孫瑋璇，田金虎，陳健樂，陳士國，劉東紅，葉興乾*

（1浙江大學生物系統(tǒng)工程與食品科學學院 馥莉食品研究院 浙江省農產品加工技術研究重點實驗室智能食品加工技術與裝備國家地方聯(lián)合工程實驗室 浙江省食品加工技術與裝備工程實驗室 杭州 310058 2浙江大學寧波研究院 浙江寧波 315100）

薯渣是馬鈴薯淀粉加工中產生的廢棄物，每生產1 t 馬鈴薯淀粉約產生0.75 t 的薯渣[1]。目前主要有2 種馬鈴薯渣處理途徑：一種是用作動物飼料[2]，操作簡單且技術含量低，然而，薯渣中粗纖維含量較高，蛋白質含量偏低，導致薯渣飼料適口性較差，熱量較低，且存在易腐敗，脫水能耗高等問題，制約了薯渣飼料的開發(fā)[3]。另一種是將薯渣直接廢棄、露天堆放或做掩埋處理，該方法不僅造成資源的極大浪費，還帶來嚴重的環(huán)境污染[3]。有學者研究發(fā)現(xiàn)馬鈴薯渣中含有豐富的細胞壁多糖（70%），其中果膠占主要部分（56%）[2]，因此從馬鈴薯渣中提取果膠多糖，成為一種潛在的提高馬鈴薯渣附加值的有效手段。

傳統(tǒng)果膠多糖（柑橘、蘋果來源）以均聚半乳糖醛酸聚糖結構（HG）為主，主要由α-（1，4）鏈接的半乳糖醛酸（GalA）構成。依據GalA 殘基中甲酯化修飾程度不同，果膠多糖可分為高甲氧基果膠（HMP，DM>50%） 和低甲氧基果膠（LMP，DM<50%）[4]。不同于傳統(tǒng)柑橘來源果膠多糖，馬鈴薯果膠多糖中HG 結構占比較少，主要為鼠李半乳糖醛酸聚糖I（RG-I）結構（75%）[2]，RG-I 主鏈以半乳糖醛酸（GalA）和鼠李糖（Rha）由α-（1，4）和α-（1，2）糖苷鍵交替鏈接而成，主鏈上20%～80%的鼠李糖殘基在其O-4 處存在中性糖鏈側鏈分支（半乳聚糖、阿拉伯聚糖、阿拉伯半乳聚糖）[5]。一般認為，較少的HG 結構和高度分支的RG-I 結構使得馬鈴薯果膠多糖的凝膠能力較弱，這限制了馬鈴薯果膠的商業(yè)應用[6]。然而，近年來研究人員發(fā)現(xiàn)富含RG-I 結構的果膠多糖具有較高的健康功能活性（抗癌，抗增生，腸道益生性等）[7]，因此，富含RG-I 結構的馬鈴薯果膠多糖作為一種功能性多糖而備受關注。RG-I 型果膠多糖的腸道益生活性主要歸因于其半乳糖含量豐富[8]。體外研究發(fā)現(xiàn)，果膠多糖末端β-半乳糖含量越多，腸道益生菌生長速率越高[9]。另外，RG-I 型果膠多糖降解后的低分子質量多糖和寡聚糖比原果膠更能促進腸道雙歧桿菌的生長[10-11]。通常認為RG-I 型果膠多糖的抗癌、抗增生等生理活性與其β-半乳糖和半乳糖凝集素-3 的結合有關[12]，而也有研究證明保留適當?shù)腍G 片段會通過其它機理抑制癌細胞增殖[13]?；瘜W組成和分子質量決定果膠多糖的功能活性，此外，酯化取代等修飾也可能影響某些保健功效的發(fā)揮[14-16]。

由于果膠多糖的結構易受提取條件的影響，因此了解不同提取方式下果膠多糖結構組成差異，就能從提取開始有針對性地篩選提取條件，從而直接或經簡單改性得到特定活性較高的果膠多糖組分。堿法和酶法常用來提取富含RG-I 結構域的果膠多糖。在堿法提取中，果膠多糖的HG 結構會通過β-消除作用被水解，使得富含中性糖的RG-I 結構占比更高[17]。而在酶法提取中，多聚半乳糖醛酸水解酶可以酶解GalA 殘基之間的α-（1，4）糖苷鍵，從而降解HG 結構[18]，并在較為溫和的條件下制備富含RG-I 結構域的果膠多糖。不同于上述兩種方法的酸法提取會造成RG-I 上中性糖側鏈的降解，而HG 結構中GalA 上的酯化基團則會得到較好的保留[4]。工業(yè)上，為了保證商品果膠的凝膠特性，也多選擇酸性條件提取。

目前酸法、堿法和酶法提取馬鈴薯果膠多糖的研究雖然較多[2，4，18]，但是有關不同提取方式制備的果膠多糖在結構及性質上的差異還未見報道。本文以馬鈴薯渣為原料，采用酸提、堿提、酶提3 種方法提取馬鈴薯渣果膠多糖，比較不同提取方法的果膠得率及單糖組成差異，通過傅里葉紅外光譜（FTIR）和核磁共振氫譜（1HNMR）判斷果膠多糖的甲酯化和乙酰化程度，采用激光光散射法測定馬鈴薯渣果膠多糖的分子質量以及鏈形態(tài)。以期為后續(xù)馬鈴薯渣的資源化利用提供理論依據。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

馬鈴薯渣，寧夏佳利源薯業(yè)有限公司。耐高溫α-淀粉酶（來自黑曲霉Aspergillus niger，酶活力≥2 100 U/g）、淀粉轉葡糖苷酶（來自黑曲霉，酶活力≥260 U/mL）、多聚半乳糖醛酸水解酶（來自黑曲霉，酶活力為2.5 U/μL），美國Sigma-Aldrich有限公司；K-TSTA 總淀粉檢測試劑盒，愛爾蘭Megazyme 公司；單糖標準品：甘露糖（Man）、巖藻糖（Fuc）、鼠李糖（Rha）、阿拉伯糖（Ara）、半乳糖（Gal）、木糖（Xyl）、葡萄糖（Glc）、半乳糖醛酸（GalA），上海阿拉丁生化科技股份有限公司。其它試劑均為分析純級，國藥集團化學試劑有限公司。

1.2 儀器與設備

Waters e2695 高效液相色譜（HPLC）、2489 UV/Vis 檢測器，美國 Waters 公司；DAWN HELEOS II 多角度激光光散射儀（MALLS）、RID-20A 示差檢測器、LC-20 高效液相色譜儀、UV-2600 紫外可見分光光度計，日本Shimadzu 儀器有限公司；SB-805 HQ 凝膠色譜柱、SB-806 HQ 凝膠色譜柱，日本Shodex 電工科學儀器有限公司；Zorbax Eclipse XDB-C18柱，美國Agilent 科技有限公司；AVA TAR370 傅里葉紅外變換光譜儀，美國Nicolet 公司；Avance Ⅲ600 MHz 核磁共振波譜儀，德國Bruker 公司。

1.3 方法

1.3.1 馬鈴薯渣原料中淀粉的去除 參考Khodaei 和Karboune[2]的方法。將干燥馬鈴薯渣粉碎過60 目篩，精確稱取10 g，按照1∶15 的料液比混入磷酸鹽緩沖液中（預熱至95 ℃，pH 6.5），保持5 min。待溫度降至85 ℃時，加入1 mL 耐高溫α-淀粉酶，保持15 min。再加入300 mL 磷酸鹽緩沖液（pH 6.5），待溫度降至45 ℃時，加入1 mL 淀粉轉葡萄糖苷酶，150 r/min 磁力攪拌下保持16 h。過濾并將濾渣用去離子水洗滌2 遍，然后將濾渣在50℃烘箱中干燥24 h。粉碎過60 目篩得到去除淀粉的馬鈴薯渣后，用K-TSTA 總淀粉檢測試劑盒測殘余淀粉含量。

1.3.2 馬鈴薯渣中果膠的提取

1）酸法提取 按照Yang 等[4]的方法，稱取5 g 除淀粉薯渣，按照1∶15 的料液比投入去離子水中，用10%的檸檬酸，將溶液pH 值調節(jié)至2.0。80℃下250 r/min 磁力攪拌3 h，冷卻至室溫（25 ℃）后，用G3 砂芯漏斗過濾得到清液，加入4 倍體積的無水乙醇在4 ℃下醇沉12 h 后，6 000 r/min 離心得醇不溶物，將不溶物用無水乙醇洗滌3 次后，重新溶于去離子水中，真空凍干后得到酸法提取的馬鈴薯渣果膠多糖（Potato pulp pectic polysaccharide extracted by citric acid，CPP）。

2）堿法提取 稱取5 g 除淀粉薯渣，按照1∶15 的料液比投入到0.5 mol/L 的氫氧化鈉溶液中，80 ℃下250 r/min 磁力攪拌3 h。參考酸法提取過程中的過濾、醇沉、洗滌等操作，經凍干后得到堿法提取的馬鈴薯渣果膠多糖（Potato pulp pectic polysaccharide extracted by base，BPP）。

3）酶法提取 參考?bro 等[18]的方法，稱取0.5 g 除淀粉薯渣，按質量分數(shù)0.125%投入到200 mL 0.2 mol/L 的碳酸鈉溶液中，4 ℃靜置24 h 后，用0.1 mol/L 的醋酸鈉溶液將溶液pH 值調至4，加入100 μL 多聚半乳糖醛酸水解酶，45 ℃水解20 h。經過與（1）、（2）中相同的過濾、醇沉、洗滌等步驟后，凍干得到酶法提取的馬鈴薯渣果膠多糖（Potato pulp pectic polysaccharide extracted by enzyme，EPP）。

1.3.3 單糖組成的測定 將上述酸、堿、酶提果膠多糖分別經衍生后，采用高效液相色譜（HPLC）測定其單糖組成[19]。具體衍生及測定方法如下：精確稱取3 mg 樣品于安瓿瓶中，加入2 mL 三氟乙酸（2 mol/L）使其充分溶解，110 ℃水解8 h 后氮氣吹干。將吹干的水解物重新溶解于0.3 mol/L 的氫氧化鈉溶液，并且加入450 μL 0.5 mol/L 的1-苯基-3-甲基-5-吡唑啉酮，在70 ℃條件下衍生30 min。衍生結束后，用0.3 mol/L 的鹽酸將體系pH值調至7.0，用氯仿重復萃取3 次（每次加1 mL 氯仿）。萃取后的上層水溶液過0.22 μm 水系濾膜，并轉移到進樣瓶中。每個樣品進樣量為10 μL，25 ℃下，通過XDB-C18 柱進行分離，并由2489 UV/Vis 紫外檢測器進行檢測。流動相A 相為15%乙腈的磷酸二氫鉀緩沖液（0.05 mol/L，pH 6.9）；B相為40%乙腈的磷酸二氫鉀緩沖液（0.05 mol/L，pH 6.9）。以1 mL/min 的洗脫速率進行梯度洗脫30 min，開始的10 min 內，B 相由0%線性變化到15%，之后的20 min 內由15%線性變化至25%。

1.3.4 分子質量的測定和果膠分子鏈構象的鑒定采用激光光散射的方法，將高效排阻色譜、激光光散射、示差檢測器和粘度計聯(lián)用（HPSECMALLS-RI-VISC）測出3 種馬鈴薯渣果膠多糖的分子質量，并且計算Mark-Houwink-Sakurada 方程以評估果膠多糖的鏈形態(tài)[20]。將3 mg 樣品溶解于1 mL 流動相（含0.002%疊氮化鈉的0.2 mol/L氯化鈉），過0.22 μm 水系濾膜待進樣，進樣量為25 μL，串聯(lián)SB-806 HQ 凝膠色譜柱和SB-804 HQ 凝膠色譜柱進行分離。25 ℃下由RID-20A 示差檢測器進行檢測。以0.5 mL/min 的速率洗脫50 min。折光率增量dn/dc 值為0.138 mL/g，分子質量以及其它相關數(shù)據由ASTRA 7.1.2 軟件進行收集和分析。

1.3.5 甲酯化度（DM）和乙?；龋―A）的測定根據Müller-Maatsch 等[21]的方法，采用1HNMR的圖譜計算。精確稱量果膠多糖樣品30 mg，充分溶解在含有0.4 mol/L 氫氧化鈉的重水中，室溫下放置2 h 后，3 000×g 離心10 min，取上清液，加入100 μL 2 mg/mL 的三甲基硅烷基丙酸（TSP）標品（以重水為溶劑），充分混合后過0.45 μm 水系濾膜，并轉移到核磁管中。采用Avance III 600 MHz核磁共振波譜儀進行掃描，每個樣品掃描64 次。甲醇、乙酸和TSP 內標的信號分別為：乙酸（AcOH），1.92 ppm；甲醇（MeOH），3.36 ppm；TSP，0 ppm。甲酯化度（DM）和乙?；龋―A）通過公式（1）～（3）計算：

式中，A——乙酸、甲醇或者TSP 在其信號處的峰面積；EW——相應物質的相對分子質量/信號內氫分子的個數(shù)；GalA%——半乳糖醛酸的質量分數(shù)，參照Blumenkrantz 和Asboe-Hansen[22]的糖醛酸測定方法，以GalA 為標準品測得。

1.3.6 傅里葉變換紅外光譜（FTIR） 參考支梓鑒等[23]的方法，稱取干燥的果膠多糖樣品1 mg，加入40 mg 溴化鉀研磨后壓片，在4 000～400 cm-1波長范圍，以4 cm-1的分辨率，用AVA TAR370 傅里葉紅外變換光譜儀進行掃描。

1.4 數(shù)據分析

測定結果用“平均值±標準差”表示。數(shù)據由IBM SPSS statistics 23 軟件進行分析，組間差異采用Tukey 事后檢驗確定，顯著性水平為P<0.05。

2 結果與分析

2.1 馬鈴薯渣果膠多糖的得率以及單糖組成

除淀粉后，測得馬鈴薯渣中殘余總淀粉含量<3.0%，采用酸提、堿提、酶提3 種方法從馬鈴薯渣中提取果膠多糖。不同方法下的得率如表1所示，堿提薯渣果膠多糖（BPP）得率最高為23.1%；其次為酸提薯渣果膠多糖（CPP），得率為11.7%；酶提薯渣果膠多糖（EPP）的得率最低為6.0%。單糖組成結果以摩爾比（mol%）的形式計算（表1），酸、堿、酶3 種提取方法得到的薯渣果膠多糖的單糖組成中，Gal 均占主要部分（41.0～49.6 mol%），說明馬鈴薯渣果膠多糖以半乳糖為主，此結果與之前報道的馬鈴薯渣果膠的單糖組成相符[2，4，18]。果膠多糖的HG 結構主要由GalA 構成，而RG-I結構的主鏈由Rha 和GalA 交替連接構成，因此Rha/GalA 的摩爾比值常用來反映RG-I 結構的多少[24]。以HG 結構為主的商品果膠Rha/GalA 值較低（0.017～0.027）[4]，而以RG-I 結構為主的果膠多糖Rha/GalA 值在0.05～1 之間，比值越接近1 則果膠多糖組分中RG-I 結構占比越多，HG 結構越少[24]。CPP、BPP 和EPP 的Rha/GalA 比值在0.26～0.81 之間，表明酸、堿、酶3 種方法提取的馬鈴薯渣果膠多糖都以RG-I 結構為主。其中，CPP 的Rha/GalA 值最小為0.26，說明酸性條件下果膠多糖中保留了較多的HG 結構。堿法提取過程中HG結構域因β-消除作用被大量水解[2]，導致HG 結構占比下降，因而BPP 的Rha/GalA 最高（0.81）。EPP 的Rha/GalA 值為0.42，低于BPP，說明酶法提取時仍有部分的HG 結構未被酶水解。?bro 等[18]研究發(fā)現(xiàn)，多聚半乳糖醛酸水解酶的催化水解能力與半乳糖醛酸聚糖的聚合度相關，當HG 結構中半乳糖醛酸聚糖聚合度小于4 時，酶解能力將顯著下降，由此推斷EPP 中的HG 鏈長可能較短。

表1 不同方法提取馬鈴薯渣果膠多糖的得率、單糖組成、甲酯化度和乙?；萒able 1 Yields，monosaccharide composition，DM and DA of different potato pulp pectic polysaccharides

Ara 和Gal 以中性糖側鏈（阿拉伯聚糖、半乳聚糖和阿拉伯半乳聚糖） 的形式存在于果膠多糖的RG-I 結構域中，二者在EPP 中含量均高于CPP 和BPP，這說明EPP 的中性糖側鏈最為豐富。因此相較于酸提和堿提，酶提取可能帶來更高的分支度。CPP 中Gal 含量與BPP 無顯著差異（P >0.05），而Ara 則低于BPP，這可能與阿拉伯聚糖更容易被酸降解有關[25]。

Glc 和Xyl 在3 種馬鈴薯渣果膠多糖中也有一定的占比，且相比于酸法和酶法，堿法提取的BPP 中二者含量更高。Glc 和Xyl 主要構成葡聚糖、木葡聚糖和木聚糖，是纖維素和半纖維素的主要成分。根據Zykwinska 等[17]的報道，馬鈴薯細胞壁中阿拉伯聚糖和半乳聚糖側鏈易與纖維素、半纖維素發(fā)生交聯(lián)，形成原果膠網絡[26]，堿性條件下原果膠網絡會松弛[27]，在提取果膠多糖的同時，纖維素、半纖維素多糖也會在堿性條件下溶出、保留，并隨之提取出[2]。因此堿性條件下提取的果膠多糖中會有較多的纖維素、半纖維素組分。中性糖Fuc 和Man 也屬于纖維素和半纖維素的組成成分，而在三者中含量都不多，且無顯著差異（P>0.05）。

2.2 傅里葉變換紅外光譜（FTIR）分析

3 種馬鈴薯渣果膠多糖的紅外光譜如圖1所示，3 410 cm-1處的寬吸收峰是由O-H 伸縮振動造成[28]，2 930～2 940 cm-1處的較弱吸收峰是由CH 伸縮振動造成[29]。1 720 cm-1和1 610 cm-1處的吸收峰分別由酯化羧基和游離羧基的伸縮振動造成[29]。1 720 cm-1處峰面積與1 610 cm-1峰面積比在一定程度上反映了果膠的酯化程度[30]。CPP 在1 720 cm-1處有較強的吸收峰，而BPP 中未見吸收峰，說明堿法提取后馬鈴薯渣果膠多糖中基本無酯化的羧基存在。酶法提取的EPP 在1 720 cm-1處有一個較弱的吸收峰，說明EPP 中有少部分GalA 的羧基被酯化。

圖1 不同馬鈴薯渣果膠多糖的傅里葉紅外光譜圖Fig.1 FTIR spectra of different potato pectic polysaccharides

1 200～900 cm-1之間是多糖的指紋區(qū)域，通常反映不同單糖組成以及它們之間的鏈接方式[31]。指紋區(qū)內各糖苷鍵的吸收峰之間存在重疊，從而導致具體的單糖組成和鏈接方式的差異很難通過圖譜闡明。1 154～1 150 cm-1處的吸收峰是由糖苷鍵C-O-C 的伸縮振動造成的[32]。在指紋區(qū)波段，BPP 于1 045 cm-1處有一明顯的吸收峰，而CPP和EPP 中并沒有表現(xiàn)，此峰可能是由于木糖、葡萄糖等中性單糖的C-O 形變振動形成的[33]，說明BPP 的中性糖組分中含有纖維素、半纖維素成分。

2.3 甲酯化度（DM）與乙酰化度（DA）計算

以TSP 為內標，通過1HMNR 積分峰面積計算出酸提、堿提和酶提果膠多糖的甲酯化度（DM）和乙?；龋―A）（表1）。3 種果膠的DM 遠低于50%，屬于低甲氧基果膠多糖的范疇[4]。其中BPP未檢出甲酯化，EPP 僅有少部分的GalA 中有甲酯化修飾，DM 為1.6%。而CPP 的甲酯化程度較高，DM 為7.5%。甲酯化主要發(fā)生在HG 結構中，堿性條件下HG 中GalA 上存在的甲氧基會因為皂化作用而水解，變成游離羧基[30]。因此，堿法提取中堿性條件和酶法提取前的弱堿條件會使得甲酯化程度大大下降。堿法提過程中的熱堿環(huán)境又將進一步通過β-消除作用降解HG 結構，使得甲氧基含量進一步減少[34]。

馬鈴薯渣果膠GalA 上的乙?；揎棾l(fā)生在HG 結構外，也大量的存在于RG-I 結構中[35]。3種馬鈴薯渣果膠的DA 均高于商品柑橘果膠多糖（1.4%～1.6%）[36]。其中，CPP 和EPP 的DA 值分別為13.6%和10.7%，均大于8%，屬于高乙?；z多糖的范疇[4]。BPP 的DA 值要小于CPP 和EPP，堿提過程中HG 結構的大量降解會造成乙?；臏p少[34]，因而BPP 中的乙?；揎椏赡芨嗟拇嬖谟赗G-I 結構中。

2.4 馬鈴薯渣果膠多糖的分子質量

酸、堿、酶3 種提取方法得到的薯渣果膠多糖的分子質量參數(shù)，包括重均分子質量（Mw）、數(shù)均分子質量（Mn）和分散度（Polydispersity，Mw/Mn），如表2所示。EPP 和BPP 分別有著最高（1 706.3 ku）和最低的Mw（520.1 ku），而CPP 的Mw 介于二者之間（752.3 ku）。結合單糖結果來看，EPP 中半乳聚糖、阿拉伯聚糖等中性糖側鏈含量最為豐富，較高的分支化程度使得其擁有較高的Mw。而相比于CPP，BPP 的中性糖側鏈雖然有較高的占比，但是HG 結構的大量降解和甲氧基、乙酰基的損失會造成Mw 的降低。前人關于甜菜果膠多糖提取的研究中也發(fā)現(xiàn)堿提甜菜果膠多糖的中性糖側鏈含量高于酸提，而分子質量較低[37-38]。

表2 不同馬鈴薯渣果膠多糖的平均分子質量和分散度Table 2 Average values of molecular weights and polydispersity of different potato pulp pectic polysaccharides

Mw/Mn 用來表示聚合物的分子量分散度（Polydispersity），理論上呈單分散的聚合物Mn/Mw 為1，而Mw/Mn 越高，表示分子質量分布越寬[4]。三者中，CPP 的Mw/Mn 最高為7.1；而BPP 和EPP的Mw/Mn 較小，分別為1.9 和1.8。在Yang 等[4]的研究中，不同種類的酸提取的馬鈴薯渣果膠多糖的Mw/Mn 介于5.2～8.0，與本試驗結果相近。根據Renard 等[25]的研究，中性糖之間的糖苷鍵易受到酸的裂解，因此酸提馬鈴薯渣果膠多糖中可能存在以中性糖為主的低分子質量果膠片段，從而造成較寬的分子質量分布。

2.5 馬鈴薯渣果膠多糖的分子鏈構象

HPSEC-MALLS-RI-VISC 體系可以計算馬鈴薯渣果膠多糖的分子質量與其特性黏度之間的關系，從而得出Mark-Houwink-Sakurada 方程（MHS，η=KMwα）（圖2）。方程中指數(shù)α 值可以用來推斷多糖分子鏈構象，0～0.3 時，為球狀鏈；0.5～0.8 時為無歸線團狀態(tài)；1.8～2.0 則代表半剛性或棒狀鏈[39]。測得CPP，BPP 和EPP 的Mark-Houwink-Sakurada 方程α 值分別為0.4529，0.6602，0.3385，這表明在0.2 mol/L 的氯化鈉流動相中，EPP 和CPP 的分子鏈形態(tài)介于球狀鏈和無規(guī)線團之間，而BPP 則為無序線團態(tài)。EPP 的α 值最小，鏈形態(tài)最接近于球狀構象，這可以歸因于其較高的分支程度，也與其較大的平均分子質量有關[40]。

圖2 不同馬鈴薯渣果膠多糖的Mark-Houwink-Sakurada 方程Fig.2 Mark-Houwink-Sakurada equations of different potato pulp pectic polysaccharides

3 結論

本研究采用酸、堿、酶法分別從馬鈴薯渣中提取果膠多糖，發(fā)現(xiàn)3 種方法提取的馬鈴薯渣果膠多糖均為低甲氧基的，以富含Gal 側鏈RG-I 結構為主的果膠多糖。然而不同提取方法對馬鈴薯渣果膠多糖得率、單糖組成、分子質量以及鏈形態(tài)均有影響。其中，堿提果膠多糖得率最高（23.1%）且擁有最高的RG-I 占比；酸提果膠多糖甲酯化度（7.5%）和乙酰化度（13.6%）最高；酶提果膠多糖擁有最高的分子質量（1706.3 ku），可以用于進一步的降解改性。受單糖組成、分子質量和分支程度的影響，三者在分子鏈形態(tài)上也存出一定差異。不同提取方法得到的馬鈴薯渣果膠多糖的功能性還需要進一步研究，進而建立提取方式、結構、功能性三者之間的聯(lián)系。