姜 坤，葉煥烽，葉秦軒，楊?；?/p>

（西北農(nóng)林科技大學(xué)食品科學(xué)與工程學(xué)院，陜西楊凌 712100）

原花色素（Proanthocyanidins，簡稱PACs），是人類膳食中最豐富充足的類黃酮物質(zhì)[1]，在植物中大量存在。PACs是由黃烷-3-醇亞基在C-C鍵共存情況下，與附加的C2-O-C7 或C2-O-C5 醚鍵連接或C4-C8（C4-C6）鍵連接的組成的多酚化合物，根據(jù)其酚羥基類型可分為原花青素、原飛燕草素與原天竺葵素等。PACs具有抗癌[2]、抗氧化、抗心血管疾病，抗糖尿并發(fā)癥[3?4]、抗菌[5]等多種生理活性。然而其在機體內(nèi)部的所產(chǎn)生的生理活性與生物可利用性受聚合度大小的影響，且不同聚合度的原花色素所發(fā)揮的生物活性功能也不同。PACs根據(jù)黃烷-3-醇的聚合程度可分為低聚體（聚合度≤4）和多聚體。近些年來研究表明，多聚體原花色素不可以被完整的形式吸收，只有低聚體形式如二聚體、三聚體可以完整的形式吸收且吸收率不到表兒茶素（單體）的10%[6]。同時多聚體原花色素過高的聚合度、較大分子量和多樣的空間結(jié)構(gòu)制約了其的研究，雖然在植物內(nèi)部中多聚體原花色素含量遠遠高于低聚體原花色素，但現(xiàn)在有關(guān)原花色素研究一般還是以低聚體為研究對象。

目前有關(guān)多聚原花色素的降解引起人們的注意，已有研究表明，降解后的多聚原花色素較降解前具有更好的活性功能[7]?，F(xiàn)有關(guān)于多聚原花色素降解的研究主要為亞硫酸降解[8]、催化氫解和微生物降解[9]等。上述降解方法都基于化學(xué)降解或使用金屬催化劑，這些方法相對來說不易操作、成本較高、降解中引入化學(xué)試劑或金屬物質(zhì)導(dǎo)致其殘留難以除去，因此亟待開發(fā)出其他綠色、簡便的多聚原花色素可控降解方法。超聲波作為一種常用于食品加工中的綠色加工技術(shù)，目前已有研究表明超聲波技術(shù)降解己經(jīng)應(yīng)用于各種各樣的水溶性聚合物如蛋白質(zhì)、多糖、油脂、風(fēng)味物質(zhì)及多酚等的改性研究[10?11]，且具備操作簡單和環(huán)境友好等優(yōu)點，引起了研究人員的關(guān)注，不過目前在有關(guān)原花色素研究中多用超聲波進行輔助提取[12?13]。

本次試驗以楊梅葉為材料，提取制備原花色素多聚體，主要通過液質(zhì)聯(lián)用對原花色素多聚體成分結(jié)構(gòu)進行表征，計算其聚合度，再以楊梅葉多聚原花色素進行超聲降解。通過單因素實驗確定最佳降解功率、溫度、時間與占空比后，再通過響應(yīng)面法優(yōu)化超聲波降解多聚體原花色素得到低聚體原花色素的最佳條件，并測定多聚原花色素降解前后的抗氧化活性變化，為多聚原花色素的深入研究及廣泛開發(fā)應(yīng)用提供一定支持。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

楊梅葉（荸薺種）深綠色老葉，著生在枝條上端 采自杭州余杭超山采摘后立即45 ℃烘干粉碎，過80 目篩網(wǎng)后備用；表沒食子兒茶素沒食子酸酯（EGCG），兒茶素（C）色譜純Sigma (St.Louis,Missouri,USA)公司；濃鹽酸、間苯三酚、抗壞血酸與乙酸鈉 分析純，成都市科隆化學(xué)品有限公司；所有有機試劑 均為國產(chǎn)色譜純。

DC-1006 恒溫水槽、Scientz-ⅡD超聲波細(xì)胞破碎儀 寧波新芝生物科技有限公司；RE-52AA旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)儀、YR-PTB循環(huán)水真空泵 上海亞榮生化儀器廠；85-2A恒溫磁力攪拌器 金壇區(qū)新瑞儀器廠；SJIA-12N凍干機 寧波雙嘉儀器有限公司；LC/MS API200 質(zhì)譜檢測儀、LC-20AD，SPD-20A二極管陣列檢測器聯(lián)用、UV-1240 紫外分光光度計 日本島津公司；Spark多功能酶標(biāo)儀 Tecan Austria Gmbh；ULPHW-Ⅱ超純水機 四川優(yōu)普超純科技有限公司；HC-3013R高速冷凍離心機 安徽中科中佳科學(xué)儀器有限公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 多聚體原花色素的制備與表征

1.2.1.1 多聚體原花色素的制備 參考文獻方法[14]并加以修改，取定量楊梅葉粉末，料液比1:10 加入含有1 mg/mL抗壞血酸的70%丙酮（V/V）溶液，混合均勻后于室溫下避光提取12 h，浸提兩次，合并兩次浸提液，抽濾后與等體積的三氯甲烷萃取分層收集上層液體放置磁力攪拌器上。向其中加入氯化鈉不停攪拌直至使上述收集液體飽和且出現(xiàn)片狀漂浮物及壁上析出原花色素多聚體，5000 r/min離心3 min除去上清液收集沉淀，用0 ℃水快速溶解多余的鹽并除去，以室溫水收集溶解壁上的沉淀和離心的沉淀，?55 ℃冷凍干燥12 h后即得原花色素多聚體。根據(jù)凍干后的多聚體原花色素干粉與最初的楊梅葉粉末的比值計算實提取率。

1.2.1.2 EGCG標(biāo)液配制 稱取5 mg EGCG標(biāo)品，溶于2 mL甲醇溶液中配制成2.5 mg/mL的EGCG標(biāo)準(zhǔn)液，分別取0、200、400、600、800、1000 μL于1 mL試管中，用甲醇稀釋到1 mL,溶液通過0.22 μm膜過濾后采用RP-HPLC-DAD進行分析，并繪制標(biāo)準(zhǔn)曲線，標(biāo)準(zhǔn)曲線方程為y=11301080.7910203x?8782.597006775（R2=0.9999）。

1.2.1.3 多聚體原花色素結(jié)構(gòu)及聚合度的測定 參考文獻[15]方法，稱取5 mg制備的楊梅葉多聚原花色素，溶解在1 mL含有0.2 mol/L HCl、50 g/L間苯三酚（phloroglucinol）和10 g/L抗壞血酸的甲醇溶液中?；靹蚝笾糜?0 ℃恒溫水浴鍋中反應(yīng)1 h，反應(yīng)完后迅速加入等體積的200 mmol/L乙酸鈉水溶液終止反應(yīng)。反應(yīng)后的溶液過0.22 μm膜后，立即進行HPLC-DAD及HPLC-UV-MS分析。

分析條件：色譜柱為ZORBAX SB-C18（Agilent,USA）（250 mm×4.6 mm,5 μm），柱溫為35 ℃，進樣量為10 μL，流速為1 mL/min，檢測波長為280 nm，流動相為0.1%色譜級甲酸水溶液（A）和色譜級甲醇（B），梯度洗脫：5% B（0～10 min）、5%～20% B（10～20 min）、20%～40% B（20～30 min）、40%～90%B（30～37 min）。多聚原花色素的平均聚合度（mDP）值以下列公式計算：

式中：A0為黃烷三醇單體摩爾數(shù)；A1為間苯三酚加合物摩爾數(shù)。

1.2.2 多聚原花色素的超聲波降解工藝優(yōu)化

1.2.2.1 多聚原花色素的超聲降解單因素實驗 稱取25 mg步驟1.2.1.1 所得制備樣品溶于甲醇中配制0.25 mg/mL樣液，每次取20 mL樣液于定制玻璃管中（液面高度≥3 cm），將超聲振幅桿置于玻璃管中心后探入樣液內(nèi)部，深度固定為1.5 cm[16?17]。以外部循環(huán)恒溫水槽控制超聲內(nèi)部溫度，恒定后設(shè)定參數(shù)進行超聲降解。以多聚原花色素降解后得到的低聚原花色素得率為響應(yīng)值，固定其他參數(shù)，選擇時間、溫度、功率、占空比[18?19]4 個因素進行單因素實驗研究各因素對低聚體得率的影響。時間為超聲總時間，選擇時間為50、60、70、80、90 min，此時其他條件固定為超聲功率360 W，溫度45 ℃，占空比67%；溫度為超聲過程中內(nèi)部環(huán)境溫度，選擇5、15、25、35、45、55 ℃為單因素自變量，此時其他條件固定為時間70 min,超聲功率360 W，占空比67%；超聲功率為Scientz-ⅡD超聲波粉碎機（總功率950 W）的實時功率，選擇功率180、270、360、450、540 W，此時其他條件固定為時間70 min,溫度45 ℃，占空比67%；超聲占空比為超聲脈沖時間與停止時間的比值，固定總時間為5 s,選取56%、67%、79%、92%、100%作為單因素自變量（即對應(yīng)脈沖時間1.6、1.8、2、2.2、2.4 和2.5 s），此時其他條件固定為時間70 min,溫度45 ℃，超聲功率360 W。單因素超聲試驗降解結(jié)束后以方法1.2.2.3 測小分子低聚體原花色素得率。

1.2.2.2 響應(yīng)面試驗 根據(jù)1.2.2.1 單因素實驗結(jié)果，選取時間（A），溫度（B），功率（C）和占空比（D）為實驗因素，以超聲降解的小分子低聚體原花色素得率為響應(yīng)值。通過Box-Behnken試驗設(shè)計原理設(shè)計響應(yīng)面試驗。從而確定最佳的超聲波降解原花色素工藝。響應(yīng)面設(shè)計因素及水平如表1 所示。

表1 響應(yīng)面設(shè)計因素及水平Table 1 Independent variables and their levels employed in a central composite design

1.2.2.3 超聲降解后低聚體原花色素得率的測定原花色素含量的測定參考文獻[15]，配制2.5 mg/mL兒茶素標(biāo)準(zhǔn)甲醇溶液，梯度稀釋后加入2.5 mL 1%香草醛甲醇溶液和2.5 mL 20%(v/v)的硫酸甲醇溶液，混勻后置于30 ℃水浴中避光反應(yīng)15 min，在500 nm處測定吸光度，空白為純甲醇，繪制標(biāo)準(zhǔn)曲線，標(biāo)準(zhǔn)曲線方程為y=2.3162x+0.0837（R2=0.99）。取1 mL降解前后樣液，用甲醇稀釋至兩毫升后測定其吸光度，超聲前測定多聚原花色素的總原花色素吸光度A0，超聲后通過乙酸乙酯萃取得到新生成的低聚體原花色素，并測定其吸光度A1。通過計算A0與A1的關(guān)系可以得到低聚體原花色素得率，其計算方法如下：

式中：A1為超聲降解后低聚體原花色素含量吸光度；A0為超聲降解前多聚原花色素的原花色素含量吸光度。

1.2.3 降解前后抗氧化活性的測定

1.2.3.1 DPPH自由基清除率 DPPH·清除率試驗參考文獻[20]并有所改進，取3.5 mg DPPH溶于100 mL甲醇配制DPPH·標(biāo)準(zhǔn)液。收集超聲降解0、30、50、70 min后樣液，梯度稀釋后，取0.2 mL待測稀釋液加入2.8 mL DPPH·標(biāo)準(zhǔn)液中，30 ℃水浴避光30 min，于517 nm處測定各樣品DPPH自由基清除率并計算EC50值，EC50值為自由基清除率達到50%時的樣品濃度。以抗壞血酸（Vc）與丁基羥基茴香醚（BHA）為對照組，以DPPH·標(biāo)準(zhǔn)液溶液為空白組。自由基清除率計算公式如下：

式中：A0為空白組吸光度；A1為樣品吸光度。

1.2.3.2 ABTS自由基清除率測定 參考文獻[21]，并有所改進，配制7 mmol/L ABTS·+儲備液和140 mmol/L過硫酸鉀溶液，取7.5 mL ABTS·+儲備液與132 μL過硫酸鉀溶液混合均勻室溫避光儲備過夜后稀釋到600 mL得標(biāo)準(zhǔn)液。收集超聲降解0、30、50、70 min后樣液，梯度稀釋后，取0.2 mL待測液加入3.8 mL ABTS·+標(biāo)準(zhǔn)液，室溫避光反應(yīng)10 min后于734 nm處測定樣品ABTS·+自由基清除率并計算EC50值。以抗壞血酸（Vc）與丁基羥基茴香醚（BHA）為對照。以ABTS·+標(biāo)準(zhǔn)液溶液為空白組。自由基清除率計算公式同式3。

1.3 數(shù)據(jù)處理

所有實驗作三次平行測定取平均值加減標(biāo)準(zhǔn)差，采用SPSS 26 進行單因素方差分析與顯著性差異分析，運用Prism 8.02 進行作圖，Design expert 8.06 進行響應(yīng)面試驗。

2 結(jié)果與分析

2.1 多聚體原花色素的制備與表征

2.1.1 多聚原花色素的制備 經(jīng)計算，制備所得的楊梅葉多聚體原花色素提取率為5.96%（干重），低于楊?；╗15]以楊梅葉為材料時的原花色素提取率（11.7%），但楊?；ǖ难芯恐刑崛ο鬄檎w原花色素，包括低聚體與多聚體原花色素，并非只提取多聚體原花色素。目前現(xiàn)有的原花色素提取方法所提取對象與其一致，并沒有針對多聚體原花色素提取的研究。此外根據(jù)提取材料與方法的不同，提取率也不同，李明月[22]以高壓脈沖電場提取山葡萄籽原花色素提取率為8.23%，且其主要由聚合度低于3.4 的原花青素構(gòu)成。Liu等[11]超聲輔助提取油樟葉原花色素提取率為7.88%，其主要構(gòu)成也為低聚體的原花青素。此外，上述方法后續(xù)為得到多聚體原花色素還需進一步分離，相比于此，本試驗方法操作簡單且可得到多聚體原花色素。

2.1.2 楊梅葉多聚原花色素的組成及聚合度 采用間苯三酚法結(jié)合RPHPLC-DAD-ESIMS分析了多聚原花色素的結(jié)構(gòu)組成，結(jié)果如圖1 所示。圖中結(jié)果顯示多聚原花色素經(jīng)酸水解后主要生成了兩種產(chǎn)物，保留時間分別為14.6 min（峰1）與26.7 min（峰2）。峰1 的分子離子（[M-H]?）為581.1，雙分子離子（[2M-H]?）為1163.3，結(jié)合其紫外吸收特征及參考文獻，判定峰1 為EGCG-ph，即EGCG的間苯三酚加合物。峰2 的紫外最大吸收波長為273.5 nm（290 nm至325 nm有一肩峰），質(zhì)譜中分子離子[M-H]?為457.1，雙分子離子[2M-H]-為915.3，此外通過與圖2中的EGCG標(biāo)準(zhǔn)品（即峰3）進行比對，確定峰2 為EGCG。以上結(jié)果說明制備得到的多聚原花色素組成單元主要為EGCG，為多聚原飛燕草素，該結(jié)果與文獻研究一致[15]。

圖1 楊梅葉多聚原花色素酸降解RP-HPLC-UV結(jié)果Fig.1 Acidolysis of PACs from bayberry leaves by high performance liquid chromatography RP-HPLC-UV

圖2 標(biāo)品EGCG的RP-HPLC-UV結(jié)果Fig.2 High performance liquid chromatography RP-HPLC-UV of EGCG standard

原花色素的聚合度可根據(jù)其經(jīng)間苯三酚處理后的加合物及單體摩爾數(shù)比例進行計算，參考文獻[23]可知對應(yīng)比例，根據(jù)EGCG標(biāo)曲得出對應(yīng)EGCG的摩爾數(shù)，根據(jù)比例以公式1 計算可知，通過該方法提取的楊梅葉多聚體原飛燕草素平均聚合度約為27.8。通過該方法提取制備楊梅葉原飛燕草素構(gòu)成結(jié)構(gòu)簡單且聚合度高，因此選擇其進行后續(xù)的超聲降解。

2.2 超聲降解的單因素實驗

2.2.1 時間對超聲降解的影響 試驗研究了不同超聲時間對多聚體原飛燕草素降解后小分子低聚體原花色素得率的影響，該得率隨時間的延長變化顯著（P<0.05）。如圖3 所示，在前70 min內(nèi)，隨著超聲時間的延長小分子低聚體原花色素得率顯著提高（P<0.05），且在50～60 min時間段小分子得率大幅提高，從7.66%上升到16.58%，并在70 min時到達最大值。超過70 min后，小分子得率迅速降低，超聲時間的過度延長會帶來負(fù)面影響例如氧化或聚合[24]，從而減少小分子的得率。隨著降解時間延長到90 min后，小分子得率減少到3.55%。這可能是由于超聲過長時間所產(chǎn)生的自由基如羥基自由基含量的增加,到達了反應(yīng)閾值引起了小分子原花色素的降解[25]。因此選定超聲時間70 min作為后續(xù)研究參數(shù)。

圖3 時間對小分子低聚體原花色素得率的影響Fig.3 Effect of time on the yield of oligomeric prodelphinidins

2.2.2 溫度對超聲降解的影響 溫度是影響超聲空化效應(yīng)的重要因素。如圖4 所示，在5～45 ℃范圍內(nèi)，隨著體系溫度的增加，小分子低聚體原花色素得率穩(wěn)定升高，該過程中，溫度的升高促進原飛燕草素多聚體及其他聚合物的熱分解，伴隨著甲醇溶劑的滲透和原飛燕草素的擴散[25]，促進多聚體的超聲降解。當(dāng)溫度在45 ℃時，小分子得率到達最大值。超過45 ℃后，小分子得率迅速下降，此時由于溫度的上升，雖然降低了甲醇空化閾值并使其易于產(chǎn)生空化效應(yīng)，但溫度的上升增加了蒸氣壓并降低了空化強度[22]。當(dāng)溫度為55 ℃小分子得率為0.76%，此時小分子得率極低，可能源于空化效應(yīng)的降低及溫度上升導(dǎo)致的對小分子的熱降解。因此選定溫度45 ℃作為后續(xù)研究參數(shù)。

圖4 溫度對小分子低聚體原花色素得率的影響Fig.4 Effect of temperature on the yield of oligomeric prodelphinidins

2.2.3 功率對超聲降解的影響 超聲波功率達到空化閾值后才能產(chǎn)生空化效應(yīng)。試驗研究了不同超聲功率對多聚體原飛燕草素降解后小分子低聚體原花色素得率的影響。如圖5 所示，在180～360 W范圍內(nèi)，隨著降解功率的升高，小分子得率不斷上升，當(dāng)功率為360 W時得到最高得率。后續(xù)隨著功率的增加，小分子得率逐漸降低。這主要是因為在低功率情況下，隨著功率的上升，空化氣泡數(shù)目增加且容易破裂[24]，增強了空化效應(yīng)，帶來更強烈的機械和聲化學(xué)效應(yīng)。隨著功率的不斷增高，氣泡不斷增大，導(dǎo)致其難以破裂或僅僅發(fā)生微小坍塌，從而降低空化效應(yīng)，且空化氣泡過多影響超聲波的傳播[26?27]。因此選定功率360 W作為后續(xù)研究參數(shù)。

圖5 功率對小分子低聚體原花色素得率的影響Fig.5 Effect of power on the yield of oligomeric prodelphinidins

2.2.4 占空比對超聲降解的影響 超聲占空比的改變影響超聲波的強度與自由基的產(chǎn)生[28]。試驗研究了不同超聲占空比對多聚體原花色素降解后小分子低聚體原花色素得率的影響。如圖6 所示，整個曲線趨勢為先增大后降低至平緩。隨著占空比的增加，更多能量傳遞至溶劑體系，加速了多聚原飛燕草素的降解以及單位體積內(nèi)空化氣泡的產(chǎn)生，從而小分子得率不斷升高[29?30]。當(dāng)占空比為67%時，具有最大小分子得率，此時超聲脈沖時間為2 s,停止時間為3 s。當(dāng)占空比增加到67%以上時，隨著占空比的增加，小分子得率逐漸變低，這源于過多的空化氣泡形成阻礙超聲波能量的傳輸以及過多的羥基自由基的產(chǎn)生[31]。因此選定占空比為67%作為后續(xù)研究參數(shù)。

圖6 占空比對小分子低聚體原花色素得率的影響Fig.6 Effect of duty cycle on the yield of oligomeric prodelphinidins

2.3 響應(yīng)面實驗結(jié)果及分析

2.3.1 回歸模型的建立及方差分析 利用Design Expert對時間，溫度，功率與占空比進行四因素三水平Box-Behnken試驗，響應(yīng)面實驗設(shè)計及結(jié)果如表2所示。對結(jié)果進行方差分析，將數(shù)據(jù)進行多元回歸擬合，得到小分子低聚體原花色素得率（Y）與時間（A），溫度（B），功率（C）與占空比（D）的二次響應(yīng)面回歸方程為：

表2 響應(yīng)面試驗設(shè)計及結(jié)果Table 2 The design and result of response surface methodology

Y=18.51?0.81A?0.93B+0.5C+0.23D+0.21AB+0.028AC?0.47AD?0.17BC+0.21BD+0.26CD?2.99A2?3.23B2?2.84C2?2.12D2

超聲降解后小分子低聚體原花色素得率的回歸方程方差分析如表3 所示。結(jié)果顯示回歸方程模型中因變量與自變量存在極顯著多元回歸關(guān)系，整體模型的P<0.0001，即該模型達到極顯著水平。根據(jù)回歸方程一次項系數(shù)絕對值大小可知，影響多聚體原花色素超聲降解的主次因素為溫度（B）>時間（A）>功率（C）>占空比（D），其中A，B，C三項對多聚原花色素的降解具有極顯著影響（P<0.01）；D占空比不顯著（P>0.05），其對小分子低聚體原花色素得率的影響不如前三者[32]。失擬項P=0.06316>0.05，失擬項檢驗不顯著，說明未知因素對試驗結(jié)果的影響較小，殘差主要由隨機誤差引起，表明模型選擇適當(dāng)正確。在整個模型中，模型中的調(diào)整系數(shù)R2Adj為95.50%，說明95.50%的響應(yīng)值變化可以通過模型進行解釋，相關(guān)系數(shù)R2為97.75%，信噪比21.1238>4，表明模型可信度很高，且模型與試驗擬合良好，可以用此模型進行分析和預(yù)測[33?34]。

表3 回歸方程方差分析Table 3 Analysis of variance of the regression model

2.3.2 工藝優(yōu)化及結(jié)果驗證 圖7 直觀顯示了各因變量交互效應(yīng)對多聚體原花色素超聲降解后小分子低聚體原花色素得率的影響。小分子得率在試驗范圍內(nèi)都出現(xiàn)最大值，說明因素水平選擇合理，能反映出各因素交互作用對小分子低聚體得率的影響。隨著不同雙變量的增加，多聚體原花色素超聲降解后的小分子低聚體原花色素得率趨勢相似，即為先增大后降低。通過響應(yīng)面試驗優(yōu)化，得出多聚體原花色素降解的最佳工藝參數(shù)為時間74.02 min,溫度44.34 ℃，功率363.77 W，占空比67.08%。為方便操作將其修正為時間74 min，溫度44 ℃，功率361 W，占空比67%。在此條件下進行驗證試驗的小分子得率為17.31%±0.23%，與預(yù)測值17.78%基本吻合。實測值與預(yù)測值之間具有良好的擬合性，從而證實了模型的有效性。

圖7 各因素交互響應(yīng)面圖Fig.7 Response surface of the interactive effects of various factors on degradation

2.4 超聲降解前后多聚原花色素的HPLC對比

取超聲降解前后的多聚原飛燕草素樣液，過0.22 μm膜后以1.2.1.3 條件進行RP-HPLC檢測。降解前的原花色素多聚體聚合度高，極性較大，同分異構(gòu)體較多，因此極難直接通過RP-HPLC進行分離[15]，其譜圖中出現(xiàn)圖8 所示的大駝峰。而經(jīng)超聲降解后的多聚原飛燕草素，并未出現(xiàn)類似駝峰，此時可證明該條件下超聲對楊梅葉多聚原飛燕草素起到一定的降解作用。

圖8 超聲前后RP-HPLC對比Fig.8 Comparison of RP-HPLC before and after ultrasound

2.5 降解前后抗氧化活性的測定

2.5.1 清除DPPH自由基能力 測定了不同降解時間的多聚體原花色素，抗壞血酸（Vc）以及常用的食品抗氧化劑丁基羥基茴香醚（BHA）的DPPH自由基清除能力。如圖9 所示，相比于BHA，原花色素的清除能力更強。降解后各時間段的多聚原花色素清除能力明顯高于降解前，且隨著降解時間的延長活性增強。在5～25 μg/mL范圍內(nèi)，超聲降解前后的原花色素濃度與其抗氧化活性呈線性關(guān)系且極其相關(guān)。超聲降解前EC50值為16.83 μg/mL，降解后EC50值為7.54 μg/mL，超聲降解前后的DPPH自由基清除能力具有極顯著差異（P<0.01）。Vc的EC50與降解50 min的原花色素類似且低于降解70 min的原花色素。降解后的原花色素表現(xiàn)出更強的DPPH自由基清除能力。

圖9 樣品的DPPH自由基清除曲線Fig.9 DPPH free radical scavenging curve of samples

2.5.2 清除ABTS自由基能力 如圖10 所示，與2.5.1類似，經(jīng)過降解的原花色素表現(xiàn)出更強的ABTS自由基清楚能力且隨著降解時間的延長而增強。在5～25 μg/mL范圍內(nèi)，超聲降解前后的原花色素濃度與其抗氧化活性呈線性關(guān)系且極其相關(guān)。超聲降解前EC50值為12.33 μg/mL。降解后EC50值為3.594 μg/mL，具有極顯著差異（P<0.01）。降解后的原花色素清除能力顯著高于降解前原花色素與BHA（P<0.05）。相比Vc，降解50 min的原花色素EC50與其相似，且都低于降解70 min的原花色素。經(jīng)超聲降解處理后的原花色素表現(xiàn)出更強的清除ABTS自由基能力。

圖10 樣品的ABTS自由基清除曲線Fig.10 ABTS free radical scavenging curve of samples

上述降解后的多聚原飛燕草素相比于降解前，具有更強的DPPH及ABTS自由基清除能力，經(jīng)超聲處理過后的整體抗氧化活性顯著增加，這主要源于單體及低聚體原花色素的釋放[7]，由于單體及低聚體較小的空間位阻使得其酚羥基活性更強[22]。此外，超聲條件下導(dǎo)致的原本與其他非原花色素聚合物如蛋白質(zhì)或多糖相連的原花色素的釋放，也可能是抗氧化活性增強的部分原因[35]。

3 結(jié)論

本試驗選擇成分簡單，聚合度較高的楊梅葉多聚原飛燕草素進行超聲波降解。通過單因素實驗確定了影響超聲降解后小分子低聚體原花色素得率的四個主要因素：時間，溫度，功率與占空比。在此基礎(chǔ)上利用響應(yīng)面Box-Behnken試驗建立了多項式回歸模型優(yōu)化超聲降解工藝，最終確定工藝條件為時間74 min，溫度44 ℃，功率361 W，占空比67%。在此條件下進行驗證試驗的小分子得率為17.31%±0.23%。降解后的楊梅葉多聚原飛燕草素相比于降解前表現(xiàn)出更強的抗氧化活性。

原花色素的低聚體具有更強的生理活性，更易被人體吸收利用。超聲降解后的單體及低聚體原花色素相對于多聚體，可更廣泛的應(yīng)用于食品、化妝品以及保健品等領(lǐng)域。此外，超聲降解多聚原花色素所得的單體，低聚原花色素的結(jié)構(gòu)，種類，降解機制及途徑，仍需進一步探索?？傊搩?yōu)化后的工藝方法為多聚體原花色素的開發(fā)利用及后續(xù)研究提供一定理論基礎(chǔ)。