摘要：目的 探討幼蟲(chóng)攝食量對(duì)白紋伊蚊（Aedes albopictus）生長(zhǎng)發(fā)育及其對(duì)溴氰菊酯（DM）抗藥性的影響，從而為蚊蟲(chóng)抗藥性測(cè)定中幼蟲(chóng)飼養(yǎng)的食量標(biāo)準(zhǔn)化提供參考。方法 將白紋伊蚊實(shí)驗(yàn)室抗性品系幼蟲(chóng)分為3組，分別按照高、中、低3個(gè)食量標(biāo)準(zhǔn)進(jìn)行飼養(yǎng)。每組500 只幼蟲(chóng)，其中1～2 齡幼蟲(chóng)每天分別投放100、50、25 mg 食物，3～4 齡幼蟲(chóng)每天分別投放500、250、125 mg食物，記錄幼蟲(chóng)發(fā)育時(shí)間、化蛹數(shù)及羽化數(shù)，并計(jì)算化蛹率和羽化率，同時(shí)測(cè)量成蚊體質(zhì)量和翅長(zhǎng)。此外使用幼蟲(chóng)浸漬法和成蚊接觸筒法來(lái)測(cè)定蚊蟲(chóng)對(duì)溴氰菊酯的抗藥性水平。結(jié)果 不同食量組幼蟲(chóng)在發(fā)育時(shí)間、化蛹率和羽化率上差異有統(tǒng)計(jì)學(xué)意義（Plt;0.05），幼蟲(chóng)的發(fā)育時(shí)間隨食物攝入量的增加而縮短；高食量組和低食量組的化蛹率（χ2=16.282、7.440）和羽化率（χ2=4.093、6.977）均低于中食量組；成蚊體質(zhì)量和翅長(zhǎng)均與攝食量呈正相關(guān)（Plt;0.05）。溴氰菊酯對(duì)幼蟲(chóng)的半數(shù)致死濃度（LC50）分別為0.110、0.072 和0.064 mg/L，成蚊半數(shù)擊倒時(shí)間（KDT50）分別為97.404、68.964 和65.005 min，作用24 h 后成蚊死亡率分別為12%、16%和19%。結(jié)論 幼蟲(chóng)階段的攝食量會(huì)影響白紋伊蚊的生長(zhǎng)發(fā)育及其對(duì)溴氰菊酯的抗藥性，因此，規(guī)范幼蟲(chóng)攝食量將有助于不同實(shí)驗(yàn)室之間抗藥性檢測(cè)結(jié)果的可比性。

關(guān)鍵詞：白紋伊蚊；抗藥性；幼蟲(chóng)食量；溴氰菊酯

昆蟲(chóng)的表型具有高度可塑性，其攝食量對(duì)昆蟲(chóng)變態(tài)過(guò)程中身體結(jié)構(gòu)的變化產(chǎn)生影響［1］。白紋伊蚊作為一種完全變態(tài)昆蟲(chóng)，其幼蟲(chóng)期是發(fā)育的重要階段，攝食量不僅影響幼蟲(chóng)期的生長(zhǎng)發(fā)育，還可能進(jìn)一步影響成蚊的生活史特征［2］。在自然環(huán)境中，野外幼蟲(chóng)的發(fā)育和成蚊的體型可能會(huì)因水體環(huán)境、降雨量或水生表面顆粒物的差異而發(fā)生變化［3， 4］。此外，幼蟲(chóng)期的飲食還會(huì)影響成蚊的免疫水平及媒介傳播能力，包括免疫基因的表達(dá)、雌蚊繁殖力以及病毒攜帶能力等［5-7］。然而，目前尚未有研究報(bào)道白紋伊蚊幼蟲(chóng)期飲食對(duì)其抗藥性的影響。

隨著殺蟲(chóng)劑的廣泛應(yīng)用，蚊蟲(chóng)抗藥性問(wèn)題日益凸顯，已成為蟲(chóng)媒傳染病防治的重要挑戰(zhàn)。抗藥性水平檢測(cè)和監(jiān)測(cè)對(duì)于有效防控蟲(chóng)媒傳染病至關(guān)重要。然而不同實(shí)驗(yàn)室和不同條件下檢測(cè)的抗藥性水平存在較大差異，為盡可能地減小各地區(qū)甚至各個(gè)不同實(shí)驗(yàn)室關(guān)于蚊蟲(chóng)抗藥性水平檢測(cè)的差異性，世界衛(wèi)生組織（WHO）在1960年就提出并建議使用診斷劑量法對(duì)抗藥性的生物測(cè)定進(jìn)行標(biāo)準(zhǔn)化［8］。目前幼蟲(chóng)使用的抗藥性檢測(cè)方法是2005年制定的幼蟲(chóng)浸漬法，而成蚊使用的是經(jīng)過(guò)數(shù)次改進(jìn)后的接觸筒法［9， 10］?，F(xiàn)階段，新型殺蟲(chóng)劑的研發(fā)效果主要通過(guò)幼蟲(chóng)浸漬法進(jìn)行毒性測(cè)試來(lái)評(píng)估［11-13］，但該方法自2005年以來(lái)從未進(jìn)行改進(jìn)；成蚊接觸筒法在考慮到不同地區(qū)蚊蟲(chóng)生長(zhǎng)過(guò)程中各種環(huán)境影響因素較多，為了確保各地區(qū)檢測(cè)結(jié)果的可靠性，WHO建議在特定溫度和濕度下對(duì)蚊蟲(chóng)進(jìn)行試驗(yàn)［10］。然而這兩種方法在蚊蟲(chóng)飼養(yǎng)方面，尤其是幼蟲(chóng)喂食方面，并未給出明確定義。幼蟲(chóng)期的攝食量是否會(huì)影響幼蟲(chóng)浸漬法和成蚊接觸筒法的測(cè)定結(jié)果，目前尚不清楚。

因此，本實(shí)驗(yàn)以白紋伊蚊實(shí)驗(yàn)室抗性品系為研究對(duì)象，觀察在3種不同食量條件下白紋伊蚊的生長(zhǎng)發(fā)育情況，以及其對(duì)常用殺蟲(chóng)劑溴氰菊酯的抗藥性水平變化，旨在探究幼蟲(chóng)期攝食量對(duì)白紋伊蚊溴氰菊酯抗藥性水平的影響，并為殺蟲(chóng)劑抗藥性測(cè)定標(biāo)準(zhǔn)提供幼蟲(chóng)飼養(yǎng)的定量參考，以期為蚊蟲(chóng)抗藥性研究和防治提供新的視角和依據(jù)。

1 材料和方法

1.1 材料

1.1.1 實(shí)驗(yàn)用藥 溴氰菊酯（98%）原藥由中國(guó)疾病預(yù)防控制中心提供，丙酮由廣州化學(xué)試劑廠提供。

1.1.2 供試蚊蟲(chóng)來(lái)源及飼養(yǎng) 白紋伊蚊溴氰菊酯抗性品系為課題組從野外白紋伊蚊中篩選建立（F1534S）；實(shí)驗(yàn)室敏感品系為對(duì)照品系，由廣東省疾病預(yù)防控制中心提供，這一品系自1981年以來(lái)一直在實(shí)驗(yàn)室環(huán)境中飼養(yǎng)，從未接觸殺蟲(chóng)劑。蚊蟲(chóng)飼養(yǎng)過(guò)程均在實(shí)驗(yàn)室的智能人工氣候箱內(nèi)完成，設(shè)定溫度26±2 ℃，相對(duì)濕度為（70±10）%，光照14 h、黑暗10 h。幼蟲(chóng)以龜糧喂食（惠州市寸金飼料有限公司提供），成蚊以10%的葡萄糖水喂食。

1.1.3 食物成分 龜糧原料由魚(yú)粉、蝦粉、啤酒酵母、小麥粉和多種維生素、礦物質(zhì)等組成，含蛋白質(zhì)38%、賴氨酸1.5%、粗纖維8%、脂肪4%、鈣4.5%、磷1.5%。

1.2 方法

1.2.1 食物投放分組 選取新孵化的（小于24 h）的500只1齡幼蟲(chóng)轉(zhuǎn)移到含有800 mL去氯自來(lái)水的一次性塑料碗中（1000 mL容量）。根據(jù)不同齡期幼蟲(chóng)的正常食物攝入量，對(duì)敏感品系（S）和抗性品系（R）白紋伊蚊分別設(shè)置高、中、低（H、M、L）3個(gè)食物量進(jìn)行投放。1～2齡幼蟲(chóng)分別投放50、25、15 mg，3～4 齡幼蟲(chóng)分別投放300、150、95 mg。食物投放量設(shè)置保證中、低食量組每天無(wú)食物殘?jiān)鼩埩簦抑惺沉拷M為實(shí)驗(yàn)室正常飼養(yǎng)量，高食量組每天有食物殘留。每天更換1次水和食物，化蛹后轉(zhuǎn)移至蚊籠中，成蚊喂食10%的葡萄糖水。

1.2.2 幼蟲(chóng)生命量表 每個(gè)食量組選取50 條剛孵化出的1 齡幼蟲(chóng)放入含有100 mL 去氯自來(lái)水的一次性碗中（200 mL 容量），高、中、低食量組按照1～2 齡幼蟲(chóng)分別投放10、7.5、5 mg，3～4 齡幼蟲(chóng)分別投放60、45、30 mg。實(shí)驗(yàn)組和對(duì)照組分別重復(fù)3 次。每隔6 h 觀察并記錄幼蟲(chóng)生長(zhǎng)情況和化蛹情況。待蚊蟲(chóng)化蛹后，將每個(gè)蛹單管飼養(yǎng)，每隔6 h觀察并記錄羽化情況，并計(jì)算各個(gè)食量組白紋伊蚊幼蟲(chóng)的化蛹率和羽化率?；悸剩?）=化蛹數(shù)量/幼蟲(chóng)總數(shù)×100%；羽化率（%）=成蚊數(shù)量/化蛹數(shù)量×100%。

1.2.3 成蚊體質(zhì)量及翅長(zhǎng) 每個(gè)食量組收集剛剛羽化未吸食糖水的雌、雄蚊進(jìn)行體質(zhì)量和翅長(zhǎng)的測(cè)量，以10只/組置于電子天平稱量體質(zhì)量，分別計(jì)算單只雌、雄蚊的平均體質(zhì)量，每組重復(fù)3次。用鑷子將雙側(cè)翅膀從蚊體上分離，置于載玻片上，蓋玻片壓片后在體視顯微鏡下觀察，使用Motic ImagesPlus 3.0軟件拍照和測(cè)量分析，翅緣根部的翅瓣到翅端的距離即為翅長(zhǎng)，以每只成蚊的一對(duì)翅膀的平均值作為翅長(zhǎng)，每組測(cè)量30只。

1.2.4 幼蟲(chóng)浸漬法 選用WHO推薦的幼蟲(chóng)浸漬法進(jìn)行白紋伊蚊幼蟲(chóng)抗藥性測(cè)定［9］。準(zhǔn)確稱取溴氰菊酯殺蟲(chóng)劑原藥溶解于丙酮溶劑中配制成母液，根據(jù)預(yù)實(shí)驗(yàn)確定藥劑濃度范圍，用丙酮將母液依次稀釋至6個(gè)系列梯度濃度，現(xiàn)配現(xiàn)用。每組挑選20條生長(zhǎng)和活躍度相似的3齡末4齡初幼蟲(chóng)置于99 mL脫氯自來(lái)水中，加入1 mL藥液放入一次性紙杯中，對(duì)照組則加入 1 mL丙酮，每個(gè)濃度實(shí)驗(yàn)組及對(duì)照組均重復(fù)3次。24 h后記錄每組幼蟲(chóng)死亡數(shù)（使用吸管輕觸幼蟲(chóng)，幼蟲(chóng)不能主動(dòng)躲避刺激則被判定為死亡）。若對(duì)照組死亡率lt;5%，無(wú)需校正；若對(duì)照組死亡率在5%～20%，需要用Abbott公式進(jìn)行校正，校正死亡率（%）=（實(shí)驗(yàn)組死亡率-對(duì)照組死亡率）/（1-對(duì)照組死亡率）×100%）；若對(duì)照組死亡率gt;20%，實(shí)驗(yàn)結(jié)果無(wú)效，需要重新進(jìn)行測(cè)定。

1.2.5 成蚊接觸筒法 根據(jù)WHO推薦的成蚊抗藥性測(cè)定方法［10］。準(zhǔn)備接觸筒和恢復(fù)筒，按要求組裝完整，將對(duì)照藥膜和0.05%溴氰菊酯標(biāo)準(zhǔn)藥膜放入接觸筒內(nèi)，設(shè)立2個(gè)對(duì)照組和4個(gè)實(shí)驗(yàn)組；分別用吸蚊管吸取25只羽化3～5 d未吸血的白紋伊蚊雌蚊至各個(gè)恢復(fù)筒內(nèi)，然后將蚊蟲(chóng)輕輕吹入對(duì)應(yīng)的接觸筒內(nèi)，使雌蚊在接觸筒內(nèi)接觸對(duì)照藥膜或0.05%溴氰菊酯標(biāo)準(zhǔn)藥膜 1 h，期間每隔10 min觀察并記錄被擊倒的成蚊數(shù)（蚊蟲(chóng)停落時(shí)不能保持站立姿勢(shì)、不能飛行、飛行后馬上跌落、原地翻轉(zhuǎn)判定為被擊倒）；1 h后將各組雌蚊輕輕吹入相應(yīng)的恢復(fù)筒內(nèi)恢復(fù)，期間以 10%的葡萄糖溶液喂飼，24 h后記錄死亡的成蚊數(shù)。若對(duì)照組死亡率lt;5%，實(shí)驗(yàn)數(shù)據(jù)無(wú)需校正；若對(duì)照組死亡率在5%～20%，則用Abbott公式校正，校正死亡率（%）=（實(shí)驗(yàn)組死亡率-對(duì)照組死亡率）/（1-對(duì)照組死亡率）×100%；若對(duì)照組死亡率gt;20%，實(shí)驗(yàn)結(jié)果無(wú)效，需重新進(jìn)行測(cè)定。

1.2.6 抗性判斷 對(duì)于幼蟲(chóng)抗性級(jí)別，由抗性倍數(shù)（RR）來(lái)判定，RR=（抗性品系蚊蟲(chóng)LC50）/（敏感品系蚊蟲(chóng)LC50）。若 RRlt;3 為敏感，3≤RRlt;10 為低抗，10≤RRlt;40為中抗，RR≥40為高抗［14］。成蚊抗性評(píng)價(jià)標(biāo)準(zhǔn)如下：當(dāng)死亡率為98%～100%時(shí)，判定為敏感群體；當(dāng)死亡率為90%～98%時(shí)，判定為可疑抗性群體；當(dāng)死亡率lt;90%時(shí)，判定為抗性群體［10］。

1.3 統(tǒng)計(jì)學(xué)分析

使用SPSS23.0軟件進(jìn)行統(tǒng)計(jì)處理，采用t檢驗(yàn)分析幼蟲(chóng)發(fā)育所需時(shí)間、成蚊體質(zhì)量和翅長(zhǎng)的差異，各指標(biāo)均以均數(shù)±標(biāo)準(zhǔn)差表示；采用卡方檢驗(yàn)分析化蛹率和羽化率的差異，采用Probit 模型分析幼蟲(chóng)半數(shù)致死濃度（LC50）、成蚊半數(shù)擊倒時(shí)間（KDT50）、95% 置信區(qū)間（95% CI）和獨(dú)立回歸方程，以Plt;0.05為差異有統(tǒng)計(jì)學(xué)意義。所有的實(shí)驗(yàn)都是獨(dú)立重復(fù)3次。

2 結(jié)果

2.1 不同食量條件下溴氰菊酯抗性白紋伊蚊幼蟲(chóng)發(fā)育情況

對(duì)高、中、低3個(gè)食量組幼蟲(chóng)的發(fā)育時(shí)間、化蛹率和羽化率進(jìn)行比較，發(fā)現(xiàn)幼蟲(chóng)的發(fā)育時(shí)間都會(huì)隨著食物攝入量的增加而縮短，1 齡至3～4 齡發(fā)育時(shí)間分別為80.33±1.53、102.00±3.00 和121.00±3.00 h（Plt;0.05），1齡至蛹期發(fā)育時(shí)間分別為118.70±3.22、158.00±5.57和181.00±8.19 h（Plt;0.05，圖1 A）；高食量和低食量組的幼蟲(chóng)在化蛹率（χ2=16.282、7.440，Plt;0.05）和羽化率（χ2=4.093、6.977，Plt;0.05）均低于中食量組（圖1B）。

2.2 不同食量條件下溴氰菊酯抗性白紋伊蚊成蚊體型觀察

比較高、中、低3個(gè)食量組雌、雄成蚊體質(zhì)量和翅長(zhǎng)發(fā)現(xiàn)，隨著幼蟲(chóng)食量增加，成蚊體質(zhì)量增大，翅長(zhǎng)變長(zhǎng)。其中雌蚊體質(zhì)量分別為17.84±0.27、15.64±1.29 和10.87±0.36 mg（Plt;0.05），雄蚊體質(zhì)量分別為6.13±0.37、5.13±0.17 和4.04±0.13 mg（Plt;0.05，圖2A）；雌蚊翅長(zhǎng)分別為2.76±0.09、2.57±0.09 和2.39±0.14 mm（Plt;0.05），雄蚊翅長(zhǎng)分別為2.26±0.03、2.15±0.02 和2.06±0.04 mm（Plt;0.05，圖2B）。

2.3 白紋伊蚊幼蟲(chóng)抗藥性檢測(cè)結(jié)果

使用幼蟲(chóng)浸漬法對(duì)3個(gè)食量組的白紋伊蚊幼蟲(chóng)進(jìn)行抗藥性檢測(cè)，結(jié)果發(fā)現(xiàn)敏感品系和抗性品系3個(gè)食量組幼蟲(chóng)LC50都隨食量的增加而增大；以相同食量組的敏感品系作為對(duì)照，發(fā)現(xiàn)高、中、低食量組抗性倍數(shù)RR依次降低但均屬于中抗水平（RR 依次為31.43、28.92、27.00）；而以低食量組的敏感品系幼蟲(chóng)作為對(duì)照，高食量組的抗性品系白紋伊蚊幼蟲(chóng)抗性倍數(shù)RR為46.41，屬于高抗水平（表1）。

2.4 白紋伊蚊成蚊抗藥性檢測(cè)結(jié)果

使用成蚊接觸筒法對(duì)3個(gè)食量組的白紋伊蚊成蚊進(jìn)行抗藥性檢測(cè)，敏感品系作為對(duì)照，結(jié)果顯示敏感品系中、低食量組白紋伊蚊成蚊溴氰菊酯的死亡率≥98%，屬于敏感群體，而敏感品系高食量組白紋伊蚊成蚊溴氰菊酯的死亡率為96%（lt;98%，不屬于敏感群體）；抗性品系中，3個(gè)食量組KDT50隨幼蟲(chóng)食量增加而增加，死亡率隨幼蟲(chóng)食量增加而降低（表2）。

3 討論

營(yíng)養(yǎng)是影響昆蟲(chóng)表型的重要因素之一，幼蟲(chóng)期的飲食不僅直接影響其發(fā)育，還會(huì)對(duì)成蟲(chóng)的形態(tài)特征產(chǎn)生深遠(yuǎn)影響［15， 16］。研究表明，幼蟲(chóng)的發(fā)育速率與營(yíng)養(yǎng)水平呈負(fù)相關(guān)，而存活率則與營(yíng)養(yǎng)水平呈正相關(guān)［17］。在本研究中，我們發(fā)現(xiàn)幼蟲(chóng)的發(fā)育時(shí)間隨攝食量的增加而縮短，但高食量組和低食量組的幼蟲(chóng)化蛹率和羽化率均低于中食量組。這種現(xiàn)象主要源于食物攝入量的不平衡：低食量組因營(yíng)養(yǎng)儲(chǔ)備不足，無(wú)法完成蛻皮，從而降低了存活率［18］；而高食量組則由于食物投放過(guò)多，未被食用的殘余物質(zhì)導(dǎo)致水體環(huán)境中微生物過(guò)度繁殖，最終增加了死亡率［19， 20］。此外，當(dāng)食物投入不足時(shí)，幼蟲(chóng)會(huì)出現(xiàn)啃食同類的現(xiàn)象，我們認(rèn)為這也是低食量組化蛹率和羽化率低的重要原因之一。進(jìn)一步觀察發(fā)現(xiàn)，當(dāng)食物充足時(shí)，幼蟲(chóng)在營(yíng)養(yǎng)攝取上表現(xiàn)出更好的生長(zhǎng)狀態(tài)，不僅促進(jìn)了成蚊階段體質(zhì)量和翅膀長(zhǎng)度的增加，還使得成蟲(chóng)體型更大、形態(tài)更健壯。這是由于充足的營(yíng)養(yǎng)支持了幼蟲(chóng)期更高效的能量分配，從而為成蟲(chóng)階段的生長(zhǎng)提供了更好的基礎(chǔ)［21， 22］。

值得注意的是，幼蟲(chóng)攝食量對(duì)蚊蟲(chóng)的免疫水平及媒介傳播能力的影響已得到充分確認(rèn)［5-7］，但其對(duì)抗藥性的影響仍有待進(jìn)一步闡明。不同環(huán)境條件，如溫度和濕度，能夠?qū)ξ孟x(chóng)的抗藥性測(cè)定產(chǎn)生影響，這進(jìn)一步凸顯了生存環(huán)境對(duì)昆蟲(chóng)生理特性的重要性［23， 24］。本研究的結(jié)果表明，攝食量對(duì)蚊蟲(chóng)的抗藥性水平有顯著影響。在對(duì)不同食量組的幼蟲(chóng)進(jìn)行抗藥性檢測(cè)時(shí)，我們發(fā)現(xiàn)隨著食量的增加，殺蟲(chóng)劑DM對(duì)幼蟲(chóng)的半數(shù)致死濃度明顯升高，抗性倍數(shù)RR也隨食量增加而增大。這表明營(yíng)養(yǎng)積累的差異直接影響了幼蟲(chóng)在應(yīng)對(duì)殺蟲(chóng)劑壓力時(shí)的能量動(dòng)員，進(jìn)一步驗(yàn)證了幼蟲(chóng)攝食量對(duì)抗藥性檢測(cè)結(jié)果的影響。這一發(fā)現(xiàn)為未來(lái)的蚊蟲(chóng)抗藥性研究提供了新的視角和思路。有研究表明，在對(duì)阿拉伯按蚊進(jìn)行殺蟲(chóng)劑抗藥性實(shí)驗(yàn)時(shí)，幸存?zhèn)€體的體型普遍大于死亡個(gè)體［25］，我們?cè)趯?shí)驗(yàn)中對(duì)相同品系的幼蟲(chóng)期進(jìn)行不同食量的飼喂，隨后檢測(cè)成蚊的DM抗藥性，結(jié)果顯示KDT50值隨食量增加而顯著上升，而死亡率則隨之降低。其中，敏感品系的高食量組成蚊死亡率為96%，按傳統(tǒng)的判定標(biāo)準(zhǔn)已不屬于敏感群體。這種現(xiàn)象可能與成蚊的體型差異有關(guān)，幼蟲(chóng)在不同食量下生長(zhǎng)，導(dǎo)致成蚊的體型差異，從而影響殺蟲(chóng)劑的接觸面積或因表皮增厚導(dǎo)致殺蟲(chóng)劑的滲透速率降低［26， 27］。這表明，幼蟲(chóng)期的攝食量可能顯著影響成蚊抗藥性測(cè)定結(jié)果。WHO自1960年提出殺蟲(chóng)劑抗性生物測(cè)定標(biāo)準(zhǔn)化［8］以來(lái)，雖然在成蚊檢測(cè)的年齡、生理狀態(tài)及實(shí)驗(yàn)條件方面進(jìn)行了諸多建議［28］，但對(duì)于幼蟲(chóng)飼養(yǎng)條件尚未設(shè)定具體規(guī)定。因此，本研究建議將幼蟲(chóng)期的攝食量納入殺蟲(chóng)劑抗性生物測(cè)定標(biāo)準(zhǔn)的考量范圍。

在不同實(shí)驗(yàn)室中，飼養(yǎng)蚊子幼蟲(chóng)的食物種類多樣，既有可自由調(diào)整成分比例的自制混合物，也有市場(chǎng)上各種魚(yú)食［29-31］。相關(guān)研究表明，魚(yú)食含有最理想的營(yíng)養(yǎng)成分比例并且經(jīng)濟(jì)實(shí)惠，其中維生素和礦物質(zhì)不僅能改善幼蟲(chóng)的生長(zhǎng)，還能縮短發(fā)育時(shí)間［32， 33］。有研究認(rèn)為，每只按蚊幼蟲(chóng)每天攝入0.1～0.8 mg食物是合理范圍，而蛋白質(zhì)是幼蟲(chóng)生長(zhǎng)發(fā)育的關(guān)鍵成分［34］。我們的實(shí)驗(yàn)結(jié)果表明，對(duì)1～2齡和3～4齡幼蟲(chóng)設(shè)定不同的食物投放量更為適宜。第1階段建議每天攝入0.1～0.2 mg，第二階段為0.5～1.0 mg。然而由于我們的研究對(duì)象為白紋伊蚊，并且使用的是龜糧，其蛋白質(zhì)含量（38%）略低于魚(yú)食（42%），因此，獲得的最適喂養(yǎng)量可能與其他研究有所不同［34］。由此，我們建議根據(jù)具體蚊蟲(chóng)種類、齡期以及食物蛋白質(zhì)含量合理設(shè)定幼蟲(chóng)每日攝入量。

綜上所述，本研究揭示了食物攝入量對(duì)蚊蟲(chóng)幼蟲(chóng)發(fā)育和成蚊體型的重要影響，攝入越多，發(fā)育速度和成蚊體型也相應(yīng)增大。同時(shí)，我們發(fā)現(xiàn)幼蟲(chóng)期食物攝入量是白紋伊蚊幼蟲(chóng)和成蚊抗藥性測(cè)定結(jié)果的重要影響因素，并且幼蟲(chóng)飼養(yǎng)過(guò)程中，應(yīng)該根據(jù)蚊蟲(chóng)種類、齡期以及食物蛋白質(zhì)含量制定幼蟲(chóng)的每日最佳的喂飼量。因此，在蚊蟲(chóng)殺蟲(chóng)劑抗藥性測(cè)定標(biāo)準(zhǔn)中，明確界定幼蟲(chóng)的飼養(yǎng)條件，有望提高不同實(shí)驗(yàn)室的抗藥性檢測(cè)結(jié)果的可比性。

參考文獻(xiàn)：

[1] Truman JW. The evolution of insect metamorphosis[J]. Curr Biol，2019， 29（23）： R1252-68.

[2] Telang A， Frame L， Brown MR. Larval feeding duration affects ecdysteroid levels and nutritional reserves regulating pupal commitment in the yellow fever mosquito Aedes aegypti （Diptera：Culicidae）[J]. J Exp Biol， 2007， 210（Pt 5）： 854-64.

[3] Jaramillo-O N， Fonseca-González I， Chaverra-Rodríguez D.Geometric morphometrics of nine field isolates of Aedes aegypti with different resistance levels to lambda-cyhalothrin and relative fitness of one artificially selected for resistance[J]. PLoS One，2014， 9（5）： e96379.

[4] Murrell EG， Damal K， Lounibos LP， et al. Distributions of competing container mosquitoes depend on detritus types， nutrient ratios， and food availability[J]. Ann Entomol Soc Am， 2011， 104（4）：688-98.

[5] MacKay AJ， Yan JY， Kim CH， et al. Larval diet and temperature alter mosquito immunity and development： using body size and developmental traits to track carry-over effects on longevity[J].Parasit Vectors， 2023， 16（1）： 434.

[6] Qureshi A， Keen E， Brown G， et al. The size of larval rearing container modulates the effects of diet amount and larval density on larval development in Aedes aegypti[J]. PLoS One， 2023， 18（1）：e0280736.

[7] Gunathilaka N， Upulika H， Udayanga L， et al. Effect of larval nutritional regimes on morphometry and vectorial capacity of Aedes aegypti for dengue transmission[J]. Biomed Res Int， 2019， 2019：3607342.

[8] Macoris M， Andrighetti M， de Cássia K， et al. Standardization of bioassays for monitoring resistance to insecticides in Aedes aegypti[J]. Dengue Bulletin， 2005， 12（29）：176-182.

[9] WHO. Guidelines for laboratory and field testing of mosquito larvicides[M]. World Health Organization， 2005.

[10]WHO. Test procedures for insecticide resistance monitoring inmalaria vector mosquitoes[M]. World Health Organization， 2016.

[11]袁思祎， 王 穎， 齊白鈺， 等. 胡椒堿對(duì)白紋伊蚊幼蟲(chóng)的毒性作用及發(fā)育影響[J]. 熱帶醫(yī)學(xué)雜志， 2024， 24（6）： 783-7， 916.

[12]Adhikari K， Khanikor B， Sarma R. Persistent susceptibility of Aedes aegypti to eugenol[J]. Sci Rep， 2022， 12（1）： 2277.

[13]Giatropoulos A， Koliopoulos G， Pantelakis PN， et al. Evaluating the sublethal effects of Origanum vulgare essential oil and carvacrol on the biological characteristics of Culex pipiens biotype molestus（Diptera： Culicidae）[J]. Insects， 2023， 14（4）： 400.

[14]WHO. Guidelines for testing mosquito adulticides for indoor residual spraying and treatment of mosquito nets[M]. World Health Organization， 2006.

[15]Sasmita HI， Tu WC， Bong LJ， et al. Effects of larval diets and temperature regimes on life history traits， energy reserves and temperature tolerance of male Aedes aegypti （Diptera： Culicidae）：optimizing rearing techniques for the sterile insect programmes[J].Parasit Vectors， 2019， 12（1）： 578.

[16]Salim M， Kamran M， Khan I， et al. Effect of larval diets on the life table parameters of dengue mosquito， Aedes aegypti （L.） （Diptera：Culicidae） using age-stage two sex life table theory[J]. Sci Rep，2023， 13： 11969.

[17]Carvajal-Lago L， Ruiz-López MJ， Figuerola J， et al. Implications of diet on mosquito life history traits and pathogen transmission[J].Environ Res， 2021， 195： 110893.

[18]Chambers GM， Klowden MJ. Correlation of nutritional reserves with a critical weight for pupation in larval Aedes aegypti mosquitoes[J]. J Am Mosq Control Assoc， 1990， 6（3）： 394-9.

[19]Gilles JL， Lees RS， Soliban SM， et al. Density-dependent effects in experimental larval populations of Anopheles Arabiensis （Diptera：Culicidae） can be negative， neutral， or overcompensatory depending on density and diet levels[J]. J Med Entomol， 2011， 48（2）： 296-304.

[20]Puggioli A， Balestrino F， Damiens D， et al. Efficiency of three diets for larval development in mass rearing Aedes albopictus （Diptera：Culicidae）[J]. J Med Entomol， 2013， 50（4）： 819-25.

[21]Telang A， Qayum AA， Parker A， et al. Larval nutritional stress affects vector immune traits in adult yellow fever mosquito Aedes aegypti （Stegomyia aegypti） [J]. Med Vet Entomol， 2012， 26（3）：271-81.

[22]Vantaux A， Lefèvre T， Cohuet A， et al. Larval nutritional stress affects vector life history traits and human malaria transmission[J].Sci Rep， 2016， 6： 36778.

[23]Gunathilaka PN， Uduwawala UU， Udayanga NL， et al.Determination of the efficiency of diets for larval development in mass rearing Aedes aegypti （Diptera： Culicidae） [J]. Bull Entomol Res， 2018， 108（5）： 583-92.

[24]Hodjati MH， Curtis CF. Effects of permethrin at different temperatures on pyrethroid-resistant and susceptible strains of Anopheles[J]. Med Vet Entomol， 1999， 13（4）： 415-22.

[25]Oliver SV， Brooke BD. The effect of larval nutritional deprivation on the life history and DDT resistance phenotype in laboratory strains of the malaria vector Anopheles Arabiensis[J]. Malar J， 2013， 12： 44.

[26] Jacobs E， Chrissian C， Rankin-Turner S， et al. Cuticular profiling of insecticide resistant Aedes aegypti[J]. Sci Rep， 2023， 13（1）： 10154.

[27]Balabanidou V， Kefi M， Aivaliotis M， et al. Mosquitoes cloak their legs to resist insecticides[J]. Proc Biol Sci， 2019， 286（1907）：20191091.

[28]WHO. Manual for monitoring insecticide resistance in mosquito vectors and selecting appropriate interventions. World Health Organization， 2024.

[29]Zhang Y， Wang D， Shi WF， et al. Resistance to pyrethroids and the relationship between adult resistance and knockdown resistance（kdr） mutations in Aedes albopictus in dengue surveillance areas of Guizhou Province， China[J]. Sci Rep， 2024， 14（1）： 12216.

[30]Djègbè NDC， Da DF， Somé BM， et al. Anopheles aquatic development kinetic and adults' longevity through different seasons in laboratory and semi-field conditions in Burkina Faso[J]. Parasit Vectors， 2024， 17（1）： 181.

[31]Subahar R， Huang A， Wijaya RS， et al. First report on evaluation of commercial eugenol and piperine against Aedes aegypti L （Diptera： Culicidae） larvae： Mortality， detoxifying enzyme， and histopathological changes in the midgut[J]. Parasitol Int， 2024， 98： 102813.

[32]Damiens D， Benedict MQ， Wille M， et al. An inexpensive and effective larval diet for Anopheles Arabiensis （Diptera： Culicidae）：eat like a horse， a bird， or a fish[J]？ J Med Entomol， 2012， 49（5）：1001-11.

[33]Nascimento DAS， Trindade FTT， Silva AAE. Dietary supplementation with vitamins and minerals improves larvae and adult rearing conditions of Anopheles darlingi （Diptera： Culicidae）[J]. J Med Entomol， 2021， 58（1）： 71-8.

[34]Benedict MQ， Hunt CM， Vella MG， et al. Pragmatic selection of larval mosquito diets for insectary rearing of Anopheles gambiae and Aedes aegypti[J]. PLoS One， 2020， 15（3）： e0221838.

（編輯：余詩(shī)詩(shī)）