muscle[J].Science,2003,302(5650):1575-1577.

[27]Carlson ME,Hsu M,Conboy IM.Imbalance between pS-mad3 and Notch induces CDK inhibitors in old muscle stem cells[J].Nature,2008,454(7203):528-532.

[28]von Maltzahn J,Chang NC,Bentzinger CF,et al.Wnt signaling in myogenesis[J].Trends Cell Biol,2012,22(11):602-609.

[29]Le Grand F,Jones AE,Seale V,et al.Wnt7a activates the planar cell polarity pathway to drive the symmetric expansion of satellitestemcells[J].Cell Stem Cell,2009,4(6):535-547.

[30]von Maltzahn J,Bentzinger CF,Rudnicki MA.Wnt7a-Fzd7 signaling directly activates the Akt/mTOR anabolic growth pathway in skeletal muscle[J].Nat Cell Biol,2011,14(2):186-191.

[31]Brack AS,Conboy MJ,Roy S,et al.Increased Wnt signaling during aging alters muscle stem cell fate and increases fibrosis[J].Science,2007,317(5839):807-810.

[32]Urso ML.Anti-inflammatory interventions and skeletal muscle injury:benefit or detriment[J].JAppl Physiol,2013.[Epub ahead of print]

[33]Lorts A,Schwanekamp JA,Baudino TA,et al.Deletion of periostin reduces muscular dystrophy and fibrosis in mice by modulating the transforming growth factor-βpathway[J].Proc Natl Acad Sci USA,2012,109(27):10978-10983.

[34]Bedair HS,Karthikeyan T,Quintero A,et al.Angiotensin IIreceptor blockade administered after injury improves muscle regeneration and decreases fibrosis in normal skeletal muscle[J].Am JSports Med,2008,36(8):1548-1554.

[35]Burks TN,Andres-Mateos E,Marx R,et al.Losartan restores skeletal muscle remodeling and protects against disuse atrophy in sarcopenia[J].Sci Transl Med,2011,3(82):82ra37.

[36]Kobayashi T,Uehara K,Ota S,et al.The timing of administration of a clinically relevant dose of losartan influences thehealing process after contusion induced muscle injury[J].JAppl Physiol,2013,114(2):262-273.

[37]Chan YS,Li Y,Foster W,et al.Antifibrotic effects of suramin in injured skeletal muscle after laceration[J].J Appl Physiol,2003,95(2):771-780.

[38]Roffe S,Hagai Y,Pines M,et al.Halofuginone inhibits Smad3 phosphorylation via the PI3K/Akt and MAPK/ERK pathways in muscle cells:effect on myotube fusion[J].Exp Cell Res,2010,316(6):1061-1069.

[39]Huebner KD,Jassal DS,Halevy O,et al.Functional resolution of fibrosis in mdx mouse dystrophic heart and skeletal muscle by halofuginone[J].Am JPhysiol Heart Circ Physiol,2008,294(4):H1550-H1561.

[40]Zhou L,Lu H.Targeting fibrosis in Duchenne muscular dystrophy[J].JNeuropathol Exp Neurol,2010,69(8):771-776.

[41]Moyer AL,Wagner KR.Regeneration versus fibrosis in skeletal muscle[J].Curr Opin Rheumatol,2011,23(6):568-573.

[42]Martinez FO,Helming L,Gordon S.Alternative activation of macrophages:An immunologic functional perspective[J].Annu Rev Immunol,2009,27:451-483.

[43]Deng B,Wehling-Henricks M,Villalta SA,et al.IL-10 triggers changes in macrophage phenotype that promote muscle growth and regeneration[J].J Immunol,2012,189(7):3669-3680.

[44]Villalta SA,Deng B,Rinaldi C,et al.IFN-γpromotes muscle damagein themdx mousemodel of Duchennemuscular dystrophy by suppressing M2 macrophage activation and inhibiting muscle cell proliferation[J].JImmunol,2011,187(10):5419-5428.

[45]Wehling-Henricks M,Sokolow S,Lee JJ,et al.Major basic protein-1 promotes fibrosis of dystrophic muscle and attenuates the cellular immune response in muscular dystrophy[J].Hum Mol Genet,2008,17(5):2280-2292.

[46]Vetrone SA,Montecino-Rodriguez E,Kudryashova E,et al.Osteopontin promotes fibrosis in dystrophic mouse muscle by modulating immune cell subsets and intramuscular TGF-beta[J].JClin Invest,2009,119(6):1583-1594.

[47]Duffield JS.The elusive source of myofibroblasts:problem solved[J].Nat Med,2012,18(8):1178-1180.

[48]Steinhauser ML,Lee RT.Pericyte progenitors at the crossroads between fibrosis and regeneration[J].Circ Res,2013,112(2):230-232.