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(北京林業(yè)大學(xué)生物科學(xué)與技術(shù)學(xué)院,食品加工與安全北京市重點實驗室,北京 100083)

黑果腺肋花楸(Aroniamelanocarpa)又名不老莓,屬薔薇科植物,其原產(chǎn)地為北美的東部[1],是一種兼具營養(yǎng)價值與經(jīng)濟效益的獨特小型漿果[2]。果實中多酚類成分總含量高達2.5%～3.5%[3],主要包含原花青素、花色苷、類黃酮等,花色苷比例最高可達到1%左右[4]。

近年來，大量研究表明其花色苷提取物具有較強的抗氧化活性,在抗癌、抗炎、降血糖、降血脂、防治心血管疾病等方面有很好的功效[5-10],引起國內(nèi)外醫(yī)藥和食品界的重視。姚利陽等[11]實驗得出黑果花楸花色苷、總黃酮、多糖含量均高于藍莓和藍靛果,含量分別為0.352、2.636、1.764 mg/g;Kulling等[12]采用氧自由基吸收能力測定法(ORAC)測得黑果腺肋花楸比藍莓、黑莓、黑加侖等水果清除自由基的能力強,ORAC值最高可達158.2～160.2 μmol TE/g。目前國外對黑果腺肋花楸果實的研究主要體現(xiàn)在該果實中營養(yǎng)物質(zhì)組成和鑒定[13]、多酚類物質(zhì)抗氧化性以及生物活性物質(zhì)對人體代謝機理的影響[14]等方面;國內(nèi)對黑果腺肋花楸的研究起步相對較晚,對黑果腺肋花色苷提取及穩(wěn)定性系統(tǒng)研究較少,國石磊等[15]研究表明,黑果腺肋花楸花色苷應(yīng)保存在避光、低溫、酸性條件下,避免接觸氧化劑、還原劑和Cu2+、Al3+、Fe3+等金屬離子。因此本文以溶劑種類、乙醇濃度、料液比、提取溫度、提取時間為單因素,采用正交法優(yōu)化黑果腺肋花楸花色苷提取條件,粗提物經(jīng)AB-8大孔樹脂純化后,冷凍干燥制成粉末,進而測定不同pH、溫度、光照、氧化劑和還原劑對花色苷穩(wěn)定性的影響。本文旨在有效提高黑果腺肋花楸花色苷粗提取得率，為其穩(wěn)定性研究提供理論支持,為其深加工和開發(fā)利用提供科學(xué)參考,并對其推廣及功能性研究提供一定的基礎(chǔ)。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

黑果腺肋花楸 產(chǎn)自吉林延邊,-20 ℃凍藏備用;濃鹽酸、醋酸鈉、檸檬酸、無水乙醇、無水甲醇、氫氧化鈉、亞硫酸鈉、雙氧水 均為分析純,國藥集團化學(xué)試劑有限公司。

JYL-C012九陽料理機 九陽股份有限公司;BSA224S分析天平 SARTORIUS;RE-52AA旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)器 上海亞榮生化儀器廠;V5800紫外分光光度計 上海元析儀器有限公司;HL-2S恒流泵 上海清浦滬西儀器廠;L3660D低速離心機 上海知信試驗儀器有限公司;XMTB電熱恒溫水浴鍋 天津市中環(huán)實驗電爐有限公司;AB-8大孔樹脂 上海阿拉丁生化科技有限公司。

1.2 實驗方法

1.2.1 黑果腺肋花楸花色苷樣品的制備 花色苷粗提:取無霉爛、顆粒飽滿的黑果腺肋花楸果實,常溫解凍至漿果內(nèi)外完全軟化狀態(tài),去梗洗凈,使用打漿機連續(xù)打漿1 min,儲藏于4 ℃冰箱,待用。每次準確稱取一定的黑果腺肋花楸勻漿,按一定的比例加入酸性提取溶劑,密封后放入水浴鍋中在不同溫度下浸提一定的時間。抽濾后在50 ℃下旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)除去乙醇,粗提取液避光保存。

花色苷純化:參考相關(guān)文獻[16-17]方法并稍作修改。選用AB-8大孔樹脂用無水乙醇浸泡24 h,待完全溶脹后,用去離子水洗至無醇,然后用5% HCl溶液浸泡12 h后，用去離子水洗至中性;最后用5% NaOH溶液浸泡12 h后,用去離子水洗至中性;抽濾吸干樹脂表面水分。采用濕法裝柱,取16 mm×50 cm的層析柱,裝入的樹脂為柱體積的2/3,將黑果腺肋花楸花色苷粗提液以1 mL/min流速上柱吸附,吸附完后用5 BV去離子水洗去蛋白質(zhì)、多糖等雜質(zhì);然后用2.2 BV、pH2.0的80%乙醇以2.0 BV/h流速洗脫，并采集洗脫液,蒸發(fā)收集液體中的乙醇溶劑,真空冷凍干燥機(冷阱溫度-80 ℃)中干燥24 h后最終得到花色苷凍干粉,密封保存于2 mL試管,置于-20 ℃冰箱中,貯藏備用供穩(wěn)定性及體外抗氧化實驗測定。

1.2.2 單因素實驗

1.2.2.1 溶劑種類對黑果腺肋花楸花色苷提取效果的影響 分別配制水、1%檸檬酸、60%乙醇、1%檸檬酸+60%乙醇、60%甲醇、1%檸檬酸+60%甲醇六種試劑。以這六種不同的溶劑作為黑果腺肋花楸花色苷提取劑,取待測黑果腺肋花楸勻漿6份,每份2.00 g,在料液比1∶20 g/mL,提取溫度25 ℃下浸提60 min,以4000 r/min離心10 min,分別吸取上清液0.50 mL進行吸光度測定。

1.2.2.2 溶劑體積分數(shù)對黑果腺肋花楸花色苷提取效果的影響 根據(jù)1.2.2.1結(jié)果選擇最佳提取溶劑。取待測黑果腺肋花楸勻漿5份,每份2.00 g,按照1∶20 g/mL料液比分別依次加入含有1%檸檬酸的體積分數(shù)20%、40%、60%、80%、100%的乙醇,在25 ℃的恒溫水浴鍋中浸提60 min,以4000 r/min離心10 min,分別吸取上清液0.50 mL進行吸光度測定。

1.2.2.3 提取時間對黑果腺肋花楸花色苷提取效果的影響 根據(jù)1.2.2.1、1.2.2.2結(jié)果選擇最佳提取溶劑及其體積分數(shù)。取待測黑果腺肋花楸勻漿5份,每份2.00 g,在料液比1∶20 g/mL,提取溫度25 ℃下分別浸提30、60、90、120、150 min,以4000 r/min離心10 min,分別吸取上清液0.50 mL進行吸光度測定。

1.2.2.4 提取溫度對黑果腺肋花楸花色苷提取效果的影響 根據(jù)1.2.2.1、1.2.2.2結(jié)果選擇最佳提取溶劑根據(jù)及其體積分數(shù)。取待測黑果腺肋花楸勻漿5份,每份2.00 g,在料液比1∶20 g/mL,提取溫度分別為25、35、45、55、65 ℃下浸提60 min,以4000 r/min離心10 min,分別吸取上清液0.50 mL進行吸光度測定。

1.2.2.5 料液比對黑果腺肋花楸花色苷提取效果的影響 根據(jù)1.2.2.1、1.2.2.2結(jié)果選擇最佳提取溶劑及其體積分數(shù)。取待測黑果腺肋花楸勻漿5份,每份2.00 g,按照料液比1∶15、1∶20、1∶25、1∶30、1∶35 g/mL分別加入含有1%檸檬酸的乙醇,提取溫度25 ℃下浸提60 min,以4000 r/min離心10 min,分別吸取上清液0.50 mL進行吸光度測定。

1.2.3 正交實驗 根據(jù)單因素結(jié)果,以花色苷含量為指標，選擇乙醇體積分數(shù)(A)、料液比(B)、提取溫度(C)、提取時間(D)四個單因素進行正交優(yōu)化實驗,采用L9(34)正交表進行四因素三水平正交試驗設(shè)計,如表1,確定黑果腺肋花楸花色苷的最佳提取工藝參數(shù)。

表1 正交實驗設(shè)計的因素水平表Table 1 Factor level table of orthogonal experimental design

1.2.4 黑果腺肋花楸花色苷含量和色澤保存率的測定

1.2.4.1 黑果腺肋花楸花色苷含量的測定 通過pH示差法[18]測定,移取黑果腺肋花楸提取液0.5 mL,分別加入pH1.0和pH4.5的緩沖溶液10 mL。置于4 ℃冰箱平衡60 min,穩(wěn)定后用V5800紫外分光光度計分別在520、700 nm處測定花色苷溶液的吸光值,采用公式(1)計算黑果腺肋花楸提取液中花色苷含量。

式(1)

式中:A為吸光度,A=(A520-A700)pH1.0-(A520-A700)pH4.5;M為矢車菊-3-葡糖糖苷分子量,449.2;DF為稀釋因子;V為最終提取液體積,mL;ε為矢車菊-3-葡糖糖苷的消光系數(shù),26900;L為光程,1 cm;W為原料質(zhì)量,mg。

1.2.4.2 黑果腺肋花楸花色苷色澤保存率的計算 參考孫文娟[19]論文方法,采用公式(2)計算黑果腺肋花楸提取液中花色苷色澤保存率。

式(2)

式中:A1,樣品處理后吸光度值;A2,樣品初始吸光度值。

1.2.5 黑果腺肋花楸花色苷的穩(wěn)定性測定

1.2.5.1 pH對黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性的影響 參考江瀾等[20]的方法,稍作修改。準確量取0.10 mg/mL黑果腺肋花楸花色苷水溶液11份,每份10 mL,用不同濃度氫氧化鈉溶液和鹽酸溶液配制pH1～11的溶液,使花色苷溶液處于1.0、2.0、3.0、4.0、5.0、6.0、7.0、8.0、9.0,10.0、11.0的環(huán)境溶液中,搖勻后室溫下避光靜置90 min,測定520 nm下的溶液吸光值,對照組為未調(diào)節(jié)pH的樣品溶液。

1.2.5.2 光照對黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性的影響 參考趙慧[21]的方法,稍作修改。準確量取0.1 mg/mL黑果腺肋花楸花色苷水溶液6份并分兩組,每份10 mL,用不同濃度氫氧化鈉溶液和鹽酸溶液配制pH2～4的溶液,使兩組置于pH分別為2.0、3.0、4.0的環(huán)境溶液中,一組置于自然光照,另一組避光處理。測定周期為5 d,每天定時取樣后,測定520 nm下的溶液吸光值。

1.2.5.3 溫度對黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性的影響 參考江瀾等[20]的方法,稍作修改。準確量取0.1 mg/mL黑果腺肋花楸花色苷水溶液6份,每份15 mL,將其置于4、25、37、55、75、100 ℃下,保鮮膜封口加熱3 h,每隔1 h測定,取樣時迅速冷卻至室溫,測定520 nm下的溶液吸光值。

1.2.5.4 氧化劑和還原劑對黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性的影響 參考劉芳芳等[22]的方法,稍作修改。分別配制Na2SO3濃度為0.5%、1%、5%、10%的花色苷水溶液以及H2O2濃度為5、10、20、30 mmol/L的花色苷水溶液,室溫避光靜置2 h,每隔30 min測定520 nm下的溶液吸光值。

1.3 數(shù)據(jù)處理

每個結(jié)果重復(fù)處理3次,實驗數(shù)據(jù)使用Origin 7.5進行整理和作圖,并采用SPSS 19.0軟件對實驗數(shù)據(jù)進行分析。

2 結(jié)果與分析

2.1 黑果腺肋花楸花色苷提取的單因素實驗結(jié)果

2.1.1 溶劑種類對黑果腺肋花楸花色苷提取效果的影響 由圖1可知,不同提取溶劑對黑果腺肋花楸花色苷提取量影響差異較大。1%檸檬酸+60%乙醇溶劑提取效果最佳,花色苷提取量可達3.85 mg/g;水溶劑提取最差,花色苷含量為2.12 mg/g。醇提效果明顯高于水提效果,這與花色苷屬于水溶性多酚類物質(zhì),在有機醇溶劑中的極性較強有關(guān);酸性溶劑的提取效果比同種非酸性溶劑的提取效果好,這是因為花色苷在弱酸性環(huán)境中穩(wěn)定,在中性及堿性下不穩(wěn)定,結(jié)構(gòu)易被破壞有關(guān)。因此選擇含1%檸檬酸的60%乙醇溶液作為本試驗的提取溶劑。

圖1 溶劑種類對黑果腺肋花楸花色苷提取量的影響Fig.1 Effects of solvent type on anthocyanin extraction from Aronia melanocarpa注:1:水;2:1%檸檬酸;3:60%乙醇; 4:1%檸檬酸+60%乙醇;5:60%甲醇,6:1%檸檬酸+60%甲醇。

2.1.2 溶劑體積分數(shù)對黑果腺肋花楸花色苷提取效果的影響 由圖2可知,當(dāng)乙醇體積分數(shù)小于60%時,花色苷提取量與乙醇體積分數(shù)成正比;乙醇體積分數(shù)為60%時,花色苷提取量最高為3.62 mg/g,乙醇體積分數(shù)大于60%時,花色苷的提取得率逐漸降低。此趨勢的原因可能與花色苷溶液與60%乙醇的極性更相近有關(guān);在乙醇體積分數(shù)較低的溶液體系中,由于花色苷的有效溶出率受水溶性較好的物質(zhì)影響很大,從而導(dǎo)致提取效果較差[25];但在乙醇體積分數(shù)過高的溶液體系中,隨著脂溶性物質(zhì)的不斷溶出,花色苷溶解度也隨之下降,造成提取效果變差。

圖2 乙醇體積分數(shù)對黑果腺肋花楸花色苷提取量的影響Fig.2 Effects of ethanol volume on anthocyanin extration from Aronia melanocarpa

2.1.3 提取時間對黑果腺肋花楸花色苷提取效果的影響 由圖3可知,隨著提取時間的增加,黑果腺肋花楸花色苷的提取含量呈現(xiàn)先升后降的趨勢,在提取時間為60 min時達到頂峰,此時花色苷的提取量為3.65 mg/g。呈現(xiàn)此變化的原因可能是隨著時間的增加,花色苷逐漸溶出,導(dǎo)致提取量增加;而隨著提取時間的持續(xù)延長,花色苷被充分提取,同時提取溫度過高,花色苷穩(wěn)定性較低,導(dǎo)致被氧化，從而使其含量降低[26]。

圖3 提取時間對黑果腺肋花楸花色苷提取量的影響Fig.3 Effects of extraction time on anthocyanin extraction from Aronia melanocarpa

2.1.4 提取溫度對黑果腺肋花楸花色苷提取效果的影響 由圖4可知,一定范圍的溫度升高,花色苷提取量增加,55 ℃時達到最大值,其提取量為4.28 mg/g;溫度繼續(xù)上升,花色苷的提取量急劇下降。由此可見,黑果腺肋花楸花色苷的熱穩(wěn)定性很差,提取溫度過高會破壞C位結(jié)構(gòu),導(dǎo)致花色苷被降解,影響提取效果[27]。

圖4 提取溫度對黑果腺肋花楸花色苷提取量的影響Fig.4 Effects of extraction temperature on anthocyanin extraction from Aronia melanocarpa

2.1.5 料液比對黑果腺肋花楸花色苷提取效果的影響 由圖5可知,當(dāng)料液比從1∶15～1∶20 g/mL時,花色苷提取量逐漸上升;當(dāng)料液比為1∶20 g/mL時達到最大,花色苷提取量為3.71 mg/g;但當(dāng)料液比大于1∶20 g/mL時,花色苷的含量開始下降。呈現(xiàn)這種先上升后下降的趨勢的原因可能是當(dāng)料液比較小時,花色苷在溶液中達到過飽和狀態(tài),但當(dāng)料液比接近1∶20 g/mL時,原來過飽和狀態(tài)下的花色苷溶液全部溶解于溶劑中;當(dāng)料液比超過1∶20 g/mL后,由于此時花色苷分子間的作用力減弱,穩(wěn)定性降低容易被分解,導(dǎo)致總花色苷得率下降[19]。

圖5 料液比對黑果腺肋花楸花色苷提取量的影響Fig.5 Effects of solid-liquid ratio on anthocyanin extraction from Aronia melanocarpa

2.2 黑果腺肋花楸花色苷提取的正交實驗結(jié)果

黑果腺肋花楸花色苷提取正交試驗結(jié)果如表2所示,方差分析結(jié)果如表3所示。以花色苷提取量為檢測指標。

表2 苷正交試驗結(jié)果Table 2 The results of orthogonal test

表3 正交試驗方差分析Table 3 Variance analysis of orthogonal test

由R值分析可知,影響黑果腺肋花楸花色苷提取率的各因素主次順序為提取溫度>乙醇體積分數(shù)>料液比>提取時間,所以適當(dāng)?shù)厣邷囟瓤梢源龠M黑果腺肋花楸花色苷溶出,但溫度過高會對花色苷的結(jié)構(gòu)甚至活性等都造成很大破壞。由k1、k2、k3值可以確定出溶劑浸提提取黑果腺肋花楸花色苷的最佳方案為A1B3C2D2:乙醇體積分數(shù)50%,液料比25∶1 g/mL,提取溫度55 ℃,提取時間60 min,通過驗證試驗,按上述優(yōu)選工藝平行提取3次,求得花色苷含量為(4.32±0.18) mg/g,與正交表格中A1B2C2D2花色苷提取量4.22 mg/g進行比較,表明試驗所確定的A1B3C2D2為較優(yōu)工藝。根據(jù)方差分析表,FC>FA>FB>FD,由此可知提取溫度對花色苷提取效果的影響高于乙醇體積分數(shù)、料液比和提取時間,由FC>F0.05,提取溫度對花色苷提取的效果影響顯著。

2.3 黑果腺肋花楸花色苷的穩(wěn)定性測定結(jié)果

2.3.1 pH對黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性的影響 由表4可知,黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性受pH影響很大,其原因是不同的pH會使花色苷化學(xué)結(jié)構(gòu)發(fā)生轉(zhuǎn)變。當(dāng)pH≤3.0時,果汁顏色幾乎為紅色,其原因為在酸性環(huán)境下黑果腺肋花楸花色苷主要以紅色吡喃陽離子結(jié)構(gòu)存在;當(dāng)pH接近7.0時,果汁顏色呈現(xiàn)淡黃,這是因為在中性環(huán)境中主要是存在的形式為無色查爾酮;當(dāng)pH大于7.0之后,溶液逐漸形成深黃色,這是因為在堿性環(huán)境下,花色苷的主要存在形式是藍綠色醌示結(jié)構(gòu)[19]。由此可知,當(dāng)pH為1.0時,黑果腺肋花楸花色苷溶液吸光值最高,呈現(xiàn)亮紅色,pH≥4.0時溶液顏色逐漸失去紅色,因此pH≤3.0時,黑果腺肋花楸花色苷呈紅色且穩(wěn)定性較強,利于保存。

表4 pH對黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性的影響 Table 4 Effects of pH on stability of anthocyanin from Aronia melanocarpa

2.3.2 光照對黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性的影響 由圖6可知,不同pH黑果腺肋花楸花色苷水溶液在光照和避光條件下穩(wěn)定性差異明顯。避光保存5 d后pH2.0花色苷水溶液吸光度值從0.895下降到0.809,說明在避光條件下,酸性環(huán)境使得花色苷穩(wěn)定性較好,隨著pH的升高,吸光度明顯下降,說明色素逐漸開始降解褪色;第3 d,pH4.0和對照組的花色苷水溶液均出現(xiàn)白色絮狀沉淀物。光照處理5 d后pH2.0花色苷水溶液吸光度值從0.895下降到0.488,吸光度值急劇下降,說明光照對花色苷的穩(wěn)定性破壞較強;第3 d開始,光照組所有樣品開始出現(xiàn)白色絮狀沉淀物。不同pH黑果腺肋花楸花色苷水溶液的吸光值在光照條件下均比避光條件小,避光褪色慢,光照褪色快?？赡苁且驗榛ㄉ赵诠庹諚l件下酰基脫落,導(dǎo)致穩(wěn)定性下降。綜上所述,避光環(huán)境比光照環(huán)境更利于花色苷水溶液的穩(wěn)定性;酸性環(huán)境pH2.0相對其他pH條件更利于花色苷水溶液結(jié)構(gòu)保持穩(wěn)定。

圖6 光照對黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性的影響Fig.6 Effects of light on stability of anthocyanin from Aronia melanocarpa

2.3.3 溫度對黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性的影響 由圖7可知,加熱溫度和時間對花色苷水溶液的穩(wěn)定性影響較大。加熱溫度和時間升高都會導(dǎo)致花色苷水溶液的吸光度值降低,顏色變淺,色澤保存率減小。加熱3 h后,在75 ℃時,溫度的增加對花色苷穩(wěn)定性影響較弱,吸光度值從0.208下降到0.153;色澤保存率從100%下降到73.6%;100 ℃時,吸光度值下降到0.074,色澤保存率下降到35.6%。由此可見,黑果腺肋花楸花色苷在75 ℃以內(nèi),具有較強的熱穩(wěn)定性,隨著溫度的升高,其耐熱性逐漸降低,這可能是在高溫條件下花色苷易氧化褪色[28]。

圖7 溫度對黑果腺肋花楸花色苷色澤保存率的影響Fig.7 Effects of temperature on color stability of anthocyanin from Aronia melanocarpa

2.3.4 氧化劑和還原劑對黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性的影響 由圖8可知,在本文所選H2O2濃度范圍內(nèi),添加4種不同濃度H2O2后,黑果腺肋花楸花色苷溶液吸光度值呈不同程度的下降趨勢。添加H2O2后花色苷溶液吸光度值從一開始就明顯低于CK組,隨著H2O2濃度不斷增大,花色苷吸光度值快速下降,當(dāng)其濃度達到5%之后,花色苷的吸光度值趨于穩(wěn)定;隨著時間增加,不同濃度的H2O2花色苷溶液吸光度值總體呈現(xiàn)逐漸降低的趨勢;色澤方面,H2O2濃度越大,花色苷溶液越接近無色,說明花色苷的破壞很嚴重。其原因可能是H2O2是親核性質(zhì),花色苷的C位比較容易受到攻擊,導(dǎo)致吡喃還陽離子被破壞,生成無色查爾酮物質(zhì)，繼續(xù)降解成各種無色脂類以及香豆素衍生物[29],或者相互作用發(fā)生聚合形成沉淀。

圖8 氧化劑對黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性的影響Fig.8 Effects of the oxidant on stability of anthocyanin from Aronia melanocarpa

由圖9可知,在本文所選Na2SO3濃度范圍內(nèi),添加4種不同濃度Na2SO3后，黑果腺肋花楸花色苷溶液吸光度值均呈不同程度的急劇下降趨勢,且Na2SO3濃度越大,吸光度值下降越多。不同于氧化劑對花色苷的影響,花色苷溶液的吸光值隨著反應(yīng)時間的增加趨于平緩,但色澤逐漸變淺。說明黑果腺肋花楸花色苷的穩(wěn)定性受還原劑Na2SO3的影響也很大,且是一個快速反應(yīng)的過程,Na2SO3的濃度越大,花色苷的降解率就越快。其原因可能是花色苷溶液屬于酸性溶液,在酸性環(huán)境下,亞硫酸根會形成亞硫酸氫根,進而親核攻擊花色苷C位[30],形成無色的花色苷煙硫酸鹽復(fù)合物,導(dǎo)致顏色變淺;還有可能是Na2SO3具有漂白作用,導(dǎo)致溶液顏色變淺。

圖9 還原劑對黑果腺肋花楸花色苷穩(wěn)定性的影響Fig.9 Effects of the deoxidizer on stability of anthocyanin from Aronia melanocarpa

3 結(jié)論

采用正交法對黑果腺肋花楸花色苷的提取條件進行優(yōu)化,最佳提取條件為:乙醇體積分數(shù)50%、液料比25∶1 g/mL、提取溫度55 ℃、提取時間60 min,此條件下黑果腺肋花楸花色苷提取量可達到(4.32±0.18) mg/g。通過實驗表明,當(dāng)pH為1.0時,黑果腺肋花楸花色苷溶液吸光值最高,呈現(xiàn)亮紅色,pH≥4.0時溶液顏色逐漸失去紅色,因此黑果腺肋花楸花色苷應(yīng)在酸性條件下比較穩(wěn)定。

黑果腺肋花楸花色苷溶液吸光值隨著溫度的升高和光照時間的增加逐漸變小,避光環(huán)境比光照環(huán)境更利于花色苷水溶液保存;加工熱處理溫度應(yīng)保持在75 ℃內(nèi),儲藏時應(yīng)存放于4 ℃冰箱。氧化劑H2O2和還原劑Na2SO3對黑果腺肋花楸花色苷溶液均會造成不同程度的破壞,在加工運輸保存時應(yīng)盡量避免接觸此類氧化劑和還原劑。

在后續(xù)的研究中,擬采用多種方法對比提取黑果腺肋花楸花色苷;在穩(wěn)定性方面擬采用多種方法提升花色苷的穩(wěn)定性,如化學(xué)方法修飾花色苷結(jié)構(gòu)或采用蛋白包埋花色苷的方式提升花色苷的穩(wěn)定性。