王 丹， 魯榕榕， 馬 越， 朱 莉， 王宇濱， 趙曉燕

(北京市農林科學院 蔬菜研究中心/北京市果蔬農產品保鮮與加工重點實驗室/農業(yè)農村部蔬菜采后處理重點實驗室， 北京 100097)

紫甘藍(BrassicaoleraceaL. var.capitataf.rubra)屬十字花科，又名紫卷心菜。紫甘藍富含多酚、花色苷及硫代葡萄糖苷等營養(yǎng)成分，具有抗氧化、 抗突變、預防心腦血管疾病、保護肝臟及抑制腫瘤細胞發(fā)生等多種生理功能。紫甘藍可用于食品、醫(yī)藥及化妝品著色等領域，具有廣闊的開發(fā)應用前景[1-3]。

隨著人們生活節(jié)奏的加快以及對輕食健康生活方式的追求，鮮切果蔬越發(fā)受到人們的喜愛，并逐漸進入主流果蔬消費市場。影響鮮切蔬菜品質的因素較多，包括環(huán)境溫度、濕度，殺菌方式及包裝材料等[4]。切分處理會破壞蔬菜的細胞組織，加快細胞的呼吸代謝及成熟衰老進程，且會導致蔬菜的切面褐變、香氣物質及營養(yǎng)成分流失，不利于蔬菜的貯藏[5]；切分方式也會影響鮮切蔬菜的品質。Park等[4]研究表明，切分尺寸會影響鮮切馬鈴薯的褐變指數，從而影響其貯藏穩(wěn)定性；Deza-Durand等[6]研究了不同切分方向對結球生菜中揮發(fā)性成分的影響，表明縱切處理較橫切處理更易保持鮮切球生菜的香氣成分；Martinez等[7]比較了手撕與切割兩種方式對生菜品質的影響，發(fā)現手撕可以減小生菜組織損傷，降低呼吸速率，有助于延長鮮切生菜的貨架期。這些研究多集中于切分方式對蔬菜生理代謝、顏色或香氣品質的影響，尚缺少切分方式對蔬菜營養(yǎng)品質影響方面的研究。

目前，有關鮮切紫甘藍的研究主要有氣調包裝、預冷方式及不同保鮮劑(抗壞血酸、殼聚糖、異硫氰酸烯丙酯和植酸)對其生理代謝、酚類物質、抗氧化性及硫代葡萄糖苷含量等方面的影響[8-13]，而關于不同切分方式對鮮切紫甘藍品質影響的研究少見報道。本研究擬以紫甘藍為試材，采用橫切及縱切兩種切分方式，比較貯藏前后鮮切紫甘藍的表觀變化、營養(yǎng)成分含量及風味品質，揭示切分方式對鮮切紫甘藍品質的影響，以期為果蔬鮮切產業(yè)的發(fā)展提供理論參考和技術支持。

1 材料與方法

1.1 材料與試劑

“紫甘2號”紫甘藍，購于北京市海淀區(qū)彰化路農貿市場，處理前于4 ℃冷庫預冷24 h；包裝膜由北京裕農公司提供；福林酚試劑，購于北京索萊寶科技有限公司；營養(yǎng)瓊脂，購于北京奧博星生物技術有限公司；次氯酸鈉、氯化鈉、無水碳酸鈉、無水乙酸鈉、沒食子酸、無水乙醇、氯化鉀、鹽酸等均為分析純(AR)，購自北京化學公司。

1.2 儀器與設備

DZQ- 600T型臺式外抽真空充氣包裝機，浙江佑天元包裝機械制造有限公司；CM- 3700型分光測色儀，日本柯尼卡- 美能達公司；超凈工作臺，北京東聯哈爾儀器制造有限公司；G154DW型高壓滅菌鍋，美國致微公司；恒溫培養(yǎng)箱，德國3M公司；3- 18K型高速冷凍離心機，德國Sigma公司；UV- 1800型紫外分光光度計，日本島津公司；PEN3型電子鼻，德國Airsense公司；QP2010 plus型氣相色譜- 質譜聯用儀(GC-MS)，日本島津公司；1260型高效液相色譜儀，美國Agilent technologies公司；Seven Compact S210型臺式pH計、AL204型電子天平，瑞士梅特勒- 托利多公司；PAL-1 Pocket Refractometer 型手持折光儀，日本Atago公司；EOS 450D型照相機，日本Canon公司；SC- 316型海爾立式冷藏柜，青島海爾股份有限公司。

1.3 實驗方法

1.3.1紫甘藍鮮切與貯藏方式

選取新鮮、無病蟲害和無機械損傷的完整紫甘藍，自來水清洗后，分別用縱切(平行于莖方向)、橫切(垂直于莖方向)兩種方式將其切分為長8.0～10.0 cm、寬1.0～1.5 cm的紫甘藍片(如圖1)。依次用體積分數為0.01%、0.05%的次氯酸鈉溶液浸泡2 min，清水沖洗、脫水后，按250 g每袋用聚乙烯食品包裝袋(42 cm×29 cm)分裝，于4 ℃避光貯藏。分別在第0天和9天時取樣，每個處理隨機取3袋樣品，用未開封樣品進行菌落總數測定，其他指標則混勻后進行測定。

圖1 紫甘藍的切分方式Fig.1 Cutting direction of purple cabbage

1.3.2各項指標的測定

1.3.2.1 可溶性固形物含量的測定

將樣品打漿、4層紗布過濾后，取清汁，用手持折光儀對樣品可溶性固形物含量(SSC)進行測定，每組重復測定3次。

1.3.2.2 菌落總數的測定

參照GB 4789.2—2010《食品安全國家標準 食品微生物學檢測 菌落總數測定》[14]對樣品的菌落總數進行測定。

1.3.2.3 表觀顏色的測定

L*值表示樣品表面的明度，a*表示紅綠度，b*值代表藍黃度，ΔE*值表示樣品切面的總容差，以式(1)計算得到。鮮切紫甘藍片取出后在室溫下平衡30 min，然后在室溫下進行顏色測定，每組樣品重復測定5次，取平均值。

(1)

1.3.2.4 褐變率的測定

按固定參數用相機對樣品切面進行拍照，使用Image-pro-plus 6.0軟件(美國Media Cybernetics 公司)處理所得照片：隨機框選出正方形區(qū)域，載入預先定義褐變顏色，對框選區(qū)域內的褐變部位進行顏色標記。褐變率=被標記部位像素/所在框區(qū)總像素，結果以百分比(%)表示[15]。

1.3.2.5 酚類物質的測定

1)總酚含量測定：采用Folin-Ciocalten比色法[16]測定。取5 g紫甘藍漿液于75 mL蒸餾水中，磁力攪拌15 min，用4層紗布過濾，8 000 r/min離心15 min。取1 mL上清液加入蒸餾水5 mL、1 mol/L的Folin-Ciocalten顯色劑1 mL和體積分數為7.5%的碳酸鈉溶液3 mL，漩渦震蕩1 min，室溫下靜置2 h后，于765 nm處測定吸光度。根據沒食子酸的標準曲線及公式(2)計算樣品中總酚含量。

(2)

式(2) 中：V為試樣定容體積，mL；C為測定樣中一水合沒食子酸的質量濃度，μg/mL；n為樣品稀釋倍數；W為樣品質量，g；w為總酚質量分數，mg/g。

2)單酚化合物測定：參照劉小莉[17]方法提取酚類物質，略有改動。稱取2 g紫甘藍漿，加25 mL 75%甲醇，超聲40 min后，于4 ℃、 8000 r/min離心15 min，上清液即為酚類物質提取物。

HPLC分析：將提取物過0.45 μm濾膜后進樣，進樣量20 μL；采用XBridge C18色譜柱(250 mm×4.6 mm×5 μm)，柱溫30 ℃；流動相為0.2%甲酸水溶液(A)、乙腈(B)，流速1 mL/min，洗脫程序為0 min 3%B，3 min 26%B，5 min 30%B，保持5 min；DAD檢測器，檢測波長為280 nm。將測得液相譜圖與質譜數據庫、文獻信息比對進行化合物的定性，以峰面積進行含量對比。

1.3.2.6 花色苷的測定

1)總花色苷含量測定：采用pH示差法[18]測定。取2 g紫甘藍漿于20 mL無水乙醇中，40 ℃超聲15 min(至樣品變白)，4層紗布過濾，8 000 r/min、4 ℃下離心15 min。取1.5 mL上清液分別用pH值為1.0的KCl溶液(0.025 mol/L)和pH值為4.5的乙酸鈉緩沖溶液(0.4 mol/L)定容至10 mL，室溫下平衡10 min。以無水乙醇為對照，在480～580 nm掃描，得到最大吸收峰，測定最大吸收峰和700 nm處的吸光值，計算方法如式(3)。

(3)

式 (3)中：MW，花色苷的摩爾質量，449.2 g/mol；DF，稀釋因子，為6.7；ε，矢車菊素-3-O-葡萄糖苷的摩爾消光系數，26 900 L/(mol·cm)；L，光程，1 cm；V，乙醇定容體積，mL；Wt，樣品質量，g；w，總花色苷質量分數，mg/g。

2)花色苷單體的測定：參照王海[19]方法對花色苷單體提取純化，略有改動。按1∶3(100 g/300 g)的料液比，將紫甘藍在60%乙醇溶液(用1 mol/L鹽酸溶液調pH值為3.0)中浸提1 h(50 ℃)后抽濾，取濾液于60 ℃旋蒸濃縮，得到花色苷粗提物；將已經預處理的Amberlite XAD-8大孔樹脂填裝在1.6 cm/60 cm的填裝柱中，取粗提物上樣，流速7 mL/min，用體積分數0.5%的三氟乙酸的水溶液沖洗后，采用0.5%的三氟乙酸的乙醇溶液洗脫，收集液體于45 ℃旋蒸濃縮，4 ℃保存待測。

HPLC分析：將純化后提取物過0.45 μm濾膜后進樣，進樣量5 μL；采用XBridge C18色譜柱(250 mm×4.6 mm×5 μm)，柱溫25 ℃；流動相為0.5%甲酸- 水溶液(A)、0.5%甲酸- 乙腈溶液(B)，流速0.3 mL/min，洗脫程序為0 min 10%B，30 min 60%B，32 min 10%B；DAD檢測器，檢測波長520 nm。

依據質譜數據庫、文獻信息比對，對化合物進行定性分析，以峰面積進行定量對比。

1.3.3電子鼻分析

稱取4 g新鮮樣品勻漿于50 mL頂空瓶中，室溫下平衡30 min后，進行電子鼻分析。分析條件：以潔凈干燥空氣為載氣，采樣時間60 s，氣體流量300 mL/min，采樣后清洗時間60 s[20]。樣品平行檢測3次，取穩(wěn)定后數據信息進行主成分分析(PCA)。電子鼻傳感器的性能描述見表1。

表1 電子鼻傳感器性能Tab.1 Properties of electronic nose sensors

1.3.4GC-MS分析

揮發(fā)性成分的富集：采用頂空固相微萃取法(SPME)，即取1 g紫甘藍鮮樣于20 mL樣品瓶中，50 ℃下平衡40 min，將65 μm PDMS/DVB萃取頭插入頂空瓶萃取30 min。結束后取出萃取頭，插入GC-MS解吸附2 min，隨后進行揮發(fā)性成分的分析。

色譜條件：DB-WAX(30 m×0.25 mm×0.25 μm)色譜柱，進樣口溫度250 ℃，不分流進樣，載氣流速1 mL/min。柱溫箱升溫程序[6]：40 ℃保持3 min，5 ℃/min升至120 ℃，10 ℃/min升至200 ℃，保持13 min。質譜條件：離子源溫度200 ℃，傳輸線溫度250 ℃，全掃描模式(Scan)，掃描范圍m/z35～500 u。定性和定量：采用保留指數(RI)和NIST-11譜庫檢索比對進行定性，采用峰面積歸一化法進行定量分析。

1.4 數據處理

采用Microsoft Office Excel 2013軟件對測得的樣本(n=3)各指標數據進行基本處理，用Origin 2018軟件繪制圖像，用SPSS 25軟件進行揮發(fā)性物質的主成分分析。

2 結果與討論

2.1 切分方式對紫甘藍表觀顏色的影響

鮮切紫甘藍貯藏至9 d時，測得橫切和縱切紫甘藍的菌落總數分別為1.67、1.18 lg(CFU/g)(均小于5.00 lg(CFU/g))，符合食品微生物安全要求[21]。因此，本研究主要考察鮮切紫甘藍貯藏0 d和9 d時不同切分方式對其品質的影響。表觀顏色是紫甘藍最主要的品質特性之一，也是衡量鮮切產品新鮮度的重要指標。圖2為兩種切分方式及貯藏前后鮮切紫甘藍樣品的顏色變化情況。由圖2(a)至(d)可知，樣品的亮度下降、紅色和藍色減弱，逐漸失去紫甘藍的新鮮色澤，這與貯藏過程中紫甘藍的水分流失及花色苷含量變化有關[10]?？v切樣品的初始L*、a*、b*值均高于橫切樣品，且貯藏9 d后，其亮度和藍色的下降程度(14.77%和13.57%)均低于橫切樣品(19.04%和15.25%)，表明縱向切分較橫切可更好地保持鮮切紫甘藍的亮度和藍色。這是由于平行于莖的切分更大程度地保持了紫甘藍細胞的完整性，減少了細胞色素的損失，并減弱了愈傷誘導細胞呼吸速率加快的效果[7]。縱切樣品中紅色的減弱程度(42.77%)明顯高于橫切樣品(18.14%)；同樣貯藏9 d后，縱切樣品的色差值(ΔE*=6.97)高于橫切樣品(ΔE*=3.05)，貯藏前后縱切樣品的顏色變化較大，尤其是紅色減弱較多。

褐變率能夠直觀反映鮮切蔬菜的顏色變化，貯藏期間的酶促褐變或非酶促褐變使色素積累，導致鮮切果蔬顏色變暗，從而影響其感官品質[22]。各樣品的褐變率見圖2(e)，縱切樣品的初始褐變率略高于橫切樣品，貯藏9 d時其褐變率略增；而橫切樣品的褐變率增加一倍，說明橫切樣品更易發(fā)生褐變，且隨貯藏時間延長，其褐變程度大幅增加。這與Primo等[23]關于切分方式對香蕉品質研究中的結論一致，沿果蔬紋理切分能最大程度減小組織損傷，降低果蔬呼吸速率，從而延緩褐變、延長貯藏期。

2.2 切分方式對紫甘藍營養(yǎng)成分的影響

2.2.1可溶性固形物含量的變化

鮮切紫甘藍的可溶性固形物含量測定結果如圖3。圖3顯示，與0 d相比，貯藏9 d 后樣品中的SSC下降0.27～0.33 Brix，但兩種切分方式樣品中的SSC無顯著性差異，可見貯藏時間會降低鮮切紫甘藍中的可溶性固形物含量，而不同切分方式對其無影響。

圖2 貯藏過程中鮮切紫甘藍的顏色變化及褐變程度Fig.2 Color index and browning degree of fresh-cut purple cabbage during storage

2.2.2酚類物質含量的變化

酚類物質是蔬菜中主要的次生代謝產物之一，其含量與蔬菜褐變有密切關系。蔬菜中酚類物質含量的變化直接影響其外觀、鮮食和運輸品質[24]。鮮切紫甘藍中的酚類物質含量測定結果見圖4。由圖4(a)可知，與0 d相比，貯藏9 d后樣品中總酚含量有所增加，可能是由于切割破壞了紫甘藍的組織結構，組織損傷誘導相關酶活性的增加，導致酚類物質的合成[22]。橫切和縱切樣品的總酚含量分別為2.69、2.78 mg/g，縱切時平行于莖，對組織破壞程度較小，而橫切對組織細胞破壞嚴重，導致酚類物質損失更多。為了進一步對比單酚物質差異，對各樣品中的酚類化合物進行HPLC分析(圖4(b))，與前人報道相似，5種酚類化合物中，兒茶素、綠原酸和咖啡酸在樣品中含量較多[12]。隨貯藏時間的延長，橫切處理貯藏9 d時5種成分的峰面積明顯低于其他3個樣品，尤其是兒茶素；其他處理無顯著性差異，這與總酚含量變化存在差異，可能除以上5種外，其他酚類化合物導致其含量的增加。縱切較橫切更加有效保持了紫甘藍中這5種酚類化合物的含量。

2.2.3花色苷含量的變化

花色苷是紫甘藍的重要成分之一，不僅反映紫甘藍外觀顏色的變化，還是其營養(yǎng)品質的重要指標[19]。兩種切分方式及貯藏前后鮮切紫甘藍中的花色苷含量變化情況如圖5。圖5(a)中，與0 d相比，貯藏9 d時橫切和縱切樣品中的總花色苷含量分別增加0.06、0.11 mg/g，且縱切樣品比橫切樣品高0.06 mg/g。圖5(b)顯示了各樣品中13種花色苷單體的峰面積，與前人研究結果相似，紫甘藍中檢測的花色苷均為矢車菊類花色苷，其中矢車菊素-3-(阿魏酰)槐糖苷-5-葡萄糖苷、矢車菊素-3-(芥子酰)(阿魏酰)槐糖苷-5-葡萄糖苷和矢車菊素-3-槐糖苷-5-葡萄糖苷相對較多，均屬于B環(huán)二羥基的矢車菊類花色苷[25]。貯藏9 d時這3種化合物均有所減少，其中矢車菊素-3-(阿魏酰)槐糖苷-5-葡萄糖苷和矢車菊素-3-槐糖苷-5-葡萄糖苷橫切處理的含量低于縱切，而矢車菊素-3-(芥子酰)(阿魏酰)槐糖苷-5-葡萄糖苷含量相對較多。

圖3 貯藏過程中鮮切紫甘藍的可溶性固形物含量變化Fig.3 Changes of soluble solids content of fresh-cut purple cabbage during storage

T：橫切，L：縱切，0：貯藏0 d，9：貯藏9 d。圖4 貯藏過程中鮮切紫甘藍的總酚及單酚化合物含量變化Fig.4 Contents of total and single phenolic compounds of fresh-cut purple cabbage during storage

1.矢車菊素-3-槐糖苷-5-葡萄糖苷；2.矢車菊素-3,5-雙葡萄糖苷；3.矢車菊素-3-(芥子酰)槐糖苷-5-葡萄糖苷；4.矢車菊素-3(咖啡酰)(p-香豆酰)槐糖苷-5-葡萄糖苷；5.矢車菊素-3-(咖啡酰)(芥子酰)槐糖苷-5-葡萄糖苷；6.矢車菊素-3-(p-香豆酰)槐糖苷-5-葡萄糖苷；7.矢車菊素-3-(芥子酰)槐糖苷-5-葡萄糖苷；8.矢車菊素-3-(p-香豆酰)槐糖苷-5-(琥珀酰)-葡萄糖苷；9.矢車菊素-3-(芥子酰)(阿魏酰)槐糖苷-5-葡萄糖苷；10.矢車菊素-3-(阿魏酰)槐糖苷-5-葡萄糖苷；11.矢車菊素-3-槐糖苷-5-葡糖苷；12.矢車菊素-3-(芥子酰)(p-香豆酰)槐糖苷-5-葡萄糖苷；13.矢車菊素-3-(芥子酰)槐糖苷-5-(芥子酰)-葡萄糖苷。T：橫切，L：縱切，0：貯藏0 d，9：貯藏9 d。圖5 貯藏過程中鮮切紫甘藍的總花色苷及花色苷單體含量變化Fig.5 Contents of total and single anthocyanins of fresh-cut purple cabbage during storage

2.3 切分方式對紫甘藍風味品質的影響

2.3.1電子鼻分析結果

電子鼻由具有不同選擇性的化學傳感器陣列與相關的模式識別系統組成，可用于食品風味分析、新鮮度監(jiān)測、摻假鑒定及微生物安全評估等領域[26]。為比較兩種切分方式及貯藏前后紫甘藍的感官風味差異，對各樣品進行了電子鼻分析，實驗結果見圖6。對結果的主成分分析表明(圖6(a))，PC1和PC2的貢獻率分別為95.59%和3.66%，基本可反映原變量的全部信息。由圖6(a)可知，PC2可有效區(qū)分貯藏前后及兩種不同切分方式的紫甘藍樣品，其中不同貯藏時間樣品的區(qū)分度高于不同切分方式的樣品。貯藏9 d后紫甘藍的PC2得分高于0 d樣品，尤其橫切樣品(T9)。結合圖6(b)可知，橫切樣品的甲烷(W1S)和氮氧化合物(W5S)氣味突出，說明縱切可相對較好地保持鮮切紫甘藍在貯藏期間的新鮮風味。這可能是由于縱切對紫甘藍組織破壞程度較小，而橫切對組織細胞破壞更嚴重，導致醇、醛、硫化物等揮發(fā)性成分的形成，產生不良風味，從而影響產品的感官品質[6]。

T：橫切，L：縱切，0：貯藏0 d，9：貯藏9 d。圖6 鮮切紫甘藍樣品的電子鼻分析結果Fig.6 Electronic nose analysis of fresh-cut purple cabbage samples

2.3.2揮發(fā)性成分分析

為進一步觀察樣品風味品質的差異，采用HS-GC-MS方法對兩種切分方式及貯藏前后紫甘藍中的揮發(fā)性成分進行分析，結果見表2。由表2可知，樣品中共檢出15種揮發(fā)性化合物，包括4種醇類、1種酯類、1種醛類、2種烷烯類和7種硫化物。二甲基二硫醚、(Z)-3-己烯-1-醇、二甲基三硫醚、3-丁烯基異硫氰酸酯和苯乙醇等含量相對較高的化合物在所有樣品中均被檢出，1-己醇和異硫氰酸環(huán)丙酯在0 d和橫切處理9 d的樣品中檢出，在縱切貯藏9 d的樣品中未檢出，但甲酸己酯和異硫氰酸烯丙酯僅在縱切處理9 d樣品中檢出；此外，與0 d相比，貯藏9 d后的紫甘藍中未檢出1-辛醇、1-癸烯、異硫氰酸芐酯和異硫氰酸-2-苯乙酯，但檢出了2,3,5-三硫代正己烷，說明不同樣品中的揮發(fā)性化合物種類存在一定差異。就含量而言，二甲基二硫醚、(Z)-3-己烯-1-醇和3-丁烯基異硫氰酸酯是鮮切紫甘藍中的主要揮發(fā)性成分，其中，二甲基二硫醚在橫切處理9 d樣品中的含量明顯低于其他3個樣品；(Z)-3-己烯-1-醇在橫切樣品中的含量在貯藏9 d后增加5.74%，在縱切樣品中有所降低(減少8.58%)；而樣品中的3-丁烯基異硫氰酸酯在貯藏9 d后有所減少，尤其縱切樣品中減少約2/3。

由于揮發(fā)性成分種類較多，且各樣品間化合物種類及含量有所差異，可通過PCA多元統計分析法對鮮切紫甘藍的風味差異進行綜合評價[27](見圖7)。以特征值大于1為依據，共提取2 個公因子，其中PC1和PC2的累計方差貢獻率為93.21%，可包含原變量大多數的信息，樣品的PCA分布圖和揮發(fā)性成分的載荷圖分別見圖7(a)和(b)。圖7(a)中，貯藏0 d的樣品位于第一象限，與貯藏9 d的樣品分別分布于PC1軸的正負兩端；結合圖7(b)，貯藏0 d樣品中1-辛醇、1-癸烯、異硫氰酸芐酯和異硫氰酸-2-苯乙酯的含量高于貯藏9 d樣品；貯藏9 d后，生成了新的揮發(fā)性物質甲酸己酯和異硫氰酸烯丙酯。PC2可有效區(qū)分貯藏9 d的橫切和縱切紫甘藍，其中橫切處理9 d樣品的特征風味物質為苯乙醇，縱切處理9 d樣品中為甲酸己酯和異硫氰酸烯丙酯，這與電子鼻分析的氮硫化合物增加結果一致。可見貯藏9 d后，橫切紫甘藍會產生具有不良氣味的揮發(fā)性成分，原因是橫向切分對組織結構的破壞更嚴重，加快了紫甘藍的呼吸衰老進程，更易使不愉快風味物質產生，影響其風味品質[6]。

表2 鮮切紫甘藍樣品中的揮發(fā)性化合物Tab.2 Volatile compounds in fresh-cut purple cabbages identified by GC-MS

圖7 鮮切紫甘藍揮發(fā)性化合物主成分分析結果Fig.7 Volatile components analysis in fresh-cut purple cabbage samples by PCA

3 結 論

鮮切紫甘藍在貯藏期間亮度降低、顏色減弱、褐變度增加，致使其色澤品質下降；同時樣品中可溶性固形物含量降低，但總酚和總花色苷含量提高；樣品中氮氧化合物的增加導致產生不良風味。由于細胞組織破壞程度不同，橫切和縱切兩種切分方式對鮮切紫甘藍的品質影響不同：縱切較橫切可有效減緩樣品褐變，保持兒茶素、綠原酸、咖啡酸、阿魏酸和奎寧酸等酚類物質含量；減少異硫氰酸烯丙酯等不良揮發(fā)性風味物質含量的增加?？v切是更適合于鮮切紫甘藍的切分方式，較橫切更能維持其品質。希望本研究可為鮮切紫甘藍品質的提高及其貨架期的延長提供理論依據及技術支持。關于切分方式對紫甘藍品質影響的機制尚需進一步研究。