劉冠男,胡 淼,杜曉倩,謝鳳英,齊寶坤,*,李 楊,2,*
(1.東北農(nóng)業(yè)大學(xué)食品學(xué)院,黑龍江 哈爾濱 150030;2.黑龍江省綠色食品科學(xué)研究院,黑龍江 哈爾濱 150000)
大豆分離蛋白(soybean protein isolate,SPI)是植物蛋白質(zhì)的重要來(lái)源,可提供包括賴氨酸在內(nèi)的多種必需氨基酸,具有較高的營(yíng)養(yǎng)價(jià)值。SPI可以經(jīng)堿溶酸沉法提取,主要成分是儲(chǔ)藏蛋白,即7S和11S球蛋白,占總蛋白的65%~80%[1]。由于SPI具有營(yíng)養(yǎng)豐富、價(jià)格低廉、加工性能好等優(yōu)點(diǎn),因此廣泛用于各類(lèi)食品中,主要包括“人造肉”[2]、發(fā)酵類(lèi)食品[3]、凝膠類(lèi)食品[4]等,具有相當(dāng)高的消費(fèi)者接受度。由于SPI致密的球狀結(jié)構(gòu)、低分子柔性以及其在油水界面吸附性不良而導(dǎo)致乳化性等功能性質(zhì)不理想[1]。因此,許多方法被用來(lái)改變SPI的結(jié)構(gòu)、構(gòu)象以及聚集狀態(tài)以提高其功能性。
蛋白質(zhì)化學(xué)修飾具有效率高、可控性強(qiáng)的特點(diǎn),可以改善蛋白質(zhì)的理化性質(zhì)和功能性質(zhì),與物理修飾和酶修飾相比,更易于大規(guī)模生產(chǎn)[5]。琥珀?;浅R?jiàn)修飾蛋白質(zhì)的手段,通過(guò)用琥珀?;揎椀鞍踪|(zhì)的氨基(賴氨酸、精氨酸)、羥基和巰基改變蛋白質(zhì)的帶電狀態(tài),調(diào)控蛋白質(zhì)表面電荷密度[6-7]。Mirmoghtadaie等[8]研究表明,?;档土搜帑湹鞍椎某炙芰?,提高了燕麥蛋白的乳化性和溶解性。Shilpashree等[9]報(bào)道了琥珀?;罄业鞍姿徕c的溶解度、黏度和乳化性均能得到改善。Wan Yangling等[10]研究指出琥珀?;梢蕴岣叽蠖沟鞍椎臒岱€(wěn)定性,抑制蛋白在高溫下的熱聚集。由此可見(jiàn),?;男钥梢蕴岣叩鞍兹芙庑?、乳化性、起泡性、熱穩(wěn)定性等功能性質(zhì)。蛋白質(zhì)構(gòu)象的改變與功能性質(zhì)的改善息息相關(guān)[11]。然而,相關(guān)研究?jī)H停留于琥珀酰化改性對(duì)蛋白功能性質(zhì)的影響,關(guān)于琥珀酰化調(diào)控SPI表面電荷密度對(duì)其構(gòu)象影響的研究鮮有報(bào)道,且酰化SPI調(diào)控電荷密度使其構(gòu)象改變與乳化性改善的關(guān)系還有待進(jìn)一步探索。
本實(shí)驗(yàn)通過(guò)研究琥珀?;{(diào)控SPI電荷密度對(duì)其構(gòu)象以及乳化性的影響,探究?;鞍讟?gòu)象變化和乳化性改善之間的關(guān)系。利用不同濃度的琥珀酸酐對(duì)SPI改性,采用電位、十二烷基硫酸鈉-聚丙烯酰胺凝膠電泳(sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis, SDS-PAGE)、掃描電子顯微鏡、熒光光譜、紫外光譜、傅里葉變換紅外光譜等方法表征?;鞍讟?gòu)象與乳化性之間的關(guān)系。本實(shí)驗(yàn)旨在為琥珀酰化改性在蛋白修飾方面的應(yīng)用提供理論參考,并為高功能性大豆蛋白產(chǎn)品的開(kāi)發(fā)提供新的技術(shù)手段。
大豆(東農(nóng)-42) 東北農(nóng)業(yè)大學(xué)大豆研究所;琥珀酸酐(丁二酸酐,色譜純≥99%);透析袋(截流分子質(zhì)量7 kDa);茚三酮 上海源葉生物科技有限公司;1-苯胺基-8-萘磺酸鹽(1-anilino-8-naphthalene sulfonate,ANS) 美國(guó)Sigma公司;鹽酸、氫氧化鈉、正己烷、磷酸二氫鈉、磷酸氫二鈉(均為分析純) 北京新光化工試劑廠。
AL204型分析天平 梅勒特-托利多儀器(上海)有限公司;JJ-1增力電動(dòng)攪拌器 江蘇金城國(guó)勝儀 器廠;Allegra64R臺(tái)式高速冷凍離心機(jī) 美國(guó)貝克曼 公司;PHS-3C型實(shí)驗(yàn)室pH計(jì) 中國(guó)上海雷磁公司;mini-PROTEAN Tetra電泳儀 美國(guó)Bio-Rad-Laboratories公司;Zetasize nanozs 90型粒度電位儀 英國(guó)馬爾文儀器有限公司;SU801場(chǎng)發(fā)射掃描電子顯微鏡、RF-6000熒光分光光度計(jì) 日本Hitachi公司;UV-2600型紫外-可見(jiàn)分光光度計(jì)、IRTracer-100傅里葉變換紅外光譜儀 日本島津公司。
1.3.1 SPI的制備
采用堿溶酸沉的方法[12]。選擇新鮮無(wú)蟲(chóng)蛀、無(wú)霉?fàn)€、無(wú)破損的大豆破碎磨粉,過(guò)60 目篩,并用正己烷脫脂。將脫脂大豆粉分散于去離子水中并使之充分溶解,料液比為1∶10(g/mL),并用2 mol/L的NaOH溶液調(diào)節(jié)pH 8.0,室溫下攪拌2 h,4 ℃、9 000×g離心30 min,收集上清液,用2 mol/L的HCl溶液調(diào)節(jié)pH 4.5,靜置1 h,4 ℃、6 500×g離心30 min,收集沉淀。用去離子水將沉淀水洗3 次后調(diào)pH 7.0,去除不溶物,將蛋白溶液冷凍干燥得到SPI。
1.3.2 琥珀?;男許PI
參考Wan Yangling等[10]的方法并稍作修改。準(zhǔn)確稱取一定量的SPI溶于去離子水中配制成2.5 g/100 mL SPI懸浮液,在室溫下攪拌2 h使其充分溶解,用2 mol/L的NaOH溶液調(diào)pH 8.0。將琥珀酸酐緩慢加入到SPI溶液中,酸酐與SPI的質(zhì)量比分別為0.02∶1、0.05∶1、0.10∶1、0.15∶1,獲得4個(gè)不同酰化程度的SPI樣品。在加入琥珀酸酐的過(guò)程中,用2 mol/L的NaOH溶液使整個(gè)反應(yīng)體系pH值穩(wěn)定在8.0±0.2。當(dāng)pH值穩(wěn)定于8.0時(shí),將溶液在室溫下再攪拌1 h,然后將所得液體放入4 ℃冰箱透析24 h去除未反應(yīng)的小分子琥珀酸酐和鹽,冷凍干燥后得到4種不同?;鹊腟PI粉末,分別將其命名為SSPI-1、SSPI-2、SSPI-3、SSPI-4。
1.3.3 ?;鹊臏y(cè)定
根據(jù)Pan Yi等[13]的方法稍作修改。分別將1 g/100 mL的蛋白溶液和2 g/100 mL的茚三酮溶液各1 mL混合,將混合液在沸水浴中加熱10 min,然后快速冷卻至室溫。向冷卻的混合液中加入5 mL去離子水。隨后在570 nm波長(zhǎng)處測(cè)定溶液的吸光度。根據(jù)式(1)計(jì)算SPI的 ?;龋?/p>
式中:A0與A1分別為?;臀歹;鞍椎奈?光度。
1.3.4 Zeta電位測(cè)定
用1 mol/L的HCl和NaOH溶液將SPI/SSPI溶液(10 mg/mL)調(diào)整至pH 3~7,利用Zetasize nanozs 90型粒度電位儀測(cè)定不同pH值條件下不同樣品的Zeta電位,測(cè)定溫度25 ℃、平衡時(shí)間2 min。
1.3.5 SPI/SSPI的微觀結(jié)構(gòu)觀察
使用SU8010場(chǎng)發(fā)射掃描電子顯微鏡對(duì)SPI/SSPI的表面形貌進(jìn)行觀察。將樣品均勻平攤在貼有導(dǎo)電膠的樣品臺(tái)上,噴金處理,觀察成像時(shí)加速電壓5 kV,觀測(cè)倍數(shù)為1 000。
1.3.6 SDS-PAGE分析
參考Qi Baokun等[14]的方法對(duì)SPI/SSPI進(jìn)行電泳實(shí)驗(yàn)。分別配制12%分離膠以及5%濃縮膠,將6 mg/mL的SPI/SSPI與上樣緩沖液混合均勻后煮沸90 s,冷卻至室溫上樣。開(kāi)始電泳時(shí)電壓為80 V,待樣品進(jìn)入分離膠后改為120 V;電泳結(jié)束后,取出膠片加入染色液染色30 min,之后再用脫色液脫色后進(jìn)行分析。
1.3.7 內(nèi)源熒光光譜分析
采用RF-6000熒光分光光度計(jì)測(cè)定SPI/SSPI的內(nèi)源性熒光。將SPI和SSPI溶解在10 mmol/L的磷酸鹽緩沖溶液(pH 7.0),樣品質(zhì)量濃度為0.1 mg/mL,設(shè)定激發(fā)波長(zhǎng)為280 nm,激發(fā)和發(fā)射狹縫寬度均為5 nm,掃描范圍290~400 nm。
1.3.8 紫外光譜分析
采用UV-2600型紫外分光光度計(jì)對(duì)SPI/SSPI進(jìn)行紫外吸收光譜采集。將SPI和SSPI溶解在10 mmol/L 的磷酸鹽緩沖溶液(pH 7.0),樣品質(zhì)量濃度為 0.1 mg/mL,測(cè)定速率為中速,分辨率為0.5 nm,測(cè)定波長(zhǎng)范圍200~400 nm。
1.3.9 紅外光譜分析
采用IRTracer-100型傅里葉變換紅外光譜在室溫下記錄SPI/SSPI的紅外光譜。將樣品與溴化鉀混合,然后壓片。掃描范圍為400~4 000 cm-1,掃描次數(shù)為64 次,分辨率為4 cm-1。
1.3.10 表面疏水性測(cè)定
參考夏爽[15]的方法并作適當(dāng)修改。使用10 mmol/L、pH 7.0的磷酸鹽緩沖溶液配制不同質(zhì)量濃度梯度SPI/SSPI溶液(0.02、0.04、0.06、0.08、0.1 mg/mL)各4 mL,然后加入100 μL ANS溶液(8 mmol/L,pH 7.0),充分混合,并在黑暗條件下反應(yīng)15 min。使用熒光分光光度計(jì)測(cè)定其熒光強(qiáng)度,激發(fā)波長(zhǎng)為390 nm,發(fā)射波長(zhǎng)為470 nm,狹縫寬度均為5 nm,樣品的相對(duì)熒光強(qiáng)度值為樣品的熒光強(qiáng)度值與未加ANS溶液的樣品的熒光強(qiáng)度值之差。以樣品蛋白質(zhì)量濃度為橫坐標(biāo),樣品的熒光強(qiáng)度值為縱坐標(biāo),計(jì)算所得曲線的初始斜率即為蛋白質(zhì)的表面疏水性指數(shù)(H0)。
1.3.11 分子柔性的測(cè)定
參考Pan Yi等[16]的方法并作適當(dāng)修改。將SPI和SSPI溶解在10 mmol/L的磷酸鹽緩沖溶液(pH 7.0)中,配制1 mg/mL胰凝乳蛋白酶液,酶液溶于0.05 mol/L,pH 8.0的Tris-HCl緩沖液中。3 mL樣品與200 μL酶液混合,在38 ℃反應(yīng)10 min,然后加入3 mL質(zhì)量濃度為4 g/100 mL的三氯乙酸溶液終止反應(yīng),沉淀未消化的蛋白,4 ℃、4 000×g離心30 min,然后用紫外分光光度計(jì)在280 nm波長(zhǎng)處測(cè)定其吸光度表示分子柔性。
1.3.12 乳化活性及乳化穩(wěn)定性測(cè)定
參考Li Ting等[17]的方法并作適當(dāng)修改。配制5 mg/mL 的SPI/SSPI溶液,加入玉米油,油水比為1∶9,用高速剪切均質(zhì)機(jī)在12 000 r/min均質(zhì)1 min形成乳狀液,立即從距離乳狀液底部0.5 cm處取50 μL新鮮乳狀液分散于5 mL 0.1%的SDS溶液中,振蕩均勻后在500 nm波長(zhǎng)處測(cè)定吸光度,記作A0,以相同的方法取均質(zhì)10 min后的乳狀液重復(fù)上述步驟,其吸光度記作A10。乳化活性指數(shù)(emulsifying activity index,EAI)和乳化穩(wěn)定性指數(shù)(emulsifying stability index,ESI)由式(2)、(3)計(jì)算:
式中:A0與A10分別為乳狀液在第0分鐘和第10分鐘的吸光度;DF為稀釋倍數(shù)(100);θ為油相體積分?jǐn)?shù)0.2;L為比色皿厚度1 cm;C為蛋白質(zhì)質(zhì)量濃度(5 mg/mL)。
每個(gè)實(shí)驗(yàn)重復(fù)3 次,結(jié)果表示為±s。圖表制作采用OriginPro 8.5軟件,使用SPSS 23.0進(jìn)行ANOVA差異顯著性分析和方差分析(P<0.05,差異顯著)。
酰化反應(yīng)的原理是?;噭ㄧ晁狒⒁宜狒龋┡c蛋白質(zhì)分子的游離氨基、羥基或巰基之間的親核取代反應(yīng)(圖1)[6-7]。由于賴氨酸pKa值低且位阻較弱,因此?;磻?yīng)主要發(fā)生在賴氨酸ε-氨基的位置[18],氨基的酰化度表示為N-?;取.?dāng)大多數(shù)氨基被琥珀?;螅辶u基和巰基也開(kāi)始被琥珀?;?。
圖1 SPI與琥珀酸酐親核取代反應(yīng)基理Fig. 1 Nucleophilic substitution mechanism between SPI and succinic anhydride
不同酸酐-SPI質(zhì)量比的SPI酰化程度變化如圖2A所示,N-?;入S酸酐-SPI質(zhì)量比的增加而增加,酸酐-SPI質(zhì)量比為0.05∶1時(shí),N-?;冗_(dá)77.82%。當(dāng)比值進(jìn)一步提高時(shí),?;磻?yīng)的速率明顯下降。這一現(xiàn)象與Wan Yangling等[10]的發(fā)現(xiàn)一致,這可能是由于SPI的琥珀?;饔脧谋砻嬷鸩桨l(fā)生到內(nèi)部,琥珀酸酐首先與蛋白質(zhì)表面的氨基反應(yīng),反應(yīng)速率快,當(dāng)酸酐的量進(jìn)一步增加時(shí),蛋白質(zhì)天然結(jié)構(gòu)發(fā)生明顯改變,導(dǎo)致琥珀酸酐與蛋白質(zhì)內(nèi)部的氨基反應(yīng),反應(yīng)速率下降。反應(yīng)速率的轉(zhuǎn)折發(fā)生在酸酐-SPI的質(zhì)量比等于0.05∶1時(shí),此時(shí)N-?;冗_(dá)77.82%,因此推測(cè)約75%的賴氨酸殘基在SPI表面或附近,這部分基團(tuán)優(yōu)先被酰化,SPI結(jié)構(gòu)發(fā)生變化,從而導(dǎo)致掩埋的氨基暴露和?;?/p>
琥珀?;鶊F(tuán)的引入會(huì)導(dǎo)致SPI等電點(diǎn)改變。SPI和SSPI在不同pH值條件下表面電荷的測(cè)定結(jié)果如圖2B所示。隨著pH值的提高,SPI和SSPI的Zeta電位呈下降趨勢(shì)。SPI屬于兩性電解質(zhì),因此具有一定的pH值依賴性。當(dāng)pH值低于等電點(diǎn)時(shí),基團(tuán)質(zhì)子化,氨基基團(tuán)使SPI帶正電。當(dāng)pH值高于等電點(diǎn)時(shí),基團(tuán)去質(zhì)子化,由于羧基基團(tuán)存在,SPI帶有負(fù)電荷[19]。隨著SPI琥珀?;潭鹊脑黾樱琒PI的等電點(diǎn)呈下降趨勢(shì),由4.30依次下降到3.56、3.47、3.17、3.12,主要是由于琥珀?;鶊F(tuán)的引入使得帶正電荷的氨基基團(tuán)轉(zhuǎn)變?yōu)閹ж?fù)電荷的琥珀酰基基團(tuán),增加了蛋白質(zhì)表面負(fù)電荷密度,使得等電點(diǎn)移向更低的pH值,這與Wan Yangling[10]和Liu Guangyu[20]等的研究結(jié)果一致,從而證實(shí)了可通過(guò)引入琥珀?;鶊F(tuán)增強(qiáng)SPI的電負(fù)性。
圖2 不同酸酐-SPI比值的SPI?;潭龋ˋ)及SPI/SSPI的 Zeta電位隨pH值變化情況(B)Fig. 2 Degree of SPI succinylation as a function of acid anhydride to SPI ratio and zeta potential of SPI/SSPI as a function of pH
蛋白結(jié)構(gòu)與功能特性密切相關(guān),研究其微觀結(jié)構(gòu)能更好地理解和闡明功能特性改善的原因。從圖3可以看出,SPI呈現(xiàn)光滑致密的無(wú)規(guī)則片狀結(jié)構(gòu)[21],SSPI仍呈現(xiàn)出無(wú)規(guī)則片狀結(jié)構(gòu),但其光滑的表面出現(xiàn)一些小孔穴,這是因?yàn)殓晁狒cSPI發(fā)生反應(yīng)改變了SPI的微觀結(jié)構(gòu)。隨著N-?;鹊奶岣?,小孔穴的數(shù)量越來(lái)越多,這表明琥珀酸酐首先與蛋白質(zhì)表面的賴氨酸殘基發(fā)生反應(yīng)。SSPI-3和SSPI-4表面小孔穴數(shù)量相差無(wú)幾,進(jìn)一步證明了SPI琥珀?;饔檬菑腟PI的表面到內(nèi)部逐步進(jìn)行,與2.1節(jié)結(jié)果一致。
圖3 SPI/SSPI的微觀結(jié)構(gòu)(×1 000)Fig. 3 Microstructure of SPI/SSPI (× 1 000)
圖4顯示,相比較于SPI,SSPI的7Sα、α′和β亞基條帶略微上移并稍有變淺,SSPI-1和SSPI-2的泳道在75 kDa和100 kDa之間出現(xiàn)新的條帶,SSPI-3和SSPI-4的泳道在100 kDa出現(xiàn)新的條帶,這些現(xiàn)象說(shuō)明琥珀酰基基團(tuán)的加入改變了SPI的分子質(zhì)量,使得SPI中某些亞基分子質(zhì)量增加。Haug等[22]的研究也表明,琥珀?;笕芫福ㄒ环N僅含有一條肽鏈的蛋白質(zhì))的分子質(zhì)量增加。SPI的11S中酸性多肽的條帶隨著?;潭鹊脑黾酉蛏掀疲?1S堿性多肽的條帶消失,而且在低于20 kDa的分子質(zhì)量區(qū)域,相比較于SPI,SSPI的條帶變淺,變淺程度與酰化程度呈正比,且SSPI-3和SSPI-4彌散至25 kDa處,這可能是由于琥珀?;磻?yīng)使得SPI某些結(jié)構(gòu)被分離[10]。
如圖5所示,SSPI的熒光強(qiáng)度均高于SPI,這是由于SSPI攜帶更多負(fù)電荷,分子間排斥力增強(qiáng),分子結(jié)構(gòu)舒展使更多色氨酸暴露出來(lái)[23]。但隨著?;鹊脑黾?,SSPI的熒光強(qiáng)度逐漸下降,可能是由于隨著?;鹊脑黾?,鏈狀琥珀?;鶊F(tuán)逐漸增多,使得蛋白空間位阻增加,形成一個(gè)密閉蛋白鏈空間,導(dǎo)致部分色氨酸殘基被包裹在內(nèi)。除熒光強(qiáng)度變化外,峰位置的變化也值得關(guān)注。隨著?;鹊脑黾樱鞍椎摩薽ax從330 nm逐漸增加到337 nm,產(chǎn)生紅移,表明琥珀?;茐牧薙PI分子內(nèi)的疏水相互作用,且蛋白所在環(huán)境的極性增加,蛋白質(zhì)的肽鏈伸展程度增加。這可能是因?yàn)轷;蟮鞍踪|(zhì)變性引起的分子展開(kāi)和構(gòu)象變化,導(dǎo)致掩埋在蛋白質(zhì)內(nèi)部的色氨酸殘基暴露于更加親水以及極性更大的環(huán)境中。SSPI-3與SSPI-4的熒光強(qiáng)度曲線相差不大,曲線穩(wěn)定,這與2.1節(jié)中?;潭鹊慕Y(jié)果相吻合。即在酸酐-SPI質(zhì)量比大約為0.05∶1時(shí),酰化反應(yīng)出現(xiàn)一個(gè)轉(zhuǎn)折點(diǎn),而當(dāng)比值進(jìn)一步提高時(shí),N-?;葞缀鯖](méi)有變化。但仍觀察到熒光強(qiáng)度發(fā)生了細(xì)微的變化,其可能的原因是在這一階段,?;磻?yīng)已經(jīng)進(jìn)入蛋白內(nèi)部,琥珀酸酐與脂族羥基和巰基發(fā)生反應(yīng)。
圖5 SPI/SSPI的內(nèi)源熒光光譜Fig. 5 Intrinsic fluorescence spectra of SPI/SSPI
圖6顯示,SPI與SSPI的紫外光譜峰值均在260~280 nm之間。蛋白的紫外吸收光譜在250~260 nm附近產(chǎn)生的吸收譜帶主要是由苯丙氨酸殘基貢獻(xiàn),在260~290 nm內(nèi)的吸收由酪氨酸殘基所引起,而292 nm附近的吸收則由色氨酸殘基貢獻(xiàn)[24]。因此認(rèn)為本研究的紫外光譜變化主要由酪氨酸引起,其次是色氨酸。SSPI的紫外吸收強(qiáng)度相比較于SPI均下降,并且酰化程度的變化與紫外光譜強(qiáng)度的變化呈負(fù)相關(guān)。實(shí)驗(yàn)推測(cè),隨著?;鹊奶岣?,琥珀酰基基團(tuán)越來(lái)越多,使得蛋白空間位阻增加,形成一個(gè)密閉的蛋白鏈空間,酪氨酸殘基逐漸被包裹在蛋白質(zhì)鏈的內(nèi)部。除熒光強(qiáng)度變化外,峰位置也發(fā)生了變化,由266 nm紅移到275 nm,這一現(xiàn)象表明SPI的三級(jí)結(jié)構(gòu)由于琥珀?;鶊F(tuán)的加入發(fā)生改變,影響了蛋白質(zhì)分子存在的微環(huán)境。
圖6 SPI/SSPI的紫外光譜Fig. 6 UV absorption spectra of SPI/SSPI
傅里葉變換紅外光譜是研究蛋白質(zhì)化學(xué)組成和構(gòu)象結(jié)構(gòu)的一種方法[25]。如圖7所示,3 400 cm-1左右的寬峰是O—H與N—H伸縮振動(dòng)重疊而成的多重吸收峰。隨著酰化程度的提高,寬帶逐漸消失,這是由于游離氨基與琥珀?;鶊F(tuán)反應(yīng)后其中N—H鍵變?yōu)镃—N鍵所致的。SSPI處于3 200~2 500 cm-1處的峰與SPI相比峰寬而散,一方面說(shuō)明—COOH的存在,且隨著?;潭鹊脑黾樱狢OOH的含量越來(lái)越多;另一方面也說(shuō)明分子內(nèi)氫鍵相互作用得到增強(qiáng),這是由于O的電負(fù)性大于N,更容易形成氫鍵[26]。SSPI酰胺I帶與酰胺II帶的波形相比SPI沒(méi)有發(fā)生變化,強(qiáng)度變化也不明顯。SSPI圖譜在酰胺III帶1 300 cm-1處區(qū)域強(qiáng)度增加,這是由于?;?C—N鍵拉伸和N—H鍵變形導(dǎo)致。
圖7 SPI/SSPI的紅外光譜Fig. 7 Infrared spectra of SPI/SSPI
采用ANS和蛋白質(zhì)表面疏水區(qū)域的結(jié)合所引起的熒光增強(qiáng)評(píng)估蛋白質(zhì)的表面疏水性。它可以反映蛋白質(zhì)的構(gòu)象變化,且與蛋白質(zhì)的功能性質(zhì)密切相關(guān)[27]。SSPI的表面疏水性變化如圖8所示。隨著酰化程度的增加,SPI的表面疏水性顯著下降。這一結(jié)果與燕麥蛋白[28]和蕓豆蛋白[29]的研究結(jié)果相似。表面疏水性的降低可能有兩個(gè)原因引起,一方面,?;餝PI三級(jí)結(jié)構(gòu)的改變,導(dǎo)致表面疏水區(qū)域的比例降低;另一方面,琥珀?;瘜?dǎo)致電荷密度和電負(fù)性的增加,這可以通過(guò)?;骃PI的Zeta電位的降低證明(圖2),蛋白質(zhì)的高負(fù)電荷分布或強(qiáng)電負(fù)性會(huì)引起靜電排斥,這可能會(huì)抑制ANS接近并與裸露的疏水區(qū)域結(jié)合,從而導(dǎo)致表面疏水性降低[28-29]。
蛋白質(zhì)的分子柔性被定義為蛋白質(zhì)中各個(gè)結(jié)構(gòu)區(qū)域的相對(duì)運(yùn)動(dòng)或多肽鏈中氨基酸殘基的重排速率[30]。蛋白質(zhì)的分子柔性在蛋白表面性質(zhì)中起著十分重要的作用[31]。 SSPI的分子柔性的變化如圖8所示。相較于SPI,隨著酰化程度的增加,蛋白質(zhì)的分子柔性呈現(xiàn)先增加后降低的趨勢(shì)。這一結(jié)果表明,隨著琥珀?;磻?yīng)進(jìn)行,?;潭忍岣?,導(dǎo)致SPI結(jié)構(gòu)展開(kāi),蛋白質(zhì)分子柔性與?;潭瘸收?。但是,當(dāng)琥珀酸酐與蛋白比值達(dá)到0.15∶1,蛋白質(zhì)的分子柔性略有下降,這可能是琥珀酰基基團(tuán)在水溶液中存在形態(tài)是鏈狀結(jié)構(gòu),與蛋白質(zhì)結(jié)合后,因?yàn)殚L(zhǎng)鏈的存在而導(dǎo)致SPI產(chǎn)生一定的空間位阻,分子柔性降低。
圖8 SPI/SSPI的分子柔性和表面疏水性Fig. 8 Molecular flexibility and surface hydrophobicity of SPI/SSPI
SPI成分主要包括7S與11S兩種球狀蛋白,因?yàn)榈头肿尤嵝砸约捌湓谟退缑嫖叫圆涣级鴮?dǎo)致乳化性不理想[1]。EAI和ESI分別代表蛋白質(zhì)在油/水界面形成和穩(wěn)定乳液的能力[32]。
琥珀?;男許PI會(huì)改變蛋白質(zhì)分子的空間構(gòu)象。如圖9所示,琥珀?;梢燥@著提高SPI的EAI以及ESI,且EAI和ESI的變化趨勢(shì)一致,SPI?;潭扰cEAI/ESI的變化呈正比。在SPI中加入琥珀?;鶊F(tuán)改變了蛋白質(zhì)的構(gòu)象和界面行為,導(dǎo)致SPI結(jié)構(gòu)展開(kāi)(2.4節(jié)和2.5節(jié)),因此SPI乳化性提高。Lawal等[33]指出,添加琥珀酸酐增加了油滴周?chē)缑婺る婋x層的電勢(shì),從而提高了EAI和ESI。當(dāng)酸酐與SPI比例達(dá)到0.15∶1時(shí),EAI和ESI略有下降,但是仍比未改性的SPI高。這一現(xiàn)象可能是由于大量琥珀?;鶊F(tuán)鏈狀結(jié)構(gòu)的存在導(dǎo)致分子柔性略微降低,影響EAI和ESI,這與上述2.7節(jié)分子柔性的結(jié)果吻合。
圖9 SPI/SSPI的乳化活性和乳化穩(wěn)定性Fig. 9 EAI and ESI of SPI/SSPI
本研究探究琥珀?;{(diào)控SPI電荷密度對(duì)其構(gòu)象和乳化性的影響,明確了酰化蛋白構(gòu)象變化和乳化性改善之間的關(guān)系。琥珀酸酐主要與SPI的氨基反應(yīng),SPI的琥珀酰化作用從表面逐步發(fā)生到內(nèi)部。隨著?;潭鹊脑黾?,SPI的等電點(diǎn)向酸性移動(dòng),負(fù)電荷密度也明顯增加;改性SSPI結(jié)構(gòu)展開(kāi),色氨酸殘基暴露,酪氨酸殘基被包裹,SSPI處于更加親水的環(huán)境中,SPI游離氨基與琥珀?;鶊F(tuán)反應(yīng)使得其中N—H鍵變?yōu)镃—N鍵,導(dǎo)致酰胺III帶改變;?;揎椊档土薙PI的表面疏水性,增加SPI的分子柔性,并且由于結(jié)構(gòu)展開(kāi)導(dǎo)致其乳化活性和乳化穩(wěn)定性都得到明顯改善。該研究結(jié)論為琥珀酰化改性在蛋白化學(xué)修飾方面的應(yīng)用提供理論參考,并且拓寬了SPI在食品工業(yè)中作為乳化劑和功能活性物質(zhì)載體的應(yīng)用范圍。