張 玉, 趙 鵬, 張曉梅, 周 毅

硫化物脅迫對海草影響的研究進展

張 玉1, 4, 趙 鵬2, 張曉梅1, 3, 周 毅1, 3

(1. 中國科學院海洋研究所 海洋生態(tài)與環(huán)境科學重點實驗室, 山東 青島 266071; 2. 自然資源部第四海洋研究所, 廣西 北海 536000; 3. 青島海洋科學與技術試點國家實驗室海洋生態(tài)與環(huán)境科學功能實驗室, 山東 青島 266237; 4. 中國科學院大學, 北京 100049)

硫酸鹽的還原作用是沿海海洋沉積物中有機質厭氧礦化的主要終點過程, 該過程會生產有毒的硫化物。迄今為止, 在所研究的大多數海草中都發(fā)現了硫化物侵入植株組織內部的現象, 而且在溫帶和熱帶區(qū)域已經發(fā)生過多起因為草床沉積物中硫化物濃度過高而導致海草大面積死亡的事件。本文綜述了近三十年來硫化物脅迫對海草影響的相關研究工作, 主要內容包括以下四方面: (1)硫化物對海草產生脅迫的環(huán)境條件主要有缺氧、缺鐵、有機質富集以及高鹽; (2)硫化物侵入海草組織的途徑是由根部吸收進而轉移到地下莖和葉片中, 而隨著時間的推移, 硫化物在海草組織中最終主要以單質硫、硫酸鹽以及有機硫的形式存在; (3)硫化物對海草的危害主要是通過直接破壞海草的分生組織并進一步抑制海草的光合作用發(fā)生的, 對海草的生長帶來嚴重的負面影響; (4)不同海草物種受硫化物的侵入情況不同, 主要與海草物種的形態(tài)學和內部結構差異有關。最后提出三方面的展望, 包括硫化物脅迫下海草組織、細胞層面的深入研究, 分子應答機制的研究以及有效的海草床修復手段的探索。本文有助于全面了解海草與硫化物脅迫之間的關系, 并為將來開展更深入的研究提供參考。

硫化物脅迫; 海草; 侵入; 修復

海草是唯一一類沉水性的且具地下根和根狀莖的海洋高等植物, 全球共分布有72種海草, 生長在除南極洲以外的所有大洲的海洋淺海、沿岸水域和河口中[1-2]。大面積的連片海草被稱為海草床, 海草床是三大典型沿海生態(tài)系統(tǒng)之一, 對淺海海岸和河口生態(tài)系統(tǒng)具有重要意義, 能夠凈化水質[3]、防風固堤[4], 是海洋生物重要的棲息地和育幼場[5], 為許多生物提供食物來源[6], 是沿海地區(qū)牧食食物鏈和碎屑食物鏈的重要組成部分[7], 并且在碳、氮、磷的生物地球化學循環(huán)中具有重要作用[8]。

硫酸鹽的還原作用是沿海海洋沉積物中有機質厭氧礦化的主要終點過程, 該過程會生產有毒的硫化物[9-11]。研究表明, 當硫化物濃度低至10~1 000 μmol/L時, 對植物仍具有很強的毒性[12]。硫化物會抑制植物中與ATP有效性或營養(yǎng)狀態(tài)有關的酶活性(如乙醇脫氫酶ADH), 降低植物蛋白含量、腺苷酸能荷比(AEC)以及氮素的吸收等[10, 13-15]。同時, 硫化物會抑制真核細胞線粒體中細胞色素氧化酶的活性, 對植物的分生組織產生毒害作用[12]。此外, 有研究觀察到在沉積物硫化物的影響下植物從沉積物中吸收養(yǎng)分的含量有所減少[16-17], 且呼吸作用也受到抑制[10, 18]。由此可見, 硫化物對植物的光合作用、好氧代謝、生長發(fā)育和養(yǎng)分吸收等方面都有負面影響。

海草通常生長在高度還原性的沉積物中, 其中會含有潛在的有毒硫化物[19]。迄今為止, 在所研究的大多數海草中都發(fā)現了硫化物侵入植株組織內部的現象, 而且在溫帶和熱帶區(qū)域已經發(fā)生過多起因為草床沉積物中硫化物濃度過高而導致海草大面積死亡事件[11, 20-23]。佛羅里達灣, 是加勒比海和大西洋地區(qū)形成熱帶海草的主要棲息地, 其熱帶海草物種分別在1987年和2015年的夏末秋初發(fā)生過兩次大規(guī)模死亡事件, 海草床的損失面積達95平方公里和88平方公里, 而根據調查顯示當時沉積物有機質含量非常高, 孔隙水中硫化氫的含量更是超過了2 000 μmol/L[20, 24]。

鑒于海草床在生態(tài)系統(tǒng)中的重要性, 以及硫化物對海草的危害性, 本文綜述了近三十年來硫化物對海草脅迫的相關研究工作, 主要內容包括硫化物對海草產生脅迫的環(huán)境條件, 硫化物侵入海草組織的途徑、時空變化, 硫化物對海草產生的主要危害, 以及不同海草物種受硫化物的侵入情況?；趯ι鲜鰞热莸目偨Y歸納, 最后提出了未來研究工作的重點。本文有助于全面了解海草與硫化物脅迫之間的關系, 并為將來開展更深入的研究提供參考。

1 硫化物對海草產生脅迫的環(huán)境條件

1.1 缺氧

硫化物對海草產生脅迫僅發(fā)生在低氧環(huán)境下, 其侵入海草組織速率與根和根狀莖的供氧密切相關, 氧氣濃度降低會減弱海草組織對硫化物侵入的防御能力[19, 25]。海草的根狀莖和根部的氧氣供應在很大程度上取決于葉片的光合作用以及來自上層水體的氧氣供給[26]。氧氣可以通過根系釋放到沉積物中[26-27],它可以在根部周圍形成薄的氧化帶, 并在硫化物到達根表面之前將其再氧化成無害的硫酸鹽[28]。然而, 當水體中氧濃度較低或植物組織和沉積物對氧的需求量較高時, 沉積物就會形成缺氧條件[29], 在這種情況下, 硫化物可侵入海草組織[23, 30]。

Pedersen等人的研究表明, 硫化物侵入與植物的氧平衡密切相關, 只有在分生組織或根狀莖中氧分壓相對較低時才會發(fā)生[30]。Terrados等人發(fā)現海草床內添加蔗糖的樣方沉積物的氧化還原電位較低, 缺氧情況明顯, 沉積物中硫酸鹽的還原速率升高, 孔隙水中溶解的硫化物含量升高[19]。Holmer和 Laursen發(fā)現遮陰條件下, 海草的光合作用受到影響, 導致海草根系釋放的氧氣量減少, 硫化物產量隨之增加[31]。Borum利用微電極技術, 對佛羅里達灣三個不同地點的海草分生組織和根莖中的氧氣和硫化物動力學進行研究, 結果發(fā)現水柱缺氧以及其他因素造成的植物光合作用減少導致了硫化物侵入海草植株組織[23]。Holmer 和 Nielsen研究了海草床內的絲狀藻類的爆發(fā)現象[32], 結果表明大量海藻在夜間的呼吸作用及其夏末秋初的降解過程會消耗大量的氧氣, 從而造成沉積物缺氧現象, 沉積物的缺氧加上有機質的富集, 二者共同刺激了沉積物微生物的活動, 增加了硫酸鹽還原速率, 使沉積物中硫化物的濃度增加[33], 導致硫化物對海草產生脅迫。

1.2 缺鐵

鐵含量對沉積物中硫化物動力學起著重要作用, 這是因為鐵能與硫化物反應生成硫化亞鐵沉淀(FeS)和黃鐵礦(FeS2)[34], 從而減少沉積物中硫化物的濃度[35]。而沉積物中鐵含量的減少限制了硫化物的埋藏和再氧化, 沉積物對硫化物的緩沖能力下降, 從而增加了海草在硫化物中的暴露程度[36-37]。Robertson等人觀察到沉積物中硫化物濃度高的區(qū)域其鐵的濃度較低[38]。因此沉積物中鐵含量較低可能是高硫化物侵入海草組織的重要原因[37]。一些現場實驗表明, 在沉積物中添加鐵元素可以直接降低海草床的硫化物水平, 從而降低硫化物對海草床的毒性, 增加植物密度和生產力, 甚至可以扭轉草床暴露在高濃度硫化物下的退化趨勢, 促進海草床的恢復[36, 39-41]。例如, Marbà的現場實驗表明, 在西班牙地中海南部海草床中添加鐵元素可使沉積物硫酸鹽還原率降低2倍, 植株補充量增加2.5倍[39]。

1.3 有機質富集

有機質的沉積及其對沉積物生物地球化學條件的影響是控制硫化物侵入海草組織的重要因素[42]。Frederiksen等人研究了漁業(yè)活動對受硫化物侵入的影響, 結果表明漁場廢水的沉積增加了沉積物有機質含量, 從而刺激了底棲生物的礦化過程, 導致了硫化物濃度的增加[42]。Simpson通過實驗發(fā)現硫化物的濃度隨碎屑添加量的增加而增加, 這與Boschker等人前期研究結果一致[43-44]。O. Mascaró向沉積物中加入5 g/L的魚食, 通過有機質富集來促進硫酸鹽還原細菌的活動, 發(fā)現硫化物的產量明顯增加[25]。Holmer在研究五種生長在不同沉積物條件下的溫帶海草的高硫化物侵入情況時發(fā)現, 有兩個地點觀察到高硫化物侵入海草組織的現象, 而這兩個地點均伴隨著有機質富集的情況, 因此也表明有機質富集是造成硫化物壓力升高的因素[37]。

1.4 高鹽

Johnson研究發(fā)現, 當鹽度為65時, 海草根際氧化能力受到損害,草床沉積物中硫化物的濃度要比鹽度<55時高; 且與對照組(鹽度為35)相比, 硫化物積累濃度是其4倍, 分生組織中硫化物濃度達到最高536±330 μmol/L[45]。造成該現象的原因是的夜間耗氧量在一定范圍內隨鹽度(35、45、55和65)的增加而增加[46], 這意味著高鹽度暴露會導致呼吸系統(tǒng)耗氧量增加, 呼吸速率的增加提高了硫化物侵入海草組織的速率, 從而使海草的分生組織受到更長時間、更高濃度的硫化物的影響[45]。

2 硫化物侵入海草組織的途徑、時空變化

2.1 硫化物侵入海草組織的途徑

利用海草中穩(wěn)定的硫同位素信號, 可以跟蹤海草中硫化物的侵入情況[29, 47]。該技術利用了兩種硫源不同的硫同位素, 即來自海水或沉積物孔隙水中的硫酸鹽以及沉積物孔隙水中的硫化物[12]。由于硫酸鹽還原細菌的分餾作用, 其產生的硫化物最終由重的34S和輕的32S組成。海水中硫酸鹽的δ34S值通常是恒定的, 大約是+21‰左右[48], 沉積物孔隙水δ34S值變化很大, 其數值可達+ 60‰[49-50]。沉積物中硫化物的δ34S的值與之相差很大, 范圍通常在–10‰~ 20‰, 個別沉積物中硫化物δ34S的值能低至–50‰。因此受硫化物侵入的海草的δ34S信號值要低于未受硫化物侵入的海草[51]。

為了適應厭氧沉積物環(huán)境, 海草體內生有發(fā)達的腔隙系統(tǒng), 該系統(tǒng)連接了葉片、根狀莖和根, 并允許氧氣在植物內運輸[52-53], 然而硫化物氣體也會通過該腔隙系統(tǒng)在海草植株體內由地下組織轉移到葉片中[23, 30]。Holmer的兩項研究發(fā)現當受到硫化物侵入時, 不同組織δ34S信號不同, 葉片相對于根和根狀莖δ34S信號來說是正的, 表明硫化物先侵入到根部, 然后通過組織中的腔隙系統(tǒng)轉移到其他組織中[29, 32]。Holmer還發(fā)現受到硫化物侵入時, 硫化物的侵入途徑和前者一樣, 也是從根部進入到植株內, 進而轉移到根狀莖和葉片中[37]。

2.2 硫化物在海草組織中的時空變化

在植物組織中, 硫化物可能的氧化產物包括單質硫(S0)、硫酸鹽(SO42–), 硫代硫酸鹽(S2O32–)以及其他含硫有機化合物, 如含硫氨基酸和輔酶[54-55]。然而硫化物在海草體內發(fā)生再氧化的具體機制目前仍然不清楚, 但是不少研究表明單質硫是硫化物的主要再氧化產物, 且在海草組織中積累較多[29, 33, 42, 56]。Hasler-Sheetal通過掃描電子顯微鏡、能量色散x射線光譜學、色譜和分光光度法以及穩(wěn)定的同位素示蹤等方法發(fā)現硫化物侵入海草組織后, 有一部分硫化物在海草腔隙組織中被氧化沉淀為單質硫, 有一部分硫化物進一步轉化為硫醇和硫酸鹽, 還有一部分通過酶促代謝反應轉化為有機硫。不同形態(tài)的硫主要在地下組織(根和根莖)中積累, 積累量超過80%, 在地下組織中, 67%的沉淀為單質硫, 17%為有機硫, 12%為硫酸鹽, 4%為硫醇。此外, 單質硫和硫醇主要儲存在根狀莖和根中, 而硫酸鹽則從地下組織運輸到地上組織[56-57]。Hasler-Sheetal根據其硫化合物定量結果和穩(wěn)定同位素示蹤的結果將硫化物的變化過程總結在圖1的概念模型中[57]。

3 硫化物對海草的危害

硫化物對海草的危害主要是通過直接破壞海草的分生組織并進一步抑制海草的光合作用發(fā)生的。Garcias-Bonet發(fā)現分生組織中分裂細胞的百分比與沉積物中硫化物的濃度呈密切的負相關關系, 該結果表明硫化物會在海草葉片的形成過程中抑制分生組織的分裂活動, 從而對海草的生長帶來嚴重的負面影響[58]。硫化物還可以通過海草的根和根狀莖擴散到光合作用組織中[25, 57], 通過影響光系統(tǒng)Ⅱ[59]或線粒體中細胞色素c氧化酶[10]等酶的活性抑制光合作用, 導致能量生產下降, 并對其他含金屬酶產生負面影響[60]。

迄今為止, 已經有多項研究證明硫化物會抑制海草的生長, 降低其生物量, 并對海草床造成許多其他的負面影響[23, 25, 30, 61-62]。例如, Mascaró通過添加有機質來控制硫化物對海草的脅迫程度, 實驗結果發(fā)現高含量有機質添加處理組, 植株受到嚴重的硫化物脅迫, 與對照組相比, 其生長率在2周和4周后分別下降了79%和91%, 而且植株開始變軟, 出現明顯的降解現象[25]。此外, 全球已經發(fā)生多起因為沉積物中硫化物濃度過高而導致海草大面積死亡事件[11, 20, 23-24]。

4 不同海草物種受硫化物侵入的情況

雖然與其他植物家族相比, 海草物種的數量相對較少(72種), 但是各物種間海草的形態(tài)大小差異較大, 從小型(葉長度<2 cm)到大型物種(葉長度>2 m)均有, 其地上、地下組織的分化程度差異也較大[63], 而這些特征在海草響應硫化物脅迫中具有重要作用[19, 33, 37, 64]。從海草物種的大小方面來說, 植株越小受硫化物侵入程度越高[65], 而且較小的海草物種如和, 其各個組織(根、莖、葉)之間硫化物的侵入是相互關聯的; 植株越大受硫化物侵入程度相對較低, 較大的海草物種如, 其更長的莖以及葉鞘更是將沉積物中硫化物與葉片隔離開, 因此其根狀莖和根中硫化物侵入程度很高, 而葉片中硫化物侵入程度很低[37]。地下生物量在海草響應硫化物的過程中起到的作用因物種而異。sp.和sp根的生物量與硫化物侵入程度呈負相關, 這可能是因為植株較大, 光合作用產氧量較多, 通過根釋放了更多氧氣, 促進了周圍環(huán)境中硫化物的氧化過程, 使硫化物侵入減少[65]。而sp.情況正好相反, 該物種植株較小, 光合作用產氧量有限, 濃密的根毛增加了根吸收的有效面積, 促進了植株從環(huán)境中吸收硫化物[66-67]。

圖1 沉積物中硫化物侵入海草組織的路徑及其變化[57]

注: 虛線代表氣體擴散, 實線代表液體擴散; 圓形代表無機硫; 矩形代表有機硫; 菱形代表氣體化合物; 五邊形代表被永久儲存的硫; ox代表氧化作用; ez代表酶途徑; 問號代表未知反應; 灰色代表34S信號的富集, 白色代表34S信號的枯竭

Frederiksen等人的研究表明和葉片受硫化物侵入程度不同,葉片受硫化物影響較低; 而的葉片則受硫化物侵入程度較高, 該現象可由以下兩點原因解釋: (1) 與物種間的形態(tài)差異有關,的根狀莖與不同, 既有垂直的, 也有水平的, 這增加了根到根狀莖的擴散距離; (2) 物種間腔隙組織發(fā)育的變異可能影響植物器官間硫化物的擴散, Frederiksen對兩物種根狀莖橫斷面的顯微鏡檢查顯示, 與相比,的腔隙組織較少, 硫化物在體內轉移速度較慢[42]。

5 存在的問題與展望

當前海草所面臨的硫化物脅迫是全球性的問題, 更是不容忽視的重要問題。但是從研究的內容和層面來看, 大量的研究主要集中在海草個體、種群層面, 而細胞、組織層面的研究較少, 對硫化物脅迫的分子應答機制研究更是幾乎沒有; 另外, 硫化物脅迫下海草床的修復研究也相對較少, 因此未來應該加強以上三方面的研究。

5.1 硫化物脅迫下海草組織、細胞層面的研究

葉片是植物的同化器官, 生理功能較為活躍, 能直接影響植物的光合、呼吸、養(yǎng)分運輸等主要生理活動[68], 脅迫條件下葉片細胞的多種結構和功能會受到破壞, 從而導致植物不能進行正常的生理代謝活動, 并最終導致死亡, 例如葉綠體和類囊體出現明顯破壞時, 意味著葉綠體的光合功能將受到嚴重影響[69]; 細胞核的變形則會嚴重影響基因的表達、蛋白質的合成等[70], 而膜系統(tǒng)則是脅迫條件下受破壞的主要部位, 前人的研究表明, 逆境脅迫對植物葉綠體、線粒體和細胞核等細胞器的傷害首先是對膜結構的傷害[68]。此外, 還有研究表明, 植物葉片組織的葉片厚度、柵欄組織、海綿組織等與植物的抗逆性密切相關[71]。因此硫化物脅迫下, 海草葉片組織中主要細胞器、膜系統(tǒng)以及各種組織的變化情況也是反映海草響應硫化物脅迫的重要方面, 應進行深入研究。

5.2 硫化物脅迫下海草分子應答機制的研究

硫化物對海草光合作用影響的研究目前局限在間接研究方面, 即測定光合作用相關的參數或者測定硫化物脅迫后海草的生物量是如何變化的。而硫化物脅迫對海草光合系統(tǒng)的直接影響還沒有相關研究, 例如光系統(tǒng)Ⅰ和Ⅱ是受到了哪些影響, 過程中相關酶的活性又是如何變化的, 這些更深一層次的原因也是值得探究的。當植物受到環(huán)境脅迫時, 體內會產生大量的活性氧, 如果活性氧不能及時被清除, 就會引發(fā)一系列生理生化代謝紊亂, 最終造成植物的死亡, 因此硫化物對海草產生脅迫時, 海草細胞內的抗氧化酶系統(tǒng)是如何變化以應對脅迫的, 也應該進行深入研究。

此外, 海草對硫化物脅迫響應的內在機制目前還不清楚, 隨著基因組學、轉錄組學、蛋白質組學以及代謝組學等組學技術的興起, 應該從分子各個層面深入地解析海草對硫化物脅迫的響應, 并最終從整體水平上把握其應答機制。此外, 傳統(tǒng)的指標如生物量、生長速率、光合作用、葉片表型等對環(huán)境脅迫響應的時間相對較長, 一旦從傳統(tǒng)指標發(fā)現海草生長不良說明海草床早已受到環(huán)境的脅迫, 已經發(fā)生了退化。而通過轉錄組、蛋白質組、代謝組等組學方面的測定可以找到成熟可靠的硫化物脅迫“預響應”的分子標志物, 如轉錄組層面的響應基因、蛋白質組層面的蛋白產物、代謝組層面的代謝產物等, 用以提前判斷海草床是否受到硫化物脅迫, 避免出現因為硫化物濃度升高造成海草大面積死亡事件, 從而起到海洋生態(tài)環(huán)境工程監(jiān)測預警作用。

5.3 硫化物環(huán)境下現場修復技術的探索

因為鐵元素能結合海草生長環(huán)境中的硫化物，產生硫化亞鐵沉淀(FeS)和黃鐵礦(FeS2)[34], 從而減少沉積物中硫化物的濃度[35], 所以目前有多項研究通過向海草床中添加鐵元素來減輕硫化物對海草床的脅迫, 并取得了一定的成果[36, 39-41]。張倩研究發(fā)現, 高硫化物脅迫下添加鐵元素, 可顯著提高植株密度和生長速度, 較低硫化物水平時添加鐵元素雖也能提高各指標值, 但效果不明顯[40]。因此不同的草床, 沉積物硫化物環(huán)境不同, 具體的修復技術需要根據草床的實際情況進行。

此外, 可以將海草對硫化物脅迫的分子應答機制與基因工程手段相結合運用于生態(tài)修復中。在分子應答機制的基礎上, 通過基因工程改進海草抗性基因的表達, 提高植株對硫化物脅迫的耐受性。例如陸地植物在研究抗除草劑脅迫時, 通過基因工程修飾除草劑作用的靶蛋白使植株對其不敏感(EPSPS抑制劑基因)[72-73], 或者分離出能解除除草劑毒性的酶基因(bar基因), 使其過量表達以解除除草劑對植物的毒性作用[74-75]。因此, 未來可以借助基因工程的手段培育耐硫化物脅迫的植株用于海草床的恢復。

[1] Short F, Carruthers T, Dennison W, et al. Global seagrass distribution and diversity: A bioregional model[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2007, 350(1-2): 3-20.

[2] Short F T, Polidoro B, Livingstone S R, et al. Extinction risk assessment of the world’s seagrass species[J]. Biological Conservation, 2011, 144(7): 1961-1971.

[3] Moore K A. Influence of seagrasses on water quality in shallow regions of the lower Chesapeake Bay[J]. Journal of Coastal Research, 2004: 162-178.

[4] Fonseca M S, Cahalan J A. A preliminary evaluation of wave attenuation by four species of seagrass[J]. Estuarine Coastal & Shelf Science, 1992, 35(6): 565-576.

[5] Unsworth R K F, Nordlund L M, Cullen-Unsworth L C. Seagrass meadows support global fisheries production[J]. Conservation Letters, 2019, 12(1): e12566.

[6] Edgar G J, Shaw C, Watson G F, et al. Comparisons of species richness, size-structure and production of benthos in vegetated and unvegetated habitats in Western Port, Victoria[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 1994, 176(2): 201-226.

[7] Short F T, Wyllie-Echeverria S. Natural and human- induced disturbance of seagrasses[J]. Environmental Conservation, 1996, 23(1): 17-27.

[8] Fortes M D. Mangrove and seagrass beds of East Asia: Habitats under stress[J]. Ambio, 1988, 17(3): 207-213.

[9] Thode-Andersen S, J?rgensen B B. Sulfate reduction and the formation of35S‐labeled FeS, FeS2, and S0in coastal marine sediments[J]. Limnology and Oceanography, 1989, 34(5): 793-806.

[10] Koch M S, Mendelssohn I A, Mckee K L. Mechanism for the hydrogen sulfide-induced growth limitation in wetland macrophytes[J]. Limnology and Oceanography, 1990, 35(2): 399-408.

[11] Goodman J L, Moore K A, Dennison W C. Photosynthetic responses of eelgrass (L.) to light and sediment sulfide in a shallow barrier island lagoon[J]. Aquatic Botany, 1995, 50(1): 37-47.

[12] Raven J A, Scrimgeour C M. The influence of anoxia on plants of saline habitats with special reference to the sulphur cycle[J]. Annals of Botany, 1997, 79: 79-86.

[13] Trought M C T, Drew M C. The development of waterlogging damage in wheat seedlings (L.)[J]. Plant and Soil, 1980, 54(1): 77-94.

[14] Saglio P H, Raymond P, Pradet A. Oxygen transport and root respiration of maize seedlings: A quantitative approach using the correlation between ATP/ADP and the respiration rate controlled by oxygen tension[J]. Plant Physiology, 1983, 72(4): 1035-1039.

[15] Mendelssohn I A, Burdick D M. The relationship of soil parameters and root metabolism to primary production in periodically inundated soils[M]. The Ecology and Management of Wetlands, 1988, Chapter 34: 398-428.

[16] Howes B L, Dacey J W H, Goehringer D D. Factors controlling the growth form of spartina alterniflora: feedbacks between above-ground production, sediment oxidation, nitrogen and salinity[J]. Journal of Ecology, 1986, 74(3): 881-898.

[17] Bradley P M, Morris J T. Physical characteristics of salt marsh sediments: Ecological implications[J]. Marine Ecology Progress Series, 1990, 61(3): 245-252.

[18] Pearson J, Havill D C. The effect of hypoxia and sulphide on culture-grown wetland and non-wetland plants: II. Metabolic and physiological changes[J]. Journal of Experimental Botany, 1988, 39: 431-439.

[19] Terrados J, Duarte C M, Kamp-Nielsen L, et al. Are seagrass growth and survival constrained by the reducing conditions of the sediment?[J]. Aquatic Botany, 1999, 65(1-4): 175-197.

[20] Robblee M B, Barber T R, Carlson P R, et al. Mass mortality of the tropical seagrassin Florida Bay (USA)[J]. Marine Ecology Progress Series, 1991, 71(3): 297-299.

[21] Zieman J C, Fourqurean J W, Frankovich T A. Seagrass die-off in Florida Bay: Long-term trends in abundance and growth of turtle grass,[J]. Estuaries, 1999, 22(2B): 460-470.

[22] Seddon S, Connolly R M, Edyvane K S. Large-scale seagrass dieback in northern Spencer Gulf, South Australia[J]. Aquatic Botany, 2000, 66(4): 297-310.

[23] Borum J, Pedersen O, Greve T M, et al. The potential role of plant oxygen and sulphide dynamics in die-off events of the tropical seagrass,[J]. Journal of Ecology, 2005, 93(1): 148-158.

[24] Hall M O, Furman B T, Merello M, et al. Recurrence ofseagrass die-off in Florida Bay, USA: initial observations[J]. Marine Ecology Progress Series, 2016, 560: 243-249.

[25] Mascaro O, Valdemarsen T, Holmer M, et al. Experimental manipulation of sediment organic content and water column aeration reduces(eelgrass) growth and survival[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2009, 373(1): 26-34.

[26] Pedersen O, Borum J, Duarte C M, et al. Oxygen dynamics in the rhizosphere of[J]. Marine Ecology Progress Series, 1998, 169: 283-288.

[27] Caffrey J M, Kemp W M. Seasonal and spatial patterns of oxygen production, respiration and root-rhizome release inL. andL[J]. Aquatic Botany, 1991, 40(2): 109-128.

[28] Schaub B E M, Vangemerden H. Sulfur bacteria in sediments of two coastal ecosystems: The Bassin d'Arcachon and the Etang du Prevost, France[J]. Hydrobiologia, 1996, 329(1-3): 199-210.

[29] Frederiksen M S, Glud R N. Oxygen dynamics in the rhizosphere of: A two-dimensional planar optode study[J]. Limnology and Oceanography, 2006, 51(2): 1072-1083.

[30] Pedersen O, Binzer T, Borum J. Sulphide intrusion in eelgrass (L.)[J]. Plant Cell and Environment, 2004, 27(5): 595-602.

[31] Holmer M, Laursen L. Effect of shading of(eelgrass) on sulfur cycling in sediments with contrasting organic matter and sulfide pools[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2002, 270(1): 25-37.

[32] Holmer M, Nielsen R M. Effects of filamentous algal mats on sulfide invasion in eelgrass ()[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2007, 353(2): 245-252.

[33] Holmer M, Pedersen O, Ikejima K. Sulfur cycling and sulfide intrusion in mixed Southeast Asian tropical seagrass meadows[J]. Botanica Marina, 2006, 49(2): 91-102.

[34] Brüchert V, Pratt L M. Contemporaneous early diagene-tic formation of organic and inorganic sulfur in estuarine sediments from St. Andrew Bay, Florida, USA[J]. Geochimica Et Cosmochimica Acta, 1996, 60(13): 2325-2332.

[35] Jügensen, Barker B. The sulfur cycle of a coastal marine sediment (Limfjorden, Denmark)[J]. Limnology & Oceanography, 1977, 22(5): 814-832.

[36] Holmer M, Duarte C M, Marbá N. Iron additions reduce sulfate reduction rates and improve seagrass growth on organic-enriched carbonate sediments[J]. Ecosystems, 2005, 8(6): 721-730.

[37] Holmer M, Kendrick G A. High sulfide intrusion in five temperate seagrasses growing under contrasting sediment conditions[J]. Estuaries and Coasts, 2013, 36(1): 116-126.

[38] Robertson D, Teasdale P R, Welsh D T. A novel gel-based technique for the high resolution, two-dimen-sional determination of iron (II) and sulfide in sediment[J]. Limnology and Oceanography-Methods, 2008, 6: 502-512.

[39] Marbà N, Calleja M, Duarte C, et al. Iron additions reduce sulfide intrusion and reverse seagrass (Posidonia oceanica) decline in carbonate sediments[J]. Ecosystems, 2007, 10(5): 745-756.

[40] 張倩. 大葉藻對礦質元素Fe和Cu的吸收規(guī)律及鐵元素對海草床硫化物壓力的緩解效應研究[D]. 山東青島: 中國海洋大學, 2015. Zhang Qian. Studies on the iron and coper absorption patterns of mineral elements of eelgrass (L.) and alleviating effects of iron addition on the sulfide stress towards eelgrass bed[D]. Qingdao, Shandong Province: Ocean University of China, 2015.

[41] Wang X T, Zhang Q, Liu Y S, et al. The influence of increased iron concentration on survival and growth of seedlings and young plants of eelgrass[J]. Marine Ecology, 2017, 38(3): e12425.

[42] Frederiksen M S, Holmer M, Diaz-Almela E, et al. Sulfide invasion in the seagrassat Mediterranean fish farms: assessment using stable sulfur isotopes[J]. Marine Ecology Progress Series, 2007, 345: 93-104.

[43] Boschker H T S, Wielemaker A, Schaub B E M, et al. Limited coupling of macrophyte production and bacterial carbon cycling in the sediments ofspp. meadows[J]. Marine Ecology Progress Series, 2000, 203: 181-189.

[44] Simpson A G, Tripp L, Shull D H, et al. Effects of Zostera marina rhizosphere and leaf detritus on the concentration and distribution of pore-water sulfide in marine sediments[J]. Estuarine Coastal and Shelf Science, 2018, 209: 160-168.

[45] Johnson C R, Koch M S, Pedersen O, et al. Hypersalinity as a trigger of seagrass () die-off eve-n-ts in Florida Bay: Evidence based on shoot meristem O2and H2S dynamics[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2018, 504: 47-52.

[46] Koch M S, Schopmeyer S A, Nielsen O I, et al. Conceptual model of seagrass die-off in Florida Bay: Links to biogeochemical processes[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2007, 350(1-2): 73-88.

[47] Oakes J M, Connolly R M. Causes of sulfur isotope variability in the seagrass,[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2004, 302(2): 153-164.

[48] Rees C E, Jenkins W J, Monster J. Sulfur isotopic com-position of ocean water sulfate[J]. Geochim Cosmochim Acta, 1978, 42: 377-381

[49] Kaplan I R, Emery K O, Rittenberg S C. The distribution and isotopic abundance of sulphur in recent marine sediments off southern California[J]. Geochimica Et Cosmochimica Acta, 1963, 27(APR): 297-331.

[50] J?rgensen B B. A theoretical model of the stable sulfur isotope distribution in marine sediments[J]. Geochimica Et Cosmochimica Acta, 1979, 43: 363-374.

[51] Frederiksen M. Seagrass response to organic loading of meadows caused by fish farming or eutrophication[D]. Odense, Denmark: University of Southern Denmark, 2005.

[52] Roberts D G, Mccomb A J, Kuo J. The structure and continuity of the lacunar system of the seagrass(R. Br.) Hook f. (Hydrocharitaceae)[J]. Aquatic Botany, 1984, 18(4): 377-388.

[53] Greve T M, Borum J, Pedersen O. Meristematic oxygen variability in eelgrass ()[J]. Limnology and Oceanography, 2003, 48(1): 210-216.

[54] Jorgensen B B, Bak F. Pathways and Microbiology of Thiosulfate Transformations and Sulfate Reduction in a Marine Sediment (Kattegat, Denmark)[J]. Applied and Environmental Microbiology, 1991, 57(3): 847-856.

[55] Rennenberg H. The fate of excess sulfur in higher plants[J]. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, 1984, 35: 121-153.

[56] Hasler-Sheetal, H. Fate and effect of sulfate on seagrasses: from molecule to ecosystem[D]. Odense, Denmark: University of Southern Denmark, 2014.

[57] Hasler-Sheetal H, Holmer M. Sulfide intrusion and detoxification in the seagrass[J]. PLoS One, 2015, 10(6): e0129136.

[58] Garcias-Bonet N, Marba N, Holmer M, et al. Effects of sediment sulfides on seagrassmeristematic activity[J]. Marine Ecology Progress Series, 2008, 372: 1-6.

[59] Dooley F D, Wyllie-Echeverria S, Gupta E, et al. Tolerance of Phyllospadix scouleri seedlings to hydrogen sulfide[J]. Aquatic Botany, 2015, 123: 72-75.

[60] Hasler-Sheetal H, Castorani M C N, Glud R N, et al. Metabolomics reveals cryptic interactive effects of species interactions and environmental stress on nitrogen and sulfur metabolism in seagrass[J]. Environmental Science & Technology, 2016, 50(21): 11602-11609.

[61] Borum J, Raun A L, Hasler-Sheetal H, et al. Eelgrass fairy rings: sulfide as inhibiting agent[J]. Marine Biology, 2014, 161(2): 351-358.

[62] Li S-Q, Zhang H-Y, Kang B, et al. Assessment of the ameliorating effect of sedimentary iron inputs on sulfide stress in eelgrass beds[J]. Marine Pollution Bulletin, 2020, 150: 110730.

[63] Duarte C M, Merino M, Agawin N S R, et al. Root production and belowground seagrass biomass[J]. Marine Ecology Progress Series, 1998, 171: 97-108.

[64] Holmer M, Hasler-Sheetal H. Sulfide intrusion in seagrasses assessed by stable sulfur isotopes-a synthesis of current results[J]. Frontiers in Marine Science, 2014, 1: Article 64.

[65] Apostolaki E T, Holmer M, Santinelli V, et al. Species-specific response to sulfide intrusion in native and exotic Mediterranean seagrasses under stress[J]. Marine Environmental Research, 2018, 134: 85-95.

[66] Roberts D G. Root-hair structure and development in the seagrass(R.Br.) Hook. f[J]. Australian Journal of Marine and Freshwater Research, 1993, 44(1): 85-100.

[67] Kuo J, Hartog C D. Seagrass morphology, anatomy, and ultrastructure[M]. Springer Netherlands, 2006.

[68] 姚瑞玲. 不同種源青錢柳幼苗對滲透脅迫適應機理的研究[D]. 江蘇南京: 南京林業(yè)大學, 2007. Yao Ruiling. Response mechanisms ofseedlings for different provenances under osmotic stress[D]. Nanjing, Jiangsu Province: Nanjing Forestry University, 2007.

[69] 王波, 宋鳳斌, 任長忠, 等. 鹽堿脅迫對燕麥葉綠體超微結構及一些生理指標的影響[J]. 吉林農業(yè)大學學報, 2005, 27(5): 473-477, 485. Wang Bo, Song Feng-bin, Ren Chang-zhong, et al. Effects of saline-alkali stress on ultrastructure in chloroplast and some physiological indexes of oats[J]. Journal of Jilin Agricultural University, 2005, 27(5): 473-477, 485.

[70] 王鳳茹, 張紅, 商振清, 等. 干旱逆境下小麥幼苗葉片細胞核超微結構與鈣離子的關系[J]. 華北農學報, 2000, 15(S1): 4-7. Wang Fengru, Zhang Hong, Shang Zhenqing, et al. The relationship between the nucleus of the wheat seedling and Ca2+under water stress[J]. Acta Agriculturae Boreali-Sinica, 2000, 15(S1): 4-7.

[71] 冉卓. 低溫脅迫紫花苜蓿生理生化特性和解剖結構的研究[D]. 遼寧沈陽: 沈陽農業(yè)大學, 2017. Ran Zhuo. Effect on physiological and biochemical characteristics and anatomical structure of alfalfa under low temperature stress[D]. Shenyang, Liaoning Province: Shenyang Agricultural University, 2007.

[72] 燕樹鋒, 祝水金, 鐵雙貴. 轉EPSPS-G6基因抗草甘膦棉花的獲得及抗性鑒定[J]. 基因組學與應用生物學, 2018, 37(9): 3944-3949. Yan Shufeng, Zhu Shuijin, Tie Shuanggui. Acquirement and glyphosate resistance identification of transgenic cotton with EPSPS-G6 Gene[J]. Genomics and Applied Biology, 2018, 37(9): 3944-3949.

[73] 翁嘉慧, 樓億圓, 徐京, 等. 轉AM79-EPSPS基因抗草甘膦大豆遺傳穩(wěn)定性分析[J]. 農業(yè)生物技術學報, 2019, 27(9): 1550-1559.Weng Jiahui, Lou Yiyuan, Xu Jing, et al. Genetic stability analysis of transgenic AM79-EPSPS glyphosate- resistant soybean ()[J]. Journal of Agricultural Biotechnology, 2019, 27(9): 1550-1559.

[74] 鄧力華, 鄧曉湘, 魏歲軍, 等. 抗蟲抗除草劑轉基因水稻B1C893的獲得與鑒定[J]. 雜交水稻, 2014, 29(1): 67-71, 75.Deng Lihua, Deng Xiaoxiang, Wei Suijun, et al. Development and identification of herbicide and insect resistant transgenic plant B1C893 in rice[J]. Hybrid Rice, 2014, 29(1): 67-71, 75.

[75] 胡毅, 付超, 王雪婷, 等. 抗除草劑轉基因普通白菜的獲得和檢測[J]. 山西農業(yè)科學, 2019, 47(5): 734- 737.Hu Yi, Fu Chao, Wang Xueting, et al. Detection and obtainment of transgenic herbicide resistant plant in Pak choi[J]. Journal of Shanxi Agricultural Sciences, 2019, 47(5): 734-737.

A review of the effects of sulfide stress on seagrass

ZHANG Yu1, 4, ZHAO Peng2, ZHANG Xiao-mei1, 3, ZHOU Yi1, 3

(1. CAS Key Laboratory of Marine Ecology and Environmental Sciences, Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Qingdao 266071, China; 2. Fourth Institute of Oceanography, Ministry of Natural Resources, Beihai 536000, China; 3. Laboratory for Marine Ecology and Environmental Science, Pilot National Laboratory for Marine Science and Technology (Qingdao), Qingdao 266237, China; 4. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China)

Sulfate reduction, which produces toxic sulfides, is considered the main terminal process of the anaerobic mineralization of organic matter in coastal marine sediments. Sulfide invasion into seagrass tissues has been observed in most seagrasses studied to date. Moreover, several large-scale seagrass die-off events have been documented in the temperate and tropical regions because of the high concentration of sulfide in sediments. This paper reviews studies describing the effects of sulfide stress on seagrass in the last 30 years. The four main findings are as follows. (1) The environmental conditions of sulfide invasion into seagrass tissues include hypoxia, iron deficiency, organic matter enrichment, and high salinity. (2) Sulfide invasion is initiated from the root and then spreads to the rhizome and leaves. In addition, sulfide in seagrass tissues eventually takes the forms of elemental sulfur, sulfate, and organic sulfur. (3) The harm caused by sulfides to seagrass mainly comes from the direct destruction of meristems and subsequent inhibition of photosynthesis, which seriously impedes growth. (4) Different species of seagrass suffer different extents of sulfide invasion. These variances may be attributed to differences in the morphology and internal structure of the grasses. In the end, three aspects of expectation are proposed, including a further study at the tissue and cellular level, the molecular response mechanism of seagrass and effective methods of seagrass bed restoration under sulfide stress. The present paper contributes to the understanding of the relationship between seagrass and sulfide stress and provides suitable references for future research.

sulfide stress; seagrass; invasion; restoration

Feb. 24, 2020

P76

A

1000-3096(2020)11-0123-09

10.11759/hykx20200224001

2020-02-24;

2020-03-29

國家自然科學基金項目(41606192); 國家科技基礎性工作專項(2015FY110600); 國家重點研發(fā)計劃“藍色糧倉科技創(chuàng)新”重點專項(2019YFD0901301)

[National Natural Science Foundation of China, No.41606192; National Science & Technology Basic Work Program, No.2015FY110600; National Key R&D Program of China, No.2019YFD0901301]

張玉(1996-), 女, 山東濰坊人, 碩士研究生, 主要從事海草生境修復學研究, E-mail: m17854201347@163.com; 周毅,通信作者, 電話: 0532-82898646, E-mail: yizhou@qdio.ac.cn

(本文編輯: 趙衛(wèi)紅)