李艷梅　隋曉琳　薛瑞娟　李悅　羅燕　李愛榮

摘要：吸器是寄生植物的特征器官，研究影響其發(fā)生的因素，有助于了解寄生關(guān)系的建立和調(diào)控過程。該研究以兩種列當(dāng)科（Orobanchaceae）根部半寄生植物甘肅馬先蒿（Pedicularis kansuensis）和松蒿（Phtheirospermum japonicum）為材料，通過皿內(nèi)培養(yǎng)試驗(yàn)，分析了蔗糖、DMBQ（2，6二甲氧基對(duì)苯醌，一種高效的列當(dāng)科根部半寄生植物吸器誘導(dǎo)化合物）和寄主植物誘導(dǎo)下兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生情況。結(jié)果表明：（1）蔗糖顯著促進(jìn)兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生，無寄主存在時(shí)，2%蔗糖處理使甘肅馬先蒿和松蒿吸器發(fā)生率分別提高39.9%和20.2%。（2）蔗糖明顯提升寄主植物對(duì)兩種根部半寄生植物的吸器誘導(dǎo)水平，添加蔗糖后，寄主誘導(dǎo)的甘肅馬先蒿單株吸器數(shù)和具木質(zhì)橋的吸器比例分別增加5.7個(gè)/株和17.9%，松蒿吸器發(fā)生率和具木質(zhì)橋的吸器比例分別提升76.7%和16.2%。（3）蔗糖對(duì)松蒿吸器發(fā)生的促進(jìn)作用與已知吸器誘導(dǎo)化合物DMBQ相當(dāng)，均能誘導(dǎo)50%以上的植株產(chǎn)生吸器。（4）培養(yǎng)基中添加4%蔗糖對(duì)兩種根部半寄生植物的吸器誘導(dǎo)效果最好，其中甘肅馬先蒿吸器發(fā)生率為56%、松蒿為37.9%。綜上認(rèn)為，蔗糖對(duì)兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生和分化均有明顯的促進(jìn)作用。

關(guān)鍵詞： 甘肅馬先蒿， 松蒿， 2，6二甲氧基對(duì)苯醌， 吸器發(fā)生， 蔗糖濃度

中圖分類號(hào)：Q945.4

文獻(xiàn)標(biāo)識(shí)碼：A

文章編號(hào)：10003142（2022）05081109

Enhancement effects of sucrose on haustorium formation

in two root hemiparasitic species of Orobanchaceae

Abstract：Haustoria are characteristic organs of parasitic plants. That a better knowledge of factors influencing haustorium formation is essential to understand the establishment and regulation of parasitic relationship. Pedicularis kansuensis and Phtheirospermum japonicum， two hemiparasitic species from the family Orobanchaceae， were used as research objects. Agar culture experiments were conducted to investigate the effects of sucrose， DMBQ（2，6dimethoxypbenzoquinone， an effective haustoriuminducing factor for root hemiparasitic Orobanchaceae species） and host plants on haustorium formation. The results were as follows： （1） Sucrose significantly promoted haustorium formation. Amendment with 2% sucrose increased the percentage of plants with haustoria in Pedicularis kansuensis and Phtheirospermum japonicum by 39.9% and 20.2% in the absence of host plants. （2） Sucrose enhanced haustoriuminducing activity of host plants. The number of haustoria per plant and ratio of haustoria with xylem bridges induced by host plants increased by 5.7 and 17.9% in Pedicularis kansuensis， and percentage of plants with haustoria and ratio of haustoria with xylem bridges increased by 76.7% and 16.2% in Phtheirospermum japonicum. （3） The promoting effect of sucrose on haustorium formation was of a similar magnitude as DMBQ for Phtheirospermum japonicum， with over 50% plants formed haustoria in both treatments. （4） Four percent was the optimal sucrose concentration for haustorium formation of two root hemiparasitic species， leading to the highest percentage of plants with haustoria （56% for Pedicularis kansuensis and 37.9% for Phtheirospermum japonicum）. All the above results indicate that sucrose has significant promoting effects on both haustorium initiation and differentiation of the tested hemiparasitic species.

Key words： Pedicularis kansuensis， Phtheirospermum japonicum， 2，6dimethoxypbenzoquinone（DMBQ）， haustorium formation， sucrose concentration

寄生植物是被子植物中的一個(gè)特殊類群，可以通過特有的寄生器官（吸器）從寄主獲取養(yǎng)分和水分，以滿足自身生長(zhǎng)需求。寄生植物種類約占被子植物總數(shù)的1%，經(jīng)歷了至少12次獨(dú)立進(jìn)化（Westwood et al.， 2010），分屬于27個(gè)科，其中列當(dāng)科（Orobanchaceae）是寄生植物種類最豐富的一個(gè)科（Joel et al.， 2013; Wakatake et al.， 2018）。列當(dāng)科的獨(dú)腳金屬（Striga spp.）和列當(dāng)屬（Orobanche spp.）的部分寄生植物是重要的農(nóng)業(yè)雜草（Yoshida & Shirasu， 2009; Cui et al.， 2016; Kokla & Melnyk 2018）。據(jù)統(tǒng)計(jì)，非洲地區(qū)每年僅因獨(dú)腳金侵害造成的農(nóng)業(yè)損失高達(dá)20億美元（Kokla & Melnyk， 2018）。因此，了解寄生植物的寄生過程和調(diào)控機(jī)制對(duì)制定合理的寄生雜草防控策略具有積極意義（Westwood et al.， 2010）。

吸器是溝通寄生植物和寄主的橋梁和唯一通道，具有連接寄主、侵入寄主組織并從寄主獲取水分和養(yǎng)分等資源的功能（Westwood et al.， 2010; Yoshida et al.， 2016）。雖然寄生植物形態(tài)各有不同，對(duì)寄主植物的依賴程度也存在較大差異，但形成吸器是所有寄生植物與寄主建立寄生關(guān)系并從寄主獲取資源的必要環(huán)節(jié)（Westwood et al.， 2010）。目前，關(guān)于吸器發(fā)生的研究主要集中在列當(dāng)科，尤其是列當(dāng)科的根部半寄生植物（Atsatt et al.， 1978; Baird & Riopel， 1984; Ishida et al.， 2017; Clermont et al.， 2019）。雖然根部半寄生植物具有綠色葉片，可以進(jìn)行一定程度的光合作用，但依然需要通過在根部形成吸器以從寄主獲取部分資源，被認(rèn)為是植物從自養(yǎng)向全寄生進(jìn)化的過渡類群（Westwood et al.， 2010）。列當(dāng)科根部半寄生植物吸器的發(fā)生和調(diào)控過程具有較高的多樣性，是研究吸器發(fā)生和寄生植物進(jìn)化的理想材料（Ishida et al.， 2017; Xiang et al.， 2018; Clermont et al.， 2019）。大量的皿內(nèi)試驗(yàn)表明，植物根系分泌物中的化學(xué)物質(zhì)（主要包括醌類、酚類和黃酮類等物質(zhì)）對(duì)列當(dāng)科根部半寄生植物吸器發(fā)生具有強(qiáng)烈的誘導(dǎo)作用（Albrecht et al.， 1999; Goyet et al.， 2019），其中醌類物質(zhì)2，6二甲氧基對(duì)苯醌（DMBQ）是目前列當(dāng)科根部半寄生植物皿內(nèi)吸器誘導(dǎo)試驗(yàn)中最常用的化合物（Ishida et al.， 2016）。當(dāng)前由于研究主要關(guān)注寄主植物或已知吸器誘導(dǎo)物誘導(dǎo)下吸器的發(fā)生以及生理和分子調(diào)控過程，因此對(duì)影響吸器發(fā)生的其他因素的研究仍然十分有限。

蔗糖是植物皿內(nèi)培養(yǎng)體系中應(yīng)用最為廣泛的碳源物質(zhì)，對(duì)植物代謝及發(fā)育過程具有非常重要的作用（Deak & Malamy， 2005;Solfanelli et al.， 2006）。盡管目前探討寄生植物吸器發(fā)生和調(diào)控的研究多在皿內(nèi)培養(yǎng)條件下進(jìn)行，但關(guān)于蔗糖對(duì)吸器發(fā)生影響的研究十分有限。僅有的數(shù)據(jù)顯示，蔗糖對(duì)不同寄生植物吸器發(fā)生的影響可能存在較大差異。例如，在水瓊脂培養(yǎng)基中添加2%的蔗糖顯著促進(jìn)甘肅馬先蒿（Pedicularis kansuensis）吸器形成（Xiang et al.， 2018），但添加蔗糖反而抑制多枝列當(dāng)（Phelipanche ramosa，原Orobanche ramosa）吸器形成（GonzálezVerdejo et al.， 2008）。在另外兩種根部半寄生植物直果草（Triphysaria versicolor）和松蒿（Phtheirospermum japonicum）的研究中，我們發(fā)現(xiàn)研究者在直果草的培養(yǎng)基中會(huì)添加蔗糖（Albrecht et al.， 1999），而培養(yǎng)松蒿時(shí)卻刻意避開蔗糖（Wakatake et al.， 2018）。由于上述研究在觀察時(shí)間及所關(guān)注的吸器調(diào)控過程方面各有側(cè)重，因此尚未有專門針對(duì)蔗糖影響吸器發(fā)生的較為全面的研究報(bào)道。

本研究選取列當(dāng)科的兩種根部半寄生植物甘肅馬先蒿和松蒿作為材料，通過皿內(nèi)試驗(yàn)探究在培養(yǎng)基中添加蔗糖對(duì)兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生的影響。具體而言，擬回答以下問題：（1）蔗糖對(duì)這兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生的影響與已知吸器誘導(dǎo)物DMBQ有無差異;（2）蔗糖是否影響寄主對(duì)這兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生的誘導(dǎo)效應(yīng);（3）蔗糖對(duì)兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生的影響是否相同，是否受蔗糖濃度的影響。相關(guān)結(jié)果可以推動(dòng)對(duì)已知吸器誘導(dǎo)物之外因素的探討，從而促進(jìn)對(duì)吸器發(fā)生影響因素和調(diào)控過程的多元化理解，并為皿內(nèi)吸器調(diào)控試驗(yàn)中培養(yǎng)基配制提供理論參考。

1材料與方法

1.1 材料

所用材料為甘肅馬先蒿的種子，于2017年9月采自新疆巴音布魯克草原（平均海拔為2 500 m，83°42.5′ E、42°53.1′ N）。種子經(jīng)室溫干燥和過篩處理后放置于紙袋并儲(chǔ)存在4 ℃冰箱中。紫花苜蓿（Medicago sativa）種子購買自克勞沃（北京）生態(tài)科技公司;松蒿種子由日本奈良先端科學(xué)技術(shù)大學(xué)院大學(xué)植物共生實(shí)驗(yàn)室提供;擬南芥種子（Arabidopsis thaliana）由昆明植物研究所胡金勇研究員課題組提供。

1.2 種子萌發(fā)方法

首先將甘肅馬先蒿種子浸沒于70%酒精中震蕩消毒5 min，然后用反滲透水（reverse osmosis，RO水）沖洗至無酒精味，于5%次氯酸鈉中震蕩10 min，在超凈臺(tái)內(nèi)用無菌水沖洗5次以上，最后將種子置于無菌濾紙上吹干。待種子表面水分吹干后用無菌鑷子逐顆接種于0.5%水瓊脂（Wako; cat.no. 01015815）培養(yǎng)基上，每皿40～50顆種子。接種后的培養(yǎng)皿用封口膜封好置于25 ℃/18 ℃（日/夜）光溫培養(yǎng)箱中萌發(fā)，光周期為22.2 μmol·m2·s1，12 h光照和12 h黑暗。

首先將紫花苜蓿種子用70%酒精震蕩消毒5 min，然后于超凈臺(tái)內(nèi)無菌水沖洗5次以上后將種子置于無菌濾紙上吹干表面水分，最后用無菌鑷子逐顆接種于1/2 MS（0.5%瓊脂+1%蔗糖）培養(yǎng)基中。接種后的培養(yǎng)皿用封口膜封好后置于光溫培養(yǎng)箱（培養(yǎng)條件同上）。

松蒿種子萌發(fā)參照Wakatake等（2018）的方法，略有改動(dòng)，具體如下：將松蒿種子于0.5%次氯酸鈉中浸泡5 min，在超凈臺(tái)內(nèi)用無菌RO水沖洗5次，轉(zhuǎn)移到1/2 MS培養(yǎng)基中，4 ℃暗處理1～2 d，轉(zhuǎn)移至25 ℃/18 ℃（日/夜）光溫培養(yǎng)箱暗處理4～5 d后水平光照培養(yǎng)（光周期12 h）。其中，用于寄主試驗(yàn)的松蒿種子培養(yǎng)于0.8%水瓊脂中。

首先將擬南芥種子于70%酒精消毒10 min，無菌水沖洗5次以上后轉(zhuǎn)至1/2 MS培養(yǎng)基，4 ℃暗處理2 d，然后25 ℃/18 ℃（日/夜）光溫培養(yǎng)箱培養(yǎng)8 d（Wakatake et al.， 2018）。

1.3 試驗(yàn)設(shè)計(jì)

1.3.1 蔗糖和DMBQ對(duì)兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生的差異為對(duì)比DMBQ和蔗糖對(duì)半寄生植物吸器發(fā)生的誘導(dǎo)差異，我們?cè)O(shè)置了2%蔗糖、10 μmol·L1 DMBQ（用量參照Ishida et al.， 2016）和0.1% DMSO（二甲基亞砜，有機(jī)物溶劑）3個(gè)處理，其中蔗糖和DMBQ為處理組，DMSO為對(duì)照組。蔗糖和DMBQ均溶解于0.1% DMSO溶液中，配制好的試劑于超凈工作臺(tái)過濾滅菌后，分別滴加于0.8%水瓊脂培養(yǎng)基表面，每皿4～7 mL。選取長(zhǎng)勢(shì)一致的萌發(fā)11 d的甘肅馬先蒿和14 d的松蒿幼苗，并將幼苗轉(zhuǎn)接于上述3種培養(yǎng)皿中，每皿5～7株植株，重復(fù)5次。培養(yǎng)皿用封口膜封好后水平放置于25 ℃恒溫培養(yǎng)室中，光周期為22.2 μmol·m2·s1，12 h光照和12 h黑暗。轉(zhuǎn)接后第2天和第5天于體式顯微鏡下觀察并統(tǒng)計(jì)吸器數(shù)。

1.3.2 蔗糖和寄主對(duì)根部半寄生植物吸器發(fā)生的誘導(dǎo)

以紫花苜蓿為甘肅馬先蒿寄主，擬南芥為松蒿寄主，探究寄主植物存在時(shí)，蔗糖添加前后兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生情況。以0.8%水瓊脂培養(yǎng)基中添加20 g·L1蔗糖為處理組，空白培養(yǎng)基為對(duì)照組。選取長(zhǎng)勢(shì)一致的11 d苗齡的甘肅馬先蒿和6～8 d的紫花苜蓿，以及14 d苗齡的松蒿和10 d的擬南芥;將上述植物組合轉(zhuǎn)接于處理組與對(duì)照組中，并保證植株的根尖緊密貼合。每皿兩對(duì)植物組合，重復(fù)30次，培養(yǎng)條件同上。松蒿和擬南芥共培養(yǎng)7 d以及甘肅馬先蒿和紫花苜蓿共培養(yǎng)14 d后，于體式顯微鏡下統(tǒng)計(jì)吸器數(shù)，并進(jìn)行透明處理統(tǒng)計(jì)功能性吸器數(shù)。

1.3.3 不同蔗糖濃度對(duì)根部半寄生植物吸器發(fā)生和植株發(fā)育影響共設(shè)置0、2%、4%和8% 4個(gè)蔗糖濃度梯度，其中蔗糖濃度為0的處理為對(duì)照組。由于松蒿種子萌發(fā)培養(yǎng)基（1/2 MS）中添加了蔗糖，因此將萌發(fā)7 d的松蒿幼苗轉(zhuǎn)至0.8%水瓊脂培養(yǎng)基培養(yǎng)饑餓處理6 d以避免干擾。隨后，將11 d苗齡的甘肅馬先蒿幼苗與松蒿幼苗分別轉(zhuǎn)接至不同蔗糖濃度的培養(yǎng)基中，每皿10株幼苗，重復(fù)10次，培養(yǎng)條件同上。

1.4 染色方法與數(shù)據(jù)采集分析

1.4.1 吸器染色方法參考Wakatake等（2018）的方法，主要觀察吸器是否形成木質(zhì)橋，若有，則該吸器為成熟吸器（mature haustorium）。具體步驟如下：（1）將樣品用流水進(jìn)行清理后，放置于組織包埋盒內(nèi)，先用10%的KOH溶液于90 ℃水浴鍋中加熱15 min，再用PBS溶液（pH 7.2）沖洗3遍。（2）沖洗后移入0.1%番紅溶液（溶劑為30%的乙醇）中常溫浸泡5 min，用PBS溶液多次沖洗以洗去多余染液。（3）將包埋盒置于30%乙醇溶液脫色4 h（松蒿脫色時(shí)間為1 h）。（4）利用體式顯微鏡對(duì)吸器進(jìn)行觀察并拍照。

1.4.2 數(shù)據(jù)收集與處理吸器數(shù)和側(cè)根數(shù)均在體式顯微鏡（Olympus DP74）下進(jìn)行統(tǒng)計(jì)，發(fā)紫植株統(tǒng)計(jì)標(biāo)準(zhǔn)為地上部分（幼莖、幼葉）均呈紫色。吸器發(fā)生率（percentage of plants with haustoria， PH），單株吸器數(shù)（number of haustoria per plant， NH），單株側(cè)根數(shù)（number of lareral roots per plant， NLH），紫色植株率（percentage of purple plants， PP）。計(jì)算公式如下：

PH=產(chǎn)生吸器植株數(shù)/處理植株數(shù)×100%;

NH=吸器總數(shù)/產(chǎn)生吸器的植株數(shù);

NLH=側(cè)根總數(shù)/處理植株數(shù);

PP=發(fā)紫植株數(shù)/處理植株數(shù)×100%。

采用SPSS 16.0軟件進(jìn)行獨(dú)立樣本T檢驗(yàn)和單因素方差分析（Oneway ANOVA），用LSD法進(jìn)行多重比較，方差不齊的采用Tamhane’s T2法進(jìn)行比較。利用Adobe Illustrator CC 2018對(duì)圖片進(jìn)行調(diào)整和排版。

2結(jié)果與分析

2.1 蔗糖和DMBQ處理下甘肅馬先蒿和松蒿的吸器發(fā)生情況

對(duì)于甘肅馬先蒿，蔗糖和DMBQ的誘導(dǎo)效應(yīng)是一致的。轉(zhuǎn)接2 d后，對(duì)照中無吸器發(fā)生，但蔗糖和DMBQ處理植株中有2.9%產(chǎn)生吸器，且吸器數(shù)相同。誘導(dǎo)5 d后，所有處理的吸器發(fā)生率無變化，但總吸器數(shù)增加。這說明已經(jīng)產(chǎn)生吸器的甘肅馬先蒿不能誘導(dǎo)周圍的植株產(chǎn)生吸器。雖然DMBQ和蔗糖均只誘導(dǎo)2.9%的甘肅馬先蒿植株產(chǎn)生吸器，但DMBQ誘導(dǎo)產(chǎn)生的吸器數(shù)多于蔗糖（表1）。

雖然蔗糖和DMBQ均能誘導(dǎo)松蒿產(chǎn)生吸器，但誘導(dǎo)效應(yīng)不一致，且松蒿吸器發(fā)生受誘導(dǎo)時(shí)間影響。DMDQ誘導(dǎo)2 d后，有13.8%的松蒿產(chǎn)生吸器，而相同條件下蔗糖誘導(dǎo)的松蒿吸器發(fā)生率為0。處理5 d后，蔗糖誘導(dǎo)的松蒿吸器發(fā)生率由0增至62.0%，而DMBQ誘導(dǎo)的松蒿吸器發(fā)生率增加2.7倍，吸器數(shù)增加5.3倍（表1）。

2.2 寄主植物存在時(shí)，蔗糖對(duì)兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生的影響

蔗糖添加有利于植株生長(zhǎng)。甘肅馬先蒿和寄主紫花苜蓿在無糖培養(yǎng)基中的長(zhǎng)勢(shì)相對(duì)含糖培養(yǎng)基要弱，相同生長(zhǎng)條件下含糖培養(yǎng)基中甘肅馬先蒿和紫花苜蓿長(zhǎng)出2～4片真葉，且根系發(fā)達(dá)，側(cè)根多（圖1：A）;而無糖培養(yǎng)基中植株側(cè)根少，真葉尚未展開（圖1：B）。同樣，松蒿和擬南芥共培養(yǎng)7 d后，含糖培養(yǎng)基中植株主根較長(zhǎng)，但無糖處理中植株長(zhǎng)勢(shì)弱、真葉較?。▓D1：C，D）。

寄主存在時(shí)，添加蔗糖更有利于甘肅馬先蒿和松蒿的吸器發(fā)生和吸器中木質(zhì)橋的分化。甘肅馬先蒿和紫花苜蓿共培養(yǎng)14 d后，對(duì)照中單株吸器數(shù)5.21個(gè)/株，而蔗糖處理的甘肅馬先蒿單株吸器數(shù)是對(duì)照的2倍（圖2：A）。在松蒿和擬南芥共培養(yǎng)1 d后，對(duì)照中20%的松蒿形成吸器;而含糖處理中87.5%的松蒿形成吸器，是對(duì)照的4.4倍;培養(yǎng)7 d后對(duì)照中23.3%的植株產(chǎn)生吸器，但含糖處理中全部植株均產(chǎn)生吸器，且總吸器數(shù)為對(duì)照的24.7倍（表2）。寄生植物與寄主建立木質(zhì)橋連接是吸器發(fā)育成熟的標(biāo)志，通過對(duì)吸器進(jìn)行透明染色觀察發(fā)現(xiàn)，對(duì)照中甘肅馬先蒿處理產(chǎn)生了321個(gè)吸器， 其中有4%的吸器與寄主紫花苜蓿建立了

木質(zhì)橋連接的功能性吸器;添加蔗糖后，甘肅馬先蒿共產(chǎn)生497個(gè)吸器，具有木質(zhì)橋的吸器比例為22%，是對(duì)照的5.5倍（圖1：F;圖2：B）。對(duì)于松蒿，培養(yǎng)7 d后對(duì)照處理產(chǎn)生7個(gè)吸器，經(jīng)透明染色處理后發(fā)現(xiàn)這些吸器均無木質(zhì)橋形成;而蔗糖處理后有12.7%的吸器與寄主建立木質(zhì)橋連接的吸器（圖1：E;表3）。

此外，寄主植物存在時(shí)，松蒿吸器發(fā)生表現(xiàn)出隨誘導(dǎo)時(shí)間增加而增多的趨勢(shì)。蔗糖誘導(dǎo)第1天，松蒿吸器發(fā)生率為87.5%，總吸器數(shù)為35個(gè);而在第7天松蒿吸器發(fā)生率為100%，總吸器數(shù)約為第1天的5倍（表2）。

2.3 不同蔗糖濃度下兩種根部半寄生植物吸器和側(cè)根發(fā)生情況

蔗糖顯著促進(jìn)甘肅馬先蒿和松蒿吸器發(fā)生。在所有蔗糖濃度中，甘肅馬先蒿的吸器發(fā)生率和吸器數(shù)均高于對(duì)照，其中4%的蔗糖處理時(shí)吸器發(fā)生率最高為56%，是對(duì)照的3.1倍（圖3：A，B）。對(duì)照處理中松蒿無吸器產(chǎn)生，而在蔗糖添加的所有處理中，松蒿吸器發(fā)生率和吸器數(shù)均高于對(duì)照。4%蔗糖處理中松蒿吸器發(fā)生率最高，為37.9%（圖3：A，B）。

蔗糖影響兩種根部半寄生植物的側(cè)根發(fā)育。對(duì)照中甘肅馬先蒿單株側(cè)根數(shù)為6.3條/株，添加蔗糖的所有處理中單株側(cè)根數(shù)顯著高于對(duì)照，均大于10條/株，但各處理間無顯著差異。對(duì)于松蒿，對(duì)照中單株側(cè)根數(shù)為0.9條/株，添加蔗糖后單株側(cè)根數(shù)分別為2.7條/株、3.1條/株、2.9條/株，顯著高于對(duì)照（圖3：C）。

雖然蔗糖影響寄生植物的吸器發(fā)生，但兩種根部半寄生植物對(duì)蔗糖濃度的響應(yīng)不同。在蔗糖濃度為8%時(shí)，甘肅馬先蒿的吸器發(fā)生率和吸器數(shù)均顯著高于對(duì)照，而此濃度下松蒿的吸器發(fā)生率與對(duì)照相比無顯著差異。在培養(yǎng)過程中我們發(fā)現(xiàn)高濃度蔗糖處理的植株會(huì)積累紫色色素。通過對(duì)地上部分呈紫色的植株進(jìn)行統(tǒng)計(jì)發(fā)現(xiàn)，4%蔗糖處理中有7.5%的松蒿植株出現(xiàn)紫色，當(dāng)濃度升高至8%時(shí)，46.1%的松蒿出現(xiàn)發(fā)紫現(xiàn)象。甘肅馬先蒿僅在8%蔗糖處理時(shí)出現(xiàn)發(fā)紫現(xiàn)象，發(fā)紫率為12.5%，為相同條件下松蒿發(fā)紫率的27%，表明甘肅馬先蒿耐受的蔗糖濃度高于松蒿（圖3：D）。

3討論與結(jié)論

3.1 蔗糖促進(jìn)寄主對(duì)兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生的誘導(dǎo)

作為寄生植物的特征器官，吸器的發(fā)生與調(diào)控一直以來是人們關(guān)注的重點(diǎn)（Yoshida et al.， 2016）。本研究結(jié)果表明，蔗糖在列當(dāng)科根部半寄生植物的吸器發(fā)生過程中發(fā)揮著重要作用，不僅促進(jìn)甘肅馬先蒿和松蒿單獨(dú)培養(yǎng)時(shí)的吸器發(fā)生，而且顯著提高了寄生于寄主時(shí)的吸器發(fā)生水平。雖然之前報(bào)道過蔗糖可促進(jìn)甘肅馬先蒿自發(fā)性吸器形成（Xiang et al.， 2018），但寄主存在時(shí)蔗糖對(duì)寄生植物吸器發(fā)生的影響未得到關(guān)注。本研究中，當(dāng)甘肅馬先蒿和松蒿分別與各自的寄主共培養(yǎng)時(shí)，蔗糖提高了具有木質(zhì)橋的吸器比例，說明蔗糖影響吸器發(fā)生的全過程，既影響吸器發(fā)生又影響吸器的進(jìn)一步分化。這與之前的一些研究結(jié)果是相反的。在對(duì)列當(dāng)科兩種全寄生植物多枝列當(dāng)和圓齒列當(dāng)（Orobanche crenata）的研究中發(fā)現(xiàn)，蔗糖對(duì)其種子萌發(fā)、吸器發(fā)生及吸器侵入寄主均表現(xiàn)出強(qiáng)烈的抑制作用（GonzálezVerdejo et al.， 2008;

Nadal et al.， 2009）。同樣，全寄生植物和根部半寄生植物在吸器誘導(dǎo)物的響應(yīng)方面存在差異，

數(shù)據(jù)為10個(gè)重復(fù)的均值 ± 標(biāo)準(zhǔn)誤。不同大寫字母表示甘肅馬先蒿不同處理間存在顯著差異， 不同小寫字母表示松蒿不同處理間存在顯著差異， P<0.05。每處理10皿， 每皿10株幼苗。

即使是能夠誘導(dǎo)多數(shù)根部半寄生植物產(chǎn)生吸器的醌類、黃酮類誘導(dǎo)物也不能誘導(dǎo)全寄生植物的吸器發(fā)生（Goyet et al.， 2019）。由于相關(guān)研究十分有限，因此目前還無法確定這種完全相反的效應(yīng)是與寄生類型相關(guān)，還是種間差異所致。張靜等（2018）認(rèn)為施肥處理使寄主生物量增加，進(jìn)而間接促進(jìn)南方菟絲子的生長(zhǎng)和吸器形成。本研究中，蔗糖對(duì)兩種根部半寄生植物及各自寄主植物的生長(zhǎng)均有明顯的促進(jìn)作用，添加蔗糖的處理中植株長(zhǎng)勢(shì)及側(cè)根數(shù)均強(qiáng)于無蔗糖的處理，推測(cè)蔗糖作為碳源物質(zhì)對(duì)植株生長(zhǎng)的促進(jìn)作用是其促進(jìn)兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生和木質(zhì)橋分化的一個(gè)重要原因。此外，蔗糖可影響植物體內(nèi)生長(zhǎng)素合成，對(duì)生長(zhǎng)素的運(yùn)輸和信號(hào)傳導(dǎo)有誘導(dǎo)作用（Stokes et al.， 2013）。而生長(zhǎng)素是列當(dāng)科根部半寄生植物吸器發(fā)生和分化過程的重要激素（Tomilov et al.， 2005; Ishida et al.， 2016; Wakatake et al.， 2019）。由此我們推測(cè)，蔗糖可能通過影響生長(zhǎng)素的合成、運(yùn)輸和信號(hào)傳導(dǎo)而調(diào)控吸器的發(fā)生和分化。

3.2 蔗糖對(duì)兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生的影響不同于吸器誘導(dǎo)物DMBQ

DMBQ是一種具有高效誘導(dǎo)能力的醌類化合物，被廣泛應(yīng)用于多種根部半寄生植物的吸器誘導(dǎo)試驗(yàn)（Yoder， 1997; Ishida et al.， 2016， Goyet et al.， 2019）。本研究中，DMBQ誘導(dǎo)2 d就能使松蒿和甘肅馬先蒿產(chǎn)生吸器，這與Ishida等（2016）的研究結(jié)果一致。誘導(dǎo)時(shí)間影響根部半寄生植物吸器發(fā)生（Xiang et al.， 2018）。隨著誘導(dǎo)時(shí)間的增加，兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生率和吸器數(shù)雖然均有增加，但與DMBQ相比，蔗糖誘導(dǎo)2 d不能使松蒿產(chǎn)生吸器，說明蔗糖發(fā)揮吸器誘導(dǎo)作用的時(shí)間長(zhǎng)于DMBQ。因此，今后在開展蔗糖誘導(dǎo)吸器發(fā)生的相關(guān)試驗(yàn)中，應(yīng)適當(dāng)延長(zhǎng)誘導(dǎo)時(shí)間。

3.3 兩種根部半寄生植物吸器發(fā)生對(duì)蔗糖濃度的響應(yīng)不一致

高濃度蔗糖處理時(shí)植株會(huì)出現(xiàn)脅迫反應(yīng)，其中花青素積累是脅迫表現(xiàn)之一（王立光等，2019）。本研究中，松蒿在蔗糖濃度為4%時(shí)便積累花青素，而甘肅馬先蒿在8%時(shí)才會(huì)有花青素的積累，說明不同植物對(duì)蔗糖的耐受能力存在差異（趙長(zhǎng)星和劉成連，2001）。雖然有關(guān)蔗糖對(duì)寄生植物吸器發(fā)生影響的研究較少，但在其他植物的研究中已經(jīng)明確了蔗糖影響植物生長(zhǎng)發(fā)育的作用機(jī)制。蔗糖可作為信號(hào)分子調(diào)控大麥的果聚糖合成（Nagaraj et al.， 2001）以及擬南芥花青素合成過程（Solfanelli et al.， 2006）。此外，蔗糖還可以充當(dāng)滲透壓調(diào)節(jié)劑影響擬南芥?zhèn)雀纬桑―eak & Malamy， 2005）。然而，由于蔗糖是作為信號(hào)分子還是作為滲透壓調(diào)節(jié)劑來影響根部半寄生植物吸器發(fā)生尚不清楚，因此進(jìn)一步的研究將有利于闡明該問題。

參考文獻(xiàn)：

ALBRECHT H， YODER J， PHILLIPS D， 1999. Flavonoids promote haustoria formation in the root parasite Triphysaria versicolor [J]. Plant Physiol， 119（2）： 585-591.

ATSATT P， HEARN T， NELSON R， et al.， 1978. Chemical induction and repression of haustoria in Orthocarpus purpurascens （Scophulariaceae） [J]. Ann Bot， 42（181）： 1177-1184.

BAIRD W， RIOPEL J， 1984. Experimental studies of haustorium initiation and early development in Agalinis purpurea （L.） raf. （Scrophulariaceae） [J]. Amer J Bot， 71（6）： 803-814.

CLERMONT K， WANG Y， LIU S， et al.， 2019. Comparative metabolomics of early development of the parasitic plants Phelipanche aegyptiaca and Triphysaria versicolor [J]. Metabolites， 9（6）： e114.

CUI S， WAKATAKE T， HASHIMOTO K， et al.， 2016. Haustorial hairs are specialized root hairs that support parasitism in the facultative parasitic plant Phtheirospermum japonicum [J]. Plant Physiol， 170 （3）： 1492-1503.

DEAK K， MALAMY J， 2005. Osmotic regulation of root system architecture [J]. Plant J， 43 （1）： 17-28.

GONZLEZVERDEJO CI， DITA MA， NADAL S， et al.，2008. Sucrose applocation suppresses infection of the parasitic plant Orobanche ramosa in tomato （Lycopersicon esculentum） [J]. Agrociencia， 42 （5）： 513-517.

GOYET V， WADA S， CUI S， et al.， 2019. Haustorium inducing factors for parasitic Orobanchaceae [J]. Front Plant Sci， 10： e1056.

ISHIDA J， WAKATAKE T， YOSHIDA S， et al.， 2016. Local auxin biosynthesis mediated by a YUCCA flavin monooxygenase regulates haustorium development in the parasitic plant Phtheirospermum japonicum [J]. Plant Cell， 28 （8）： 1795-1814.

ISHIDA J， YOSHIDA S， SHIRASU K， 2017. Haustorium induction assay of the parasitic plant Phtheirospermum japonicum [J]. BioProtoc， 7 （9）： e2260.

JOEL DM， GRESSEL J， MUSSELMAN LJ， 2013. Parasitic Orobanchaceae [M]. Heidelberg： Springer： 2.

KOKLA A， MELNYK C， 2018. Developing a thief： haustoria formation in parasitic plants [J]. Dev Biol， 442（1）： 53-59.

NADAL S， GONZLEZVERDEJO CI， GUZMN JR， et al.， 2009. Sucrose effect on broomrape （Orobanche crenata） development on narbon bean （Vicia narbonensis L.） [J]. Afr J Biotechnol， 8 （13）： 3027-3030.

NAGARAJ V， RIEDL R， BOLLER T， et al.， 2001. Light and sugar regulation of the barley sucrose： fructan 6fructosyltransferase promoter [J]. Plant Physiol， 158 （12）： 1601-1607.

NOEL G， TOGNETTI J， PONTIS H， 2001. Protein kinase and phosphatase activities are involved in fructan synthesis initiation mediated by sugars [J]. Planta， 213 （4）： 640-646.

SOLFANELLI C， POGGI A， LORETI E， et al.， 2006. Sucrosespecific induction of the anthocyanin biosynthetic pathway inArabidopsis [J]. Plant Physiol， 140 （2）： 637-646.

STOKES M， CHATTOPADHYAY A， WILKINS O，et al.， 2013. Interplay between sucrose and folate modulates auxin signalling in Arabidopsis [J]. Plant Physiol， 162（3）： 1552-1565.

TOMILOV A， TOMILOVA， N， ABDALLAH I， et al.， 2005. Localized hormone fluxes and early haustorium development in the hemiparasitic plant Triphysaria versicolor [J]. Plant Physiol， 138（3）： 1469-1480.

WAKATAKE T， YOSHIDA S， SHIRASU K， 2018. Induced cell fate transitions at multiple cell layers configure haustorium development in parasitic plants [J]. Development， 145（14）： dev164848.

WAKATAKE T， YOSHIDA S， SHIRASU K， 2019. Auxin transport network underlies xylem bridge formation between the hemiparasitic plant Phtheirospermum japonicum and host Arabidopsis [J]. Development， 147（14）： dev187781.

WANG LG，LI JW，YE CL， et al.， 2020. Effect of light regulator HY5 and HYH on sucrosespecific induction of anthocyanin accumulation [J]. Gansu Agric Sci Technol， 517（1）： 25-29.[王立光， 李靜雯， 葉春雷， 等， 2019. 光調(diào)控因子HY5及HYH在蔗糖誘導(dǎo)花青素[J]. 甘肅農(nóng)業(yè)科技， 517（1）： 25-29.]

WESTWOOD J， YODER J， TIMKO M， et al.， 2010. The evolution of parasitism in plants [J]. Trends Plant Sci， 15（4）： 227-235.

XIANG L， LI YM， SUI XL， et al.， 2018. Fast and abundant in vitro spontaneous haustorium formation in root hemiparasitic plant Pedicularis kansuensis Maxim. （Orobanchaceae） [J]. Plant Divers ， 14 （5）： 226-231.

YODER J， 1997. A speciesspecific recognition system directs haustorium development in the parasitic plant Triphysaria （Scrophulariaceae） [J]. Planta， 202（4）： 407-413.

YOSHIDA S， CUI SK， ICHIHASHI Y， et al.， 2016. The haustorium， a specialized invasive organ in parasitic plants [J]. Ann Rev Plant Biol， 67： 643-667.

YOSHIDA S， SHIRASU K， 2009. Multiple layers of incompatibility to the parasitic witchweed， Striga hermonthica [J]. New Phytol， 183 （1）： 180-189.

ZHANG J， LI JM， YAN M， 2013. Effects of nutrients on the growth of the parasitic plant Cuscuta australis R. Br. [J]. Acta Ecol Sin， 33（8）： 2623-2631.[張靜， 李鈞敏， 閆明， 2013. 基質(zhì)養(yǎng)分對(duì)寄生植物南方菟絲子生長(zhǎng)的影響[J]. 生態(tài)學(xué)報(bào)， 33（8）： 2623-2631.]

ZHAO CX， LIU CL， 2001. Elemntary studies on measuration of lifeability of fruit tree pollen [J]. Hebei J For Orchard Res， 16（3）： 44-47.[ 趙長(zhǎng)星， 劉成連， 2001. 培養(yǎng)基種類及蔗糖濃度對(duì)部分果樹花粉發(fā)芽率的影響[J]. 河北林果研究， 16（3）： 44-47.]

（責(zé)任編輯蔣巧媛）

收稿日期：2020-10-18

基金項(xiàng)目：國(guó)家自然科學(xué)基金（31971536， 31872686）; 中國(guó)科學(xué)院青年創(chuàng)新促進(jìn)會(huì)優(yōu)秀會(huì)員項(xiàng)目（2011276）; 云南省萬人計(jì)劃青年拔尖人才項(xiàng)目（YNWRQNBJ2018092）

第一作者： 李艷梅（1994-），碩士研究生，研究方向?yàn)楦H生態(tài)與植物多樣性保護(hù)，（Email）liyanmei@mail.kib.ac.cn。

通信作者：李愛榮，博士，研究員，主要從事根部半寄生植物的根際過程及其調(diào)控研究，（Email）airongli@mail.kib.ac.cn。