周祖陽 賀小云 劉玉芳 儲明星

摘要 [目的]探究綿羊多羔性狀候選基因CLSTN2、CCNB2、SRD5A2、HBEGF、FGFR1、GRIA2和FTH1在小尾寒羊性腺軸7種組織（大腦、小腦、下丘腦、垂體、子宮、卵巢、輸卵管）中的表達情況，為闡明綿羊高繁殖力分子機理提供參考。[方法]以FecB BB型和++型小尾寒羊為研究對象，采用實時熒光定量PCR方法檢測7個基因在性腺軸相關組織中的表達差異。[結果]CLSTN2基因在++型小尾寒羊卵巢中的表達量顯著高于BB型小尾寒羊（P<0.05），SRD5A2基因在BB型小尾寒羊卵巢中的表達量顯著高于++型小尾寒羊（P<0.05），F(xiàn)GFR1和FTH1基因在++型小尾寒羊子宮中的表達量顯著高于BB型小尾寒羊（P<0.05），CCNB2、HBEGF和GRIA2基因在++型和BB型小尾寒羊性腺軸各組織中的表達量差異不顯著（P>0.05）。[結論]CLSTN2、FGFR1和SRD5A2基因對小尾寒羊繁殖力具有一定的調控作用，其中SRD5A2基因對小尾寒羊的多羔性狀具有一定的正向調節(jié)功能，而CLSTN2和FGFR1基因則呈現(xiàn)相反的調控作用。

關鍵詞 綿羊;多羔;候選基因;性腺軸;表達差異

中圖分類號 S 826? 文獻標識碼 A

文章編號 0517-6611（2021）21-0118-06

doi：10.3969/j.issn.0517-6611.2021.21.029

開放科學（資源服務）標識碼（OSID）：

Expression Difference Analysis of 7 Genes in the Related Tissues of Gonadal Axis of Small Tail Han Sheep

ZHOU Zu-yang? HE Xiao-yun LIU Yu-fang 2 et al

（1.Key Laboratory of Animal Genetics，Breeding and Reproduction of Ministry of Agriculture and Rural Affairs，Institute of Animal Sciences，Chinese Academy of Agricultural Sciences，Beijing 100193;2.College of Life Science and Food Engineering，Hebei University of Engineering，Handan，Hebei? 056001）

Abstract [Objective] To explore the expression of multi-lamb candidate genes CLSTN CCNB SRD5A HBEGF，F(xiàn)GFR GRIA2 and FTH1 in 7 kinds of tissues （brain，cerebellum，hypothalamus，pituitary，uterus，ovary，fallopian tube） in the gonadal axis of Small Tail Han Sheep，and provide references for clarifying the molecular mechanism of sheeps high fertility.[Method] Using FecB BB type and ++ type Small Tail Han Sheep as the research objects，real-time fluorescent quantitative PCR method was used to detect the expression differences of 7 genes in the related tissues of the gonadal axis.[Result]The relative expression level of CLSTN2 gene in ovary of ++ type Small Tail Han Sheep was significantly higher than that of BB type Small Tail Han Sheep（P<0.05），the relative expression level of SRD5A2 gene in ovary of BB type Small Tail Han Sheep was significantly higher than that of ++ type Small Tail Han Sheep（P<0.05），and the relative expression levels of FGFR1 gene and FTH1 gene in uterus of ++ type Small Tail Han Sheep were significantly higher than those? of BB type Small Tail Han Sheep（P<0.05），while

the relative expression levels of CCNB2 gene，HBEGF gene and GRIA2 gene had no significant difference in different tissues of the gonadal axis of ++ type and BB type Small Tail Han Sheep （P>0.05）.[Conclusion]CLSTN FGFR1 and SRD5A2 genes might have some regulations on the fecundity of Small Tail? Han Sheep.Among them，SRD5A2 gene might have some positive regulation functions on multi-lambing traits of Small Tail Han Sheep，while CLSTN2 gene and FGFR1 gene showed an opposite regulation effect.

Key words Sheep;Multiple lambs;Candidate gene;Gonadal axis;Expression difference

基金項目 國家自然科學基金項目（31772580）;國家肉羊產(chǎn)業(yè)技術體系專項（CARS-38）;中國農(nóng)業(yè)科學院科技創(chuàng)新工程項目（ASTIP-IAS13）。

作者簡介 周祖陽（1994—），男，湖北鄂州人，碩士研究生，研究方向：動物遺傳育種。*通信作者，劉玉芳，講師，博士，從事動物遺傳育種研究;儲明星，研究員，博士，從事肉羊遺傳育種研究。

收稿日期 2021-01-31

多羔性狀是綿羊重要的繁殖性狀之一，提高每胎的產(chǎn)羔數(shù)是提升綿羊養(yǎng)殖經(jīng)濟效益的有效方法[1]，因此對綿羊多羔性狀候選基因的研究具有重要意義。大量研究表明，雌性動物繁殖性能主要受下丘腦-垂體-性腺軸（hypothalamic-pituitary-gonadal axis，HPGA）的調控，HPGA的相關基因是研究動物繁殖性狀的重要候選基因[2]。近年來，隨著分子實驗技術的不斷發(fā)展，綿羊多羔性狀主效基因也陸續(xù)被發(fā)現(xiàn)，利用分子標記對綿羊多羔性狀相關候選基因進行基因型選擇，取得了重大進展。首先，通過對綿羊多羔主效控制基因FecB的研究發(fā)現(xiàn)，攜帶該基因的母羊在排卵數(shù)方面存在劑量效應，表現(xiàn)為每增加一個拷貝數(shù)，其排卵數(shù)可增加1.5個，產(chǎn)羔數(shù)可增加1.0～1.5個[3-4]，該基因的發(fā)現(xiàn)為選育高繁殖力母羊提供了研究方向。隨著研究的不斷深入，研究人員發(fā)現(xiàn)鈣同線蛋白2（calsyntenin? CLSTN2）、細胞周期蛋白B2（cyclin B CCNB2）、類固醇5α-還原酶2（steroid 5 alpha-reductase? SRD5A2）、肝素結合表皮生長因子（heparin-binding epidermal growth factor-like growth factor，HBEGF）、成纖維細胞生長因子受體1（fibroblast growth factor receptor? FGFR1）、谷氨酸AMPA離子通道受體2亞基（glutamate ionotropic receptor AMPA type subunit? GRIA2）和鐵蛋白重鏈多肽1 （ferritin heavy polypeptide FTH1）等基因均能影響綿羊的繁殖力。探究這些基因在野生型、突變型綿羊性腺軸相關組織中的表達量變化對于闡明綿羊多羔性狀的分子機理具有重要意義。

Calsyntenins （CLSTNs） 蛋白家族是一類跨膜胞轉運蛋白，主要分布在興奮性神經(jīng)元突觸后膜。在脊椎動物中，CLSTNs家族包括CLSTN1、CLSTN2和CLSTN3三個成員[5]。Hernndez-montiel等[6]對2組佩利布伊綿羊進行了全基因組關聯(lián)分析（GWAS）研究，基于GWAS結果的功能分析篩選出參與母羊卵巢發(fā)育過程的候選基因CLSTN 表明該基因可能參與了對該品種綿羊的繁殖力調控。CCNB2是細胞周期蛋白家族的一個成員，在細胞周期調控中起著重要作用[7]。Wang等[8]研究表明，在繁殖性狀上，CCNB2能影響卵母細胞的發(fā)育;Mourot等[9]研究表明，CCNB2與牛卵母細胞的發(fā)育能力顯著相關，推測該基因可能通過參與卵母細胞的發(fā)育調控綿羊的繁殖力。類固醇5α還原酶（SRD5A）包括1型和2型5α還原酶，催化睪酮生成二氫睪酮，在性別分化和雄激素介導的生理過程中起重要作用，在篩選單羔和多羔的安徽白山羊（AWG）卵巢差異表達基因的基礎上，確定了SRD5A2基因是單羔和多羔AWG中差異表達最顯著的基因，表明這個基因可能與山羊高繁殖力有關[10]。肝素結合性表皮生長因子（HBEGF）是最早發(fā)現(xiàn)的胚泡著床的分子介質之一，它在子宮內膜和植入滋養(yǎng)層細胞之間傳遞信號，以同步它們相應的發(fā)育進程。Jessmon等[11]認為該基因可以促進人和小鼠胚胎著床，有望在整個妊娠過程中作為生存因素發(fā)揮重要作用。成纖維細胞生長因子（FGF）對于促性腺激素釋放激素（GnRH）系統(tǒng)的發(fā)育至關重要[12]，已有研究表明人類和嚙齒動物都依賴FGF受體1（FGFR1）和FGF8來支持GnRH神經(jīng)元的發(fā)育[13–15]，而GnRH水平的增加激活了下丘腦-垂體-性腺（HPG）軸，啟動了雌激素依賴性變化，如陰道開放（VO）和發(fā)情周期的開始[16]。GRIA2是谷氨酸AMPA受體的一種亞型，也是中樞神經(jīng)系統(tǒng)中最豐富的谷氨酸受體[17]。Vastagh等[18]研究發(fā)現(xiàn)，GRIA2基因參與調節(jié)促性腺激素釋放激素（GnRH）的谷氨酸能途徑，這是隨后的激素級聯(lián)反應誘發(fā)小鼠排卵的已知先決條件。鐵蛋白重鏈多肽1 （FTH1）為鐵蛋白復合物，編碼鐵蛋白重鏈亞基[19]。楊宏星[20]通過對豬卵泡腔形成的分子篩選研究發(fā)現(xiàn)，F(xiàn)TH1基因可能與卵泡囊腔的形成密切相關。

目前關于以上7個基因在小尾寒羊性腺軸相關組織中的表達分析尚未見報道。筆者以FecB BB型（突變型）和++型（野生型）卵泡期的小尾寒羊為研究對象，通過實時熒光定量PCR技術檢測CLSTN2、CCNB2、SRD5A2、HBEGF、FGFR1、GRIA2和FTH1基因在綿羊性腺軸上相關組織中的表達量差異，旨在為進一步研究這7個基因對綿羊多羔性狀的影響提供理論依據(jù)，為闡明綿羊高繁殖力機理提供參考。

1 材料與方法

1.1 試驗動物和組織樣的采集 所有試驗用羊均于2017年10月飼養(yǎng)于天津市畜牧獸醫(yī)研究所試驗羊場。選取2～3周歲經(jīng)產(chǎn)且健康狀況良好的小尾寒羊母羊6只[FecB BB型（突變型）和++型（野生型）卵泡期各3只]，所有試驗羊的飼糧水平和飼養(yǎng)環(huán)境均相同。2017年11月進行屠宰試驗，取其大腦、小腦、下丘腦、垂體、子宮、卵巢、輸卵管等組織，取樣后迅速裝入1.8 mL RNase-Free凍存管中（最大樣品量為凍存管體積的67%）。所有羊的組織樣品采集均在30 min內完成，樣品采完后迅速放入液氮中冷凍保存，然后置于干冰中帶回實驗室，放入-80? ℃冰箱中冷凍保存，備用。

1.2 RNA的提取及質量檢測 將采集的小尾寒羊性腺軸7種相關組織在液氮中進行研磨，然后用Trizol試劑（Invitrogen，美國）進行裂解，并根據(jù)動物組織總RNA提取試劑盒（天根，北京）的說明書進行總RNA的提取，最后用1.0%瓊脂糖凝膠電泳和Nanodrop 2000檢測提取RNA的質量和濃度。經(jīng)檢驗合格的組織總RNA置于-80 ℃下保存?zhèn)溆谩?/p>

1.3 cDNA合成 用TaKaRa公司的反轉錄試劑盒反轉錄合成cDNA，反轉錄體系（總體積為20 μL）如下：5×PrimeScript Buffer 4.0 μL，PrimeScript RT Enzyme MixⅠ 1.0 μL，Oligo dT Primer 1.0 μL，Random 6 mers 1.0 μL，RNA 1.0 μg，用RNase-Free ddH2O補至20 μL。反轉錄反應條件如下：37 ℃ 15 min，85 ℃ 5 s，以獲得cDNA第一鏈，試驗操作全程在冰上進行，對反轉錄獲得的cDNA進行5倍稀釋，用持家基因RPL-19進行PCR檢測，將符合標準的cDNA置于-20 ℃下保存，以用于檢測目的基因的表達[2]。

1.4 熒光定量PCR引物設計 根據(jù)GenBank數(shù)據(jù)庫提供的綿羊CLSTN2、CCNB2、SRD5A2、HBEGF、FGFR1、GRIA2、FTH1和RPL-19基因序列（登錄號分別為XM_027963951.1、XM_004010560.4、XM_027966967.1、XM_004008863.4、XM_027962633.1、XM_004017287.4、NM_001009786.2）信息，用Primer Premier 5.0軟件進行引物設計，其中RPL-19作為持家基因。引物由北京天一輝遠生物科技有限公司合成。各引物濃度均為10 μmol/L，其他詳細信息見表1。

1.5 實時熒光定量PCR 實時熒光定量PCR檢測使用Roche Light Cycler480Ⅱ 型熒光定量PCR儀進行。以RPL-19基因為持家基因，每個樣品重復檢測3次。反應體系（總體積為20 μL）如下：SYBR Premix Ex Taq Ⅱ 10.0 μL，上、下游引物各0.8 μL，cDNA 模板2.0? μL，RNase-Free ddH2O 6.4 μL。PCR反應程序如下：95 ℃ 預變性5 s，95 ℃變性10 s，60 ℃ 30 s，45個循環(huán);反應結束后，對熔解曲線進行分析。

1.6 標準曲線的建立 將cDNA樣本稀釋5倍，然后進行2倍梯度稀釋后獲得5個濃度梯度（1、1/2、1/4、1/8、1/16）的cDNA樣品。以這些cDNA為模板，對目的基因和持家基因進行熒光定量PCR，以濃度梯度的對數(shù)值（以10為底數(shù)）為橫坐標，以檢測所得Ct值為縱坐標，繪制目的基因和持家基因的標準曲線[2]。

1.7 數(shù)據(jù)統(tǒng)計與分析 采用2-ΔΔCt法計算目的基因的相對表達量，數(shù)據(jù)差異顯著性用SPSS 19.0軟件進行統(tǒng)計與分析，組間比較用單因素方差分析（One-Way ANOVA），用最小顯著差異法（LSD）進行多重比較，P<0.05表示差異顯著，P<0.01表示差異極顯著。

2 結果與分析

2.1 總RNA的提取 提取后的總RNA用1%瓊脂糖凝膠電泳進行檢測，結果發(fā)現(xiàn)28S條帶明顯比18S條帶更亮，條帶完整性較好，表明該RNA質量合格，可用于后續(xù)試驗。

2.2? CLSTN2、CCNB2、SRD5A2、HBEGF、FGFR1、GRIA2和FTH1組織表達分析

2.2.1 CLSTN2組織表達分析。實時熒光定量PCR結果表明，CLSTN2基因在BB型小尾寒羊大腦中的相對表達量最高，其在++型和BB型小尾寒羊子宮中低表達。CLSTN2基因在++型小尾寒羊卵巢中的表達量顯著高于BB型小尾寒羊（P<0.05） （圖1）。

2.2.6 GRIA2組織表達分析。GRIA2基因在++型和BB型小尾寒羊大腦中的相對表達量最高，在++型和BB型小尾寒羊卵巢、子宮、輸卵管中的相對表達量較低。GRIA2基因在++型和BB型小尾寒羊性腺軸各組織中的表達差異均不顯著（圖6）。

2.2.7 FTH1組織表達分析。FTH1基因在++型小尾寒羊下丘腦中的相對表達量最高，在++型和BB型小尾寒羊垂體、子宮、卵巢、輸卵管中的相對表達量較低。FTH1基因在++型小尾寒羊子宮中的相對表達量極顯著高于BB型小尾寒羊（P<0.01）（圖7）。

3 討論

卵巢、子宮等是動物最重要的繁殖器官，探究影響繁殖相關基因在這些組織中的表達差異可為闡明其產(chǎn)羔數(shù)和繁殖力提供理論基礎[21]。CLSTN2（Calsyntenin2），也被稱為alcadein-γ，是一種神經(jīng)細胞表面突觸蛋白。研究發(fā)現(xiàn)，在未成熟的大鼠子宮中，當17β-雌二醇（E2）水平在發(fā)情周期中升高時CLSTN2基因在卵泡期的表達量有所增加[22]。該試驗中CLSTN2在BB型小尾寒羊大腦中的相對表達量最高，與++型小尾寒羊相比差異不顯著（P>0.05）。Hernndez-montiel等[6]通過染色體全基因組關聯(lián)分析、性狀和與繁殖力相關的生物學通路來鑒定SNPs，結果發(fā)現(xiàn)CLSTN2基因s09883.1處的突變在佩利布伊綿羊中表現(xiàn)出非季節(jié)性繁殖的特點，而在該試驗中CLSTN2基因在++型小尾寒羊卵巢組織中的相對表達量顯著高于BB型小尾寒羊（P<0.05），推測該基因可能對FecB基因型小尾寒羊的產(chǎn)羔性狀有一定的負調控作用，而這種差異可能是由于物種不同所致。CCNB2是一種細胞周期蛋白，它可以在減數(shù)分裂調節(jié)中發(fā)揮作用[23]。Daldello等[24]研究了CCNB2基因在小鼠卵母細胞減數(shù)分裂過程中的作用，結果發(fā)現(xiàn)缺乏CCNB2的卵母細胞成熟受到影響，導致了這些小鼠的不育，因此CCNB2在小鼠卵母細胞減數(shù)分裂過程中起著重要作用。Wang等[8]研究發(fā)現(xiàn)，在生殖性狀上CCNB2能影響卵母細胞的發(fā)育。該試驗中CCNB2基因在++型和BB型小尾寒羊卵巢中的相對表達量較高，其在++型小尾寒羊卵巢中的相對表達量略高于BB型小尾寒羊，二者差異不顯著（P>0.05），推測該基因可能對小尾寒羊多羔性狀的影響并不明顯。SRD5A2基因編碼生成5-α還原酶 其生物學功能是特異性催化睪酮轉化為雙氫睪酮[25]。Lian等[26]采用高通量RNA測序技術，篩選出高繁殖力和低繁殖力山羊卵巢中差異表達的長非編碼RNA（LncRNAs）和mRNAs，KEGG通路分析表明差異表達的SRD5A2顯著富集于類固醇激素的生物合成途徑，而該途徑與動物繁殖有關。Ling等[10]研究發(fā)現(xiàn)，SRD5A2在安徽白山羊和波爾山羊的卵巢中均有表達，但在心臟、肺臟、子宮和小腸中幾乎沒有表達，且SRD5A2基因是單產(chǎn)和多產(chǎn)安徽白山羊中差異表達最顯著的基因，據(jù)此推測該基因可能與山羊的繁殖力有關。該試驗中SR5AD2在BB型小尾寒羊卵巢中的相對表達量高于++型小尾寒羊，且二者差異顯著（P<0.05），推測該基因對FecB基因型小尾寒羊單羔、多羔繁殖性狀具有一定的正向調控作用。肝素結合性表皮生長因子（heparin binding EGF like growth factor，HBEGF）是表皮生長因子家族中的一員[27]，HBEGF基因參與了卵泡的發(fā)育。研究發(fā)現(xiàn)，大小卵泡中均有sHB-EGF和proHB-EGF的表達，但小卵泡中二者的比值明顯高于大卵泡[28]。潘伯臣等[29]研究發(fā)現(xiàn)女性不孕患者在接受體外授精-胚胎移植過程中取得的黃素化顆粒細胞在體外培養(yǎng)條件下表達 HBEGF，說明 HBEGF 基因在卵泡發(fā)育及分化中發(fā)揮了一定的作用。該研究中HBEGF在BB型小尾寒羊小腦中的相對表達量最高，而在++型和BB型小尾寒羊垂體、卵巢、子宮中的相對表達量較低，推測該基因可能對小尾寒羊多羔性狀的影響不大。

FGF信號在胎盤發(fā)育過程中起著重要作用，是滋養(yǎng)層干細胞（TSCs）從滋養(yǎng)外胚層分化所必需的[30]，而成纖維細胞生長因子（FGFs）通過4種成纖維細胞生長因子受體酪氨酸激酶（FGFR1-FGFR4）傳遞信號，并參與許多信號通路，包括ERK1/2、PLC和PI3K[31]。成纖維細胞生長因子（FGF）對于促性腺激素釋放激素（GnRH）系統(tǒng)的發(fā)育至關重要[13-15]。Tata等[12]研究發(fā)現(xiàn)，相比于具有可見的、更有害的生殖缺陷的復合胚體，F(xiàn)GF8缺失型或FGFR1缺失型小鼠在第一個發(fā)情期僅表現(xiàn)出輕微延遲，并在第一個發(fā)情期后開始正常的周期，這表明GnRH神經(jīng)元30%～40%的減少主要影響第一個發(fā)情周期的啟動，但不影響其開始后的周期性。這與許多研究結果相一致，即只需要少數(shù)促性腺激素釋放激素神經(jīng)元來支持女性的青春期和持續(xù)生育能力[32-34]。據(jù)此推測FGF信號缺陷可能在不同程度上改變了雌性的發(fā)情周期和生育能力[12]。該試驗中FGFR1基因在BB型小尾寒羊小腦中的相對表達量最高，且在++型小尾寒羊子宮中的相對表達量顯著高于BB型小尾寒羊（P<0.05），推測FGFR1可能對小尾寒羊的產(chǎn)羔性狀具有負調節(jié)的作用。GRIA2是谷氨酸AMPA受體的一種亞型，GRIA2亞基在控制異構體AMPAR通道的電流-電壓關系和Ca2+滲透性等方面發(fā)揮著主導作用[35]。Wenthold 等[36]的免疫沉淀研究表明，與GRIA1或GRIA3相關的含有GRIA2的復合物是成人海馬體中存在的主要AMPAR群體。Vastagh等[18]研究了神經(jīng)遞質信號轉導相關基因mRNA表達的變化，發(fā)現(xiàn)谷氨酸能（GRIA1、GRIA2）等基因中的差異最為明顯，這也導致了受體下游的G蛋白、腺苷酸環(huán)化酶和某些轉運蛋白（SLC1A4、SLC17A6、SLC6A17）的基因表達也發(fā)生了變化。在卵巢周期的發(fā)情前期和發(fā)情后期，GnRH神經(jīng)元神經(jīng)遞質信號轉導相關基因表達的顯著差異表明，這些神經(jīng)遞質系統(tǒng)對排卵前GnRH峰的誘導有不同的貢獻，而排卵前GnRH峰是隨后激素級聯(lián)誘導排卵的已知前提。該試驗中GRIA2基因在++型和BB型小尾寒羊的大腦中的相對表達量較高，推測該基因可能參與GnRH的分泌，從而促進小尾寒羊的排卵，進而調節(jié)繁殖活動，但該基因在2種基因型小尾寒羊性腺軸各組織中的表達差異并不顯著（P>0.05），推測其對FecB基因型小尾寒羊的多羔性狀無顯著影響。鐵蛋白重鏈多肽（FTH1）為鐵蛋白復合物，它除了調節(jié)鐵代謝外，還參與細胞增殖和胚胎發(fā)育，對動物的生長和繁殖產(chǎn)生影響。王麗等[19]研究表明FTH1基因g.163-5G>A 位點的突變與湖羊產(chǎn)羔數(shù)顯著相關，推測FTH1基因可作為影響綿羊繁殖力的候選基因。Feng等[37]通過抑制性消減雜交技術篩選出與濟寧青山羊多胎性有關的基因FTH 且該基因在成年濟寧青山羊下丘腦組織中高表達，與該研究結果相一致，但該基因在++型和BB型小尾寒羊中的表達差異并不顯著，此外FTH1基因在++型小尾寒羊子宮中的相對表達量極顯著高于BB型小尾寒羊（P<0.01），在BB型小尾寒羊卵巢中的相對表達量高于++型小尾寒羊，但二者差異不顯著，這可能是由于物種不同所造成的，因此推測該基因對FecB基因型小尾寒羊的多羔性狀具有一定的影響。

4 結論

CLSTN2基因在++型小尾寒羊卵巢中的相對表達量顯著高于BB型小尾寒羊（P<0.05），F(xiàn)GFR1基因在++型小尾寒羊子宮中的相對表達量顯著高于BB型小尾寒羊（P<0.05），推測這些基因可能對小尾寒羊的多羔性狀具有負調節(jié)的作用;SRD5A2基因在BB型小尾寒羊卵巢中的相對表達量顯著高于++型小尾寒羊（P<0.05），推測該基因可能對綿羊的多羔性狀具有一定的正向調節(jié)作用;FTH1基因在++型小尾寒羊子宮中的相對表達量極顯著高于BB型小尾寒羊（P<0.01），而有關該基因對綿羊繁殖力的影響則有待進一步探究。該研究結果可為闡明綿羊高繁殖力的分子機制提供一定參考。

參考文獻

[1]

張興國，徐相亭，寇鑫.寒細雜交肉羊高繁殖力基因研究[J].中國動物保健，2017，19（9）：90-91.

[2] 寸靜宇，劉秋月，王翔宇，等.小尾寒羊FSHβ和LHβ基因在生殖軸的表達研究[J].中國畜牧雜志，2019，55（1）：37-41.

[3] MULSANT P，LECERF F，F(xiàn)ABRE S，et al.Mutation in bone morphogenetic protein receptor-IB is associated with increased ovulation rate in Booroola Mérino ewes[J].Proceedings of the national academy of sciences of the United States of America，200 98（9）：5104-5109.

[4] WILSON T，WU X Y，JUENGEL J L，et al.Highly prolific Booroola sheep have a mutation in the intracellular kinase domain of bone morphogenetic protein IB receptor （ALK-6） that is expressed in both oocytes and granulosa cells[J].Biology of reproduction，200 64（4）：1225-1235.

[5] 程柯，田青，曾燕.Calsyntenins家族在學習記憶和阿爾茨海默病發(fā)病中的作用研究[J].生命科學，2017，29（2）：131-137.

[6] HERNNDEZ-MONTIEL W，MART NEZ-NU′ EZ M A，RAMN-UGALDE J P，et al.Genome-wide association study reveals candidate genes for litter size traits in pelibuey sheep[J].Animals，2020，10（3）：1-17.

[7] 袁藝標，吳曉燕，程獻，等.轉錄因子MKL1通過激活CCNB2轉錄促進肺癌轉移[J].南京醫(yī)科大學學報（自然科學版），2016，36（12）：1422-1425，1509.

[8] WANG H H，ZHANG L，CAO J X，et al.Genome-wide specific selection in three domestic sheep breeds[J].PLoS One，2015，10（6）：1-21.

[9] MOUROT M，DUFORT I，GRAVEL C，et al.The influence of follicle size，F(xiàn)SH-enriched maturation medium，and early cleavage on bovine oocyte maternal mRNA levels[J].Molecular reproduction and development，2006，73（11）：1367-1379.

[10] LING Y H，QUAN Q，XIANG H，et al.Expression profiles of differentially expressed genes affecting fecundity in goat ovarian tissues[J].Genetics and molecular research，2015，14（4）：18743-18752.

[11] JESSMON P，LEACH R E，ARMANT D R.Diverse functions of HBEGF during pregnancy[J].Genetics and molecular research，2009，76（12）：1116-1127.

[12] TATA B K，CHUNG W C J，BROOKS L R，et al.Fibroblast growth factor signaling deficiencies impact female reproduction and kisspeptin neurons in mice[J].Biology of reproduction，201 86（4）：1-7.

[13] CHUNG W C J，MOYLE S S，TSAI P S.Fibroblast growth factor 8 signaling through fibroblast growth factor receptor 1 is required for the emergence of gonadotropin-releasing hormone neurons[J].Endocrinology，2008，149（10）：4997-5003.

[14] DOD C，LEVILLIERS J，DUPONT J M，et al.Loss-of-function mutations in FGFR1 cause autosomal dominant Kallmann syndrome[J].Nature genetics，2003，33（4）：463-465.

[15] FALARDEAU J，CHUNG W C J，BEENKEN A，et al.Decreased FGF8 signaling causes deficiency of gonadotropin-releasing hormone in humans and mice[J].Journal of clinical investigation， 2008，118（8）：2822-2831.

[16] MILLAR R P，ROSEWEIR A K，TELLO J A，et al.Kisspeptin antagonists：Unraveling the role of kisspeptin in reproductive physiology[J].Brain research，2010，1364：81-89.

[17] ZHANG K，WANG Q Z，JING X X，et al.miR-181a is a negative regulator of GRIA2 in methamphetamine-use disorder[J].Scientific reports，2016，6：1-6.

[18] VASTAGH C，RODOLOSSE A，SOLYMOSI N，et al.Altered expression of genes encoding neurotransmitter receptors in GnRH neurons of proestrous mice[J].Frontiers in cellular neuroscience，2016，10：1-16.

[19] 王麗，李萬宏，李發(fā)弟，等.FTH1基因多態(tài)性與湖羊和小尾寒羊產(chǎn)羔數(shù)的關聯(lián)分析[J].基因組學與應用生物學，2020，39（4）：1529-1534.

[20] 楊宏星.豬腔前卵泡體外培養(yǎng)體系優(yōu)化及參與卵泡腔形成的分子篩選[D].合肥：安徽農(nóng)業(yè)大學，2015.

[21] 張壯彪，狄冉，劉秋月，等.5個基因在小尾寒羊和蘇尼特羊性腺軸相關組織中表達分析[J].中國農(nóng)業(yè)科學，2018，51（24）：4710-4719.

[22] HONG E J，PARK S H，CHOI K C，et al.Identification of estrogen-regulated genes by microarray analysis of the uterus of immature rats exposed to endocrine disrupting chemicals[J].Reproductive biology and endocrinology，2006，4：1-12.

[23] LI J，QIAN W P，SUN Q Y.Cyclins regulating oocyte meiotic cell cycle progression[J].Biology of reproduction，2019，101（5）：878-881.

[24] DALDELLO E M，LUONG X G，YANG C R，et al.Cyclin B2 is required for progression through meiosis in mouse oocytes[J].Development，2019，146（8）：1-12.

[25] THAREJA S.Steroidal 5α-reductase inhibitors：A comparative 3D-QSAR study review[J].Chemical reviews，2015，115（8）：2883-2894.

[26] LIAN Z Q，ZOU X，HAN Y R，et al.Role of mRNAs and long non-coding RNAs in regulating the litter size trait in Chuanzhong black goats[J].Reproduction in domestic animals，2020，55（4）：486-495.

[27] 李明楊.豬HBEGF、KPNA7、FOXA2和PTGS2基因SNPs檢測及其與繁殖性狀的關聯(lián)分析[D].武漢：華中農(nóng)業(yè)大學，2018.

[28] 潘伯臣，馮翼飛，葉瑩心.卵泡中肝素結合表皮生長因子樣生長因子的表達及其與卵泡發(fā)育的關系[J].中國醫(yī)科大學學報，201 41（11）：1034-1036，1049.

[29] 潘伯臣，葉瑩心，王秀霞，等.肝素結合表皮生長因子在人黃素化顆粒細胞中的表達[J].中國醫(yī)科大學學報，2007，36（5）：594-597.

[30] TANAKA S，KUNATH T，HADJANTONAKIS A K，et al.Promotion of trophoblast stem cell proliferation by FGF4[J].Science，1998，282（5396）：2072-2075.

[31] BREWER J R，MAZOT P，SORIANO P.Genetic insights into the mechanisms of Fgf signaling[J].Genes development，2016，30（7）：751-771.

[32] GIBSON M J，CHARLTON H M，PERLOW M J，et al.Preoptic area brain grafts in hypogonadal （hpg） female mice abolish effects of congenital hypothalamic gonadotropin-releasing hormone （GnRH） deficiency[J].Endocrinology，1984，114（5）：1938-1940.

[33] GIBSON M J，KRIEGER D T，CHARLTON H M，et al.Mating and pregnancy can occur in genetically hypogonadal mice with preoptic area brain grafts[J].Science，1984，225（4665）：949-951.

[34] HERBISON A E，PORTEOUS R，PAPE J R，et al.Gonadotropin-releasing hormone neuron requirements for puberty，ovulation，and fertility[J].Endocrinology，2008，149（2）：597-604.

[35] SOMMER B，KHLER M，SPRENGEL R，et al.RNA editing in brain controls a determinant of ion flow in glutamate-gated channels[J].Cell，199 67（1）：11-19.

[36] WENTHOLD R J，PETRALIA R S，BLAHOS J Ⅱ，et al.Evidence for multiple AMPA receptor complexes in hippocampal CA1/CA2 neurons[J].The journal of neuroscience，1996，16（6）：1982-1989.

[37] FENG T，CAO G L，CHU M X，et al.Identification and verification of differentially expressed genes in the caprine hypothalamic-pituitary-gonadal axis that are associated with litter size[J].Molecular reproduction and development，2015，82（2）：132-138.