劉步瑜，劉興泉，張治國，吳列洪，蔡 靜，楊 開，吳衛(wèi)成*

（1 浙江農(nóng)林大學食品與健康學院 杭州311300 2 浙江省農(nóng)業(yè)科學院 食品科學研究所 杭州310021 3 浙江省農(nóng)業(yè)科學院 作物與核技術(shù)利用研究所 杭州310021 4 浙江工業(yè)大學食品科學與工程學院 浙江德清 313299）

膳食纖維被稱為人體第七大營養(yǎng)素，國際食品法典（Codex Alimentarius Commission，CAC）將膳食纖維定義為“具有10 個或更多單元的碳水化合物（CHO）聚合物，不被人體小腸內(nèi)的內(nèi)源性酶水解，包括食物中天然存在的，通過物理、化學或酶方法從食物原料中提取的，人工合成的可食用碳水化合物聚合物”[1]。膳食纖維通常按溶解性被分為可溶性膳食纖維（Soluble dietary fiber，SDF）及不溶性膳食纖維（Insoluble dietary fiber，IDF），前者包括低聚糖、葡聚糖、果聚糖、果膠等，又被稱為水溶性多糖，后者包括纖維素、半纖維素、木質(zhì)素等[2]。較多研究指出SDF 生物降解性、相容性好，低毒性和低致敏活性，功能活性通常較IDF 更優(yōu)，是生物活性研究和功能食品開發(fā)的理想材料[3-5]。

甘薯（Ipomoea batatas [L.] Lam.）屬旋花科、番薯屬，是我國主要種植和消費的薯類作物之一[6]，富含淀粉、可溶性糖、維生素A、鈣等多種營養(yǎng)成分，具有替代主糧的潛力[7-8]。此外，甘薯富含膳食纖維，被認為具有通便、改善腸道菌群等多種有益的作用。

國內(nèi)外學者先、后報道了甘薯膳食纖維的多種生物學活性。郭金穎等[9]報道了5 種甘薯水溶性多糖對DPPH 自由基和羥自由基均有較好的清除效果。Zhao 等[10]從甘薯中分離并鑒定了一種（1→6）-α-D-葡聚糖，驗證了其在小鼠體內(nèi)的免疫調(diào)節(jié)活性。Liu 等[11]的報道稱甘薯渣SDF 可促進體外發(fā)酵體系中的益生菌（雙歧桿菌和乳桿菌）的增殖，抑制有害菌（腸桿菌、產(chǎn)氣莢膜梭菌和擬桿菌）的增長，這一結(jié)果在實驗大鼠體內(nèi)得到驗證。Sun等[12]由紫甘薯中分離一種堿溶性多糖，該組分可下調(diào)結(jié)腸炎小鼠體內(nèi)促炎細胞因子的表達，維護腸道菌群的穩(wěn)態(tài)。Wu 等[13]從紫甘薯中分離出3 種多糖，其中多糖PSPP1-1 表現(xiàn)出較強的抗腫瘤活性，可誘導人胃癌細胞SGC7901 和人結(jié)腸癌細胞SW620 凋亡。

目前報道的甘薯膳食纖維主要來源于生鮮甘薯、甘薯皮或甘薯渣。然而，甘薯一般經(jīng)過蒸熟、去皮后才進入人們的食譜。熟制處理不僅導致甘薯果肉組織結(jié)構(gòu)和物質(zhì)組成的改變，也可能影響膳食纖維的結(jié)構(gòu)和結(jié)合狀態(tài)，進而影響其理化性質(zhì)和生物利用率。目前尚未見熟制過程對甘薯SDF影響的相關報道。為此，本文采用Box-behnken 設計和滿意度函數(shù)優(yōu)化甘薯SDF 制備工藝，對比研究生鮮甘薯和蒸制甘薯SDF 的理化性質(zhì)和消化特性，明確蒸制熟化可提高甘薯膳食纖維的可及性，以及對SDF 抗消化性的影響。本研究有助于闡明甘薯的營養(yǎng)健康特性，以及加工處理對其營養(yǎng)品質(zhì)的影響。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

甘薯，品種：“心香”，市售；高峰α-淀粉酶（100 000 U/g）、糖化酶（100 000 U/g）、胰酶（效價1∶4 000），上海源葉生物科技有限公司；胃蛋白酶（豬源，效價1∶3 000 U），上海阿拉丁生化科技股份有限公司；α-淀粉酶（來源于豬胰腺，≥5 U/mg），西格瑪奧德里奇（上海）貿(mào)易有限公司；DNS 試劑，福州飛凈生物科技有限公司；大豆油，益海嘉里金龍魚糧油食品股份有限公司。其它化學試劑均為國產(chǎn)分析純級。

1.2 儀器與設備

ZN28YK809-150 多功能電蒸鍋，浙江蘇泊爾家電制造有限公司；LGJ-18 真空冷凍干燥機，北京松源華興科技發(fā)展有限公司；YB-2500A 多功能粉碎機，永康市速鋒工貿(mào)有限公司；SHA-B 恒溫振蕩器，上海力辰邦西儀器科技有限公司；KQ-400DB 數(shù)控超聲波清洗器，昆山市超聲儀器有限公司；UV-8000 紫外-可見光光分度計，上海元析儀器有限公司；H21000R 臺式冷凍離心機，湖南湘儀實驗室儀器開發(fā)有限公司。

1.3 方法

1.3.1 甘薯原料預處理 選取新鮮、無病害、無殘缺、形態(tài)大小相近的“心香”甘薯，洗凈、去皮、橫切成約1.5 cm 厚片。

生鮮甘薯全粉制備：甘薯片冷凍干燥，粉碎，過60 目篩，備用。

蒸制甘薯全粉制備：甘薯片經(jīng)沸水蒸制20 min，室溫放冷后，冷凍干燥，粉碎并過60 目篩，備用。

1.3.2 甘薯SDF 提取制備 采用超聲輔助熱水提取法獲得SDF 提取液。參考孟祥河等[14]的方法制備得到甘薯SDF，具體操作如下：調(diào)節(jié)提取液的pH 值至6.0，按甘薯粉的質(zhì)量加入2%高峰氏α-淀粉酶，60 ℃酶解1.5 h；調(diào)pH 值至4.5，加入1%糖化酶，60 ℃酶解1 h；調(diào)節(jié)pH 值至7.0，加入0.5%胰酶，40 ℃酶解1 h。酶解結(jié)束后，以4 000 r/min 離心30 min，上清液旋蒸濃縮至原體積的1/5，加入4 倍體積95%乙醇，4 ℃過夜靜置，4 000 r/min 離心30 min 收集醇沉物，冷凍干燥得到SDF樣品。

生鮮、蒸制甘薯全粉提取制備得到的樣品分別記為SDF-F、SDF-S。

1.3.3 提取工藝響應面優(yōu)化 在料液比、超聲提取溫度和提取時間為試驗單因素的基礎上，以SDF-S 提取得率和提取物中總多糖含量為響應值，采用三因素三水平的Box-Behnken 試驗設計對提取參數(shù)進行優(yōu)化。試驗因素水平表見表1。

表1 響應面因素及水平Table 1 Factors and levels of response surface design

1.3.4 甘薯SDF 物質(zhì)組成測定

1.3.4.1 中性多糖含量測定 采用苯酚-硫酸法測定中性多糖[15]。將樣品配制為0.1 mg/mL 溶液，吸取1.0 mL 樣品溶液，加入1.0 mL 5%苯酚溶液，再快速加入5.0 mL 濃硫酸，靜置10 min，渦旋混勻，然后將試管放置于30 ℃水浴中反應20 min，在波長490 nm 處測定吸光度。以D-葡萄糖為標準品，制作標準曲線，計算中性多糖含量。

1.3.4.2 酸性多糖含量測定 采用間羥基聯(lián)苯法測定提取物中酸性多糖含量[16]。將樣品配制為0.5 mg/mL 溶液，吸取0.4 mL 樣品溶液，加入40 μL 4 mol/L 氨基磺酸鹽溶液（pH 1.6），再加入2.4 mL 75 mmol/L 四硼酸鈉-濃硫酸溶液，渦旋混勻。沸水浴20 min 后，冰浴冷卻，再加入80 μL 0.15%間羥基聯(lián)苯溶液，渦旋混勻，靜置15 min，于波長525 nm 處測定溶液吸光度。以半乳糖醛酸為標準品，制作標準曲線，計算樣品中的酸性多糖含量。

1.3.4.3 還原糖含量測定 采用3，5-二硝基水楊酸法（3，5-Dinitro salicylic acid，DNS）測定提取物中還原糖含量[17]。將樣品配制為1.0 mg/mL 溶液，吸取1.0 mL 樣品溶液，加入2.0 mL DNS 試劑，渦旋混勻，沸水浴5 min 后冷卻至室溫，加入9.0 mL 蒸餾水，混勻后在波長540 nm 處測定吸光度。以D-葡萄糖為標準品，制作標準曲線，計算還原糖含量。

1.3.4.4 膳食纖維含量測定 依據(jù)GB 5009.88-2014 《食品安全國家標準 食品中膳食纖維的測定》測定提取物中總膳食纖維含量[18]。

1.3.5 甘薯SDF 性質(zhì)測定

1.3.5.1 持水力 參考Kaur 等[19]的方法并稍作修改。準確稱取一定質(zhì)量樣品于離心管中，按1∶25比例加入蒸餾水，渦旋混勻，室溫靜置24 h，4 000×g 離心15 min，移除上清液后稱量吸水樣品質(zhì)量，按式（1）計算樣品持水力：

1.3.5.2 膨脹力 參考Wang 等[20]的方法并稍作修改。準確稱取一定質(zhì)量樣品于刻度量筒中，按1∶25 比例加入蒸餾水，室溫靜置24 h，記錄干燥樣品體積和膨脹前后總體積，按式（2）計算樣品膨脹力：

1.3.5.3 持油力 參考Jiang 等[21]的方法并稍作修改。準確稱取一定質(zhì)量樣品于離心管中，按1∶10比例加入大豆油，渦旋混勻，室溫靜置24 h，4 000×g 離心15 min，移除上層油脂后用濾紙吸取離心管壁上殘余的油脂，按式（3）計算樣品持油力：

1.3.6 甘薯SDF 模擬消化試驗

1.3.6.1 模擬唾液消化 參考Wu 等[22]的方法并稍作修改進行模擬唾液消化試驗。模擬唾液由14.54 g/L KSCN、127.49 g/L NaCl、65.16 g/L KCl、61.60 g/L NaHCO3、41.45 g/L Na2SO4、64.58 g/L NaH2PO4、18.18 g/L 尿素和210.90 mg/L α-淀粉酶配制，再以0.1 mol/L HCl 將溶液pH 值調(diào)節(jié)至6.8。將兩種SDF 配制為10 mg/mL 溶液，將5.0 mL SDF 溶液和5.0 mL 模擬唾液混勻，37 ℃水浴150 r/min 振蕩模擬唾液消化，于5 min 后取樣2.0 mL，立即沸水浴5 min 滅酶并凍存?zhèn)溆谩?/p>

1.3.6.2 模擬胃消化 參考Go?i 等[23]及Chen等[24]的方法并稍作修改進行模擬胃和小腸消化試驗。將0.62 g NaCl、0.22 g KCl、0.05 g CaCl2和0.12 g NaHCO3溶于200 mL 蒸餾水，用0.1 mol/L HCl 將溶液pH 值調(diào)節(jié)至2.0，制備模擬胃電解質(zhì)液。將1.0 mL 1.0 mol/L CH3COONa（pH 5.0）和23.6 mg 胃蛋白酶加入100.0 mL 模擬胃電解質(zhì)液中，混勻，再次用0.1 mol/L HCl 將溶液pH 值調(diào)節(jié)至2.0，制得模擬胃液。用1.0 mol/L HCl 將1.3.6.1節(jié)中剩余的模擬唾液消化液的pH 值調(diào)節(jié)至2.0，加入等體積的模擬胃液，混勻，37 ℃水浴150 r/min 振蕩模擬胃消化，于0.5，1 h 和2 h 后取樣2.0 mL，立即沸水浴5 min 滅酶并凍存?zhèn)溆谩?/p>

1.3.6.3 模擬小腸消化 將0.54 g NaCl、0.065 g KCl 和0.033 g CaCl2溶于100 mL 蒸餾水中，用0.1 mol/L NaOH 溶液將pH 值調(diào)節(jié)至7.0，制備模擬小腸電解質(zhì)液。再將100.0 g 4%膽鹽溶液和50.0 g 7%胰酶溶液加入50.0 g 模擬小腸電解質(zhì)液中。用0.1 mol/L NaOH 溶液將pH 值調(diào)節(jié)至7.5，制得模擬小腸液。用0.1 mol/L NaOH 溶液將1.3.6.2 節(jié)中剩余的模擬胃消化液的pH 值調(diào)節(jié)至7.5，按體積比3∶10（模擬小腸液∶剩余模擬胃消化液）加入模擬小腸液，混勻，37 ℃水浴150 r/min 振蕩模擬小腸消化，于0.5，1，2 h 和3 h 后取樣2.0 mL，立即沸水浴5 min 滅酶并凍存?zhèn)溆谩?/p>

1.3.6.4 SDF 水解率測定 按1.3.4.3 節(jié)中所述方法測定各階段模擬消化液中還原糖含量，按式（4）計算各階段模擬消化SDF 的水解率：

1.3.7 數(shù)據(jù)分析 試驗數(shù)據(jù)以3 重復的平均值±標準差表示。采用Design-Expert 13.0.1 設計響應面試驗，進行模型擬合、方差分析和提取工藝參數(shù)優(yōu)化；采用IBM SPSS Statistics 26 的配對樣本t-檢驗比較兩種SDF 的性質(zhì)差異，P＜0.05 視為差異顯著。

2 結(jié)果與分析

2.1 提取工藝參數(shù)對提取得率和總多糖含量的影響

2.1.1 料液比 當提取溫度控制在50 ℃，超聲提取為60 min 時，料液比對提取得率和總多糖含量的影響見圖1a。在料液比為1∶10 時，SDF-S 有最高提取得率【（6.33±0.25）%】；在料液比為1∶20 時，SDF-S 有最高總多糖含量【（53.35±0.71）%】。料液比的適當增大，可使物料細胞內(nèi)外濃度差增大，有利于SDF-S 的擴散溶出。然而，溶劑量過大時，較大的體積可能影響超聲能量的傳遞[25]，也不利于產(chǎn)物收集。

圖1 料液比（a）、溫度（b）、及時間（c）對SDF-S 提取得率及總多糖含量的影響Fig. 1 Effects of solid-liquid ratio（a），temperature（b），and time（c）on the yield and total sugar of SDF-S

2.1.2 提取溫度 固定料液比為1∶20，提取時間為60 min 時，提取溫度對提取得率和總多糖含量的影響見圖1b。溫度為60 ℃時，SDF-S 有最高提取得率 【（5.73±0.47）%】，SDF-S 的總多糖含量隨溫度變化表現(xiàn)出先增高后降低的趨勢，在50 ℃時，SDF-S 有最高總多糖含量 【（72.19±0.61）%】。溫度較低時，分子運動較慢，SDF-S 未充分溶出。溫度的升高使體系黏度將降低，溶液也更易因超聲形成空化氣泡，有利于傳質(zhì)。然而，溫度過高則可能引起SDF-S 降解，從而不易被乙醇沉淀，致使提取得率和總多糖含量降低[26]。

2.1.3 提取時間 設定料液比1∶20、提取溫度50℃，研究了不同超聲提取時間下提取得率和總多糖含量的變化，結(jié)果見圖1c。當超聲時間為30 min 時，SDF-S 有最高提取得率【（5.87±0.21）%】和最高總多糖含量【（61.86±0.75）%】。在30 min 以上，SDF-S 提取得率隨時間延長表現(xiàn)出降低趨勢，SDF-S 總多糖含量表現(xiàn)出降低-升高-再降低的趨勢。超聲時間的延長，一方面將引起SDF-S 的降解，另一方面，物料的膨脹水化也將更有利于超聲破碎其組織結(jié)構(gòu)，促進SDF-S 的釋放，故在90 min 時SDF-S 總多糖含量反而升高[26-27]。

2.2 響應面試驗結(jié)果與分析

2.2.1 模型擬合與方差分析 響應面提取試驗結(jié)果見表2。各次試驗的SDF 提取得率（Y1）在4.32%～6.40%之間變化，樣品中總多糖含量（Y2）介于60.84%～89.85%范圍。對2 個響應值的數(shù)據(jù)進行回歸擬合，分別得到以下擬合方程：

表2 Box-Behnken 試驗設計與結(jié)果Table 2 Box-Behnken design with experimental results

Y1=10.532 -0.085A -0.145B+0.012C -0.003AB+0.001AC+0.001BC+0.005A2+0.002B2-0.001C2；

Y2=9.511+3.822A+1.267B+0.711C -0.004AB+0.008AC-0.012BC-0.101A2-0.008B2-0.004C2。

由表3 可知，兩個模型均為顯著（P<0.05），失擬項檢驗結(jié)果均不顯著，R2分別為0.8605 和0.9455，說明試驗數(shù)據(jù)對模型的擬合度好，只有13.95%和5.45%的方差不能用模型來解釋。通過比較回歸方程中各項回歸系數(shù)的絕對值和方差分析的F 值（表3），確定各因素對響應值的影響。對于提取得率，各因素的影響程度依次為：時間（C）＞料液比（A）＞溫度（B）；對于總多糖含量，各因素的影響程度依次為：時間（C）＞溫度（B）＞料液比（A）。此外，溫度與時間的交互作用對SDF-S 總多糖含量有顯著影響（P＜0.05），在響應曲面上，表現(xiàn)為坡面較陡，等高線較為密集（圖2）。

圖2 溫度與時間的交互作用對SDF-S 總多糖含量影響的響應面圖Fig. 2 Response surface plots of the interactive effects of temperature and time on the total sugar content of SDF-S

表3 方差分析Table 3 Analysis of variance

2.2.2 提取工藝優(yōu)化與驗證 滿意度函數(shù)常用于多響應值的響應面優(yōu)化，通過最大化復合響應值的滿意度，將多響應問題轉(zhuǎn)化為單響應問題，從而確定最適合的工藝條件。這些響應值被設定為不可接受極限（0）和目標值（1），越接近于1，其結(jié)果越理想[28-29]。以SDF 提取率和總多糖含量最大化為目標，使用Design-Expert 的滿意度函數(shù)功能對上述兩個模型同時求取最優(yōu)解，確定的最優(yōu)工藝條件為：料液比1∶15.94，溫度40.0 ℃，時間40.90 min，SDF-S 提取得率預測為5.87%，總多糖含量為87.86%。提取得率及總多糖含量的滿意度分別為0.75 和0.93，兩者復合的滿意度為0.83，均接近于1，表明在優(yōu)化的提取工藝參數(shù)下SDF-S 能有較好的總多糖含量及提取得率（見圖3）。根據(jù)試驗設備實際條件，調(diào)整提取條件為料液比1∶16，溫度40 ℃，時間40 min。以此條件進行3 平行試驗驗證，SDF-S 提取得率為（6.13±0.25）%，總多糖含量為（84.68±0.64）%，均與預測值接近。

圖3 優(yōu)化工藝預測結(jié)果（a）及期望值（b）Fig. 3 Prediction（a）of optimized solution and desirability（b）

2.3 蒸制前、后甘薯SDF 組成分析

采用優(yōu)化的提取工藝，從蒸制前、后的甘薯中分別提取得到SDF-S 和SDF-F。經(jīng)過20 min 沸水蒸制，蒸制甘薯的SDF 得率、SDF 的中性多糖含量、酸性多糖含量以及總多糖含量顯著提高（P＜0.05）（見表4），分別為生鮮甘薯的2.12，1.27，2.64倍和1.50 倍。在Valetudie 等[30]和Nakamura 等[31]的研究中，均發(fā)現(xiàn)甘薯在蒸制過程中甘薯細胞內(nèi)的淀粉顆粒將膨脹并擠壓細胞壁使其破碎。在Arevalo 等[32]對5 種鷹嘴豆的研究則發(fā)現(xiàn)，經(jīng)蒸制和烘烤后的鷹嘴豆中的水蘇糖、棉子糖和毛蕊糖3 種低聚糖的含量較生鮮鷹嘴豆顯著增高。因此，由現(xiàn)有研究推測，甘薯SDF 提取得率和總多糖含量在蒸制后增加的原因可能有二：其一為在蒸制過程中，細胞內(nèi)淀粉顆粒的糊化膨脹引起了甘薯細胞的破裂，結(jié)構(gòu)致密的細胞壁降解釋放出不同大小分子質(zhì)量的纖維素、果膠等物質(zhì)；其二是在細胞破裂降解的過程中，促進了其中低聚糖、抗性糊精等低分子質(zhì)量糖類的釋放。蒸制處理使SDF 得率或含量提高這一現(xiàn)象，在香菇[33]、蕎麥[34]、胡蘿卜[35]等作物的相關研究中也有報道。

表4 甘薯SDF 提取得率及組成（%）Table 4 Yield and composition of sweet potato SDF（%）

SDF-S 中膳食纖維含量也發(fā)生顯著提高（P＜0.05），為SDF-F 的1.53 倍（見表4）。據(jù)國家標準GB 5009.88-2014 《食品安全國家標準 食品中膳食纖維的測定》所述，其方法雖適用于所有植物性食品中膳食纖維含量的測定，但不包括分子質(zhì)量較低的膳食纖維組分[18]。因此，膳食纖維的測定結(jié)果可大致視為甘薯SDF 中的高分子質(zhì)量多糖部分。然而，蒸、煮等常規(guī)熱加工方式通常不足以使植物多糖的糖苷鍵斷裂，植物內(nèi)源的多糖水解酶也多因熱不穩(wěn)定而失活[36-37]。故蒸制引起的總多糖和膳食纖維含量升高，其主要來源于甘薯細胞壁中高分子質(zhì)量的纖維素、果膠等物質(zhì)。

2.4 蒸制前、后甘薯SDF 理化性質(zhì)分析

由表5 可知，兩種甘薯SDF 的部分理化性質(zhì)存在差異。SDF-S 的持水力和持油力較SDF-F 顯著更高（P＜0.05），持水力分別為（4.60±0.31）g/g 和（3.27±0.21）g/g，持油力分別為（3.30±0.40）g/g 和（1.82±0.28）g/g。兩者在膨脹力方面無顯著差異，說明蒸制處理可能改變了甘薯SDF 的物理結(jié)構(gòu)，使更多的基團暴露，持水力和持油力提高。持水力、持油力良好的SDF 具有較高的食品加工應用潛力，并將有助于增進消費者的飽腹感和腸道蠕動，促進腸道健康[38-40]。

表5 甘薯SDF 理化性質(zhì)Table 5 Physical and chemical properties of sweet potato SDF

2.5 蒸制前、后甘薯SDF 消化特性分析

采用體外模擬消化方法，以SDF 水解率為指標，對比分析了SDF-S 和SDF-F 在口腔、胃和小腸的消化情況，結(jié)果見圖4。SDF-S 在唾液消化、胃消化和小腸消化階段的水解率增幅依次為0.82%，12.07%和2.89%；SDF-F 在上述3 階段的水解率依次增加了0.35%，11.40%和1.03%。2 種甘薯SDF 主要發(fā)生在胃消化階段，在小腸階段表現(xiàn)出明顯的抗消化特性，符合膳食纖維的典型特征，且與Yun 等[41]和Li 等[42]對小麥胚芽多糖和黑木耳多糖模擬消化的研究結(jié)果相一致。此外，SDF-S 在唾液消化【（0.82±0.26）% vs（0.35±0.16）%】、胃消化 【（12.89±2.10）% vs（11.75±1.07）%】和小腸消化【（15.78±0.88%）vs（12.78±1.02）%】終點時的水解率均顯著高于SDF-S（P＜0.05），表明蒸制處理降低了甘薯SDF 的抗消化性。

圖4 模擬消化各階段甘薯SDF 水解率Fig. 4 Hydrolysis of sweet potato SDF during simulated digestion

3 結(jié)論

1）經(jīng)過蒸制，甘薯SDF 的提取得率和總多糖含量顯著升高，蒸制熟化提高了甘薯SDF 的可利用性，其中增加的多糖來自甘薯細胞壁中的纖維素、果膠等物質(zhì)。

2）SDF-S 的中性多糖、酸性多糖、持水力、持油力顯著高于SDF-F，兩者均能抵抗小腸消化，而SDF-S 抗消化性低于SDF-F。