霍芳芳,史 明,屈杜潔,郭生龍,郭向陽,劉士福,郝敏鋒,吳中亮*

(1第四軍醫(yī)大學(xué)西京醫(yī)院神經(jīng)內(nèi)科,西安 710032;2榆林市榆陽區(qū)中醫(yī)院內(nèi)科;3西安市中心醫(yī)院神經(jīng)內(nèi)科;*通訊作者,E-mail:wuzhongl@fmmu.edu.cn)

睡眠不足或者睡眠質(zhì)量下降不但可以引起學(xué)習(xí)記憶受損和認(rèn)知功能下降[1,2],還可以對機體的血液循環(huán)系統(tǒng)和免疫系統(tǒng)等造成損傷[3]。大量研究證實,人體在沒有明顯感染或損傷表現(xiàn)時,急性或慢性睡眠剝奪可導(dǎo)致外周血白細(xì)胞計數(shù),C-反應(yīng)蛋白以及炎癥因子水平(IL-1β,IL-6,TNF-α)顯著升高[4,5]。此外,在動物實驗研究中發(fā)現(xiàn),睡眠缺乏可引起小鼠海馬和大腦皮層小膠質(zhì)細(xì)胞的激活,同時引起局部神經(jīng)炎癥反應(yīng),進(jìn)而加重神經(jīng)功能損傷[6]。下丘腦是睡眠調(diào)節(jié)的中樞,但睡眠剝奪對下丘腦小膠質(zhì)細(xì)胞和局部神經(jīng)炎癥的影響及其作用機制尚不明確。

組蛋白修飾是組蛋白在相關(guān)酶的作用下發(fā)生甲基化、乙?；⒘姿峄?、泛素化等修飾。常見的組蛋白乙?；揎椩贖3K9(H3N一端第9位賴氨酸)K14、K23等位點[7]。本實驗以組蛋白乙?；疕3N一端第9位賴氨酸位點(H3K9AC)為研究對象,組蛋白乙?；街饕山M蛋白去乙酰化酶(HDAC)和組蛋白乙?；D(zhuǎn)移酶(HAT)進(jìn)行調(diào)控。研究發(fā)現(xiàn),組蛋白乙酰化修飾在免疫炎癥反應(yīng)中發(fā)揮重要的作用,SAHA是作用于HDAC的廣譜性抑制劑。通過抑制HDAC,提高組蛋白去乙酰化修飾水平,提高組蛋白乙?；揎椝娇梢詼p少神經(jīng)系統(tǒng)的炎性反應(yīng);抑制小膠質(zhì)細(xì)胞的活化同時促進(jìn)小膠質(zhì)細(xì)胞向具有組織修復(fù)功能的M2表型轉(zhuǎn)變[8]。但睡眠剝奪后組蛋白乙?；揎椩谛∧z質(zhì)細(xì)胞功能調(diào)節(jié)中的作用尚未見報道。本實驗主要探討睡眠剝奪對大鼠下丘腦區(qū)小膠質(zhì)細(xì)胞的影響和組蛋白乙?；揎椀母淖?觀察提高組蛋白乙酰化修飾水平對小膠質(zhì)細(xì)胞活化和相關(guān)炎癥因子的影響。

1 材料與方法

1.1 實驗動物和主要試劑

雄性大鼠，二級清潔級(SPF)8-9周齡,生產(chǎn)許可證號:scxk(軍)2012-0007)45只,體質(zhì)量200-250 g,兔抗H3K9AC單克隆抗體和山羊抗Iba-1多克隆抗體購自英國Abcam公司,兔抗β-action多克隆抗體和HRP(辣根過氧化物酶)標(biāo)記山羊抗兔IgG購自北京康為世紀(jì)公司,Cy3標(biāo)記驢抗山羊購自美國Abbkine公司,異羥肟酸(SAHA)購自美國Selleck公司。

1.2 實驗分組及給藥方法

按照隨機數(shù)字表法將45只雄性Sprague Dawley大鼠隨機分為5組:對照組(control組,n=9)、睡眠剝奪3 d組(SD3組)、睡眠剝奪3 d+SAHA(SD3+SAHA組)、睡眠剝奪6 d組(SD6組)、睡眠剝奪6 d+SAHA(SD6+SAHA組),每組9只大鼠。對照組大鼠正?；\養(yǎng),SD3組大鼠睡眠剝奪3 d,SD6組大鼠睡眠剝奪6 d。異羥戊酸(SAHA)是一種組蛋白去乙?；敢种苿?通過抑制組蛋白去乙?；?提高組蛋白去乙?；揎椝?。將SAHA粉劑溶于二甲基亞砜(DMSO)中,對SD3+SAHA組與SD6+SAHA組分別以50 mg/(kg·d)從睡眠剝奪前一天開始連續(xù)腹腔注射,直至睡眠剝奪結(jié)束。對照組給予等體積DMSO。

1.3 睡眠剝奪大鼠模型的建立

采用國際公認(rèn)的改良多平臺睡眠剝奪法(modified multiple platform method,MMPM)建立睡眠剝奪模型[9]。制備大小為75.0 cm×40.0 cm×40.0 cm水箱,內(nèi)設(shè)8個高8.0 cm、直徑6.5 cm圓形平臺,平臺間距離為15.0 cm,水面低于平臺約1-2 cm,水溫保持20-24 ℃。大鼠可在各平臺間自由活動和采食飲水,當(dāng)大鼠睡眠進(jìn)入REM期時,大鼠由于肌肉松弛,張力消失,掉入水中,再次清醒,因此達(dá)到REM期睡眠剝奪。在造模前2 d大鼠置于盛水的平臺上適應(yīng)2 d,每天2 h,第3天開始對SD3組、SD6組大鼠進(jìn)行睡眠剝奪,造模時間每天光照從早9:00到晚9:00,以保證晝夜節(jié)律正常。SD3+SAHA組與SD6+SAHA組先籠養(yǎng)給藥(如SD3+SAHA組,睡眠剝奪前一天開始給藥,直至睡眠剝奪結(jié)束)。對照組大鼠籠養(yǎng)。

1.4 大鼠腦組織標(biāo)本的采集

分別從各組中隨機取3只大鼠,用10%水合氯醛(3-5 mg/kg)腹腔注射麻醉大鼠,暴露心臟,用止血鉗夾起心臟,從心尖處將針頭插入主動脈,打開灌注器,剪開右心耳,以30 r/min灌注生理鹽水。當(dāng)右心耳流出的血液變清澈時,改用4%多聚甲醛溶液灌注300-400 ml，快速取出大鼠腦組織，多聚甲醛溶液4 ℃固定過夜。30%蔗糖溶液脫水,腦組織下沉。根據(jù)西北大學(xué)出版社出版的第1版《大鼠腦讀片提要及圖譜》(文獻(xiàn)號:ISBN 7-5604-0892-3/R 15)的圖譜,用德國(Leica)切片機切片,以厚度30 μm切下丘腦區(qū)域,放入凍存液中，-20 ℃冰箱儲存。

1.5 大鼠下丘腦小膠質(zhì)細(xì)胞活化

Iba-1是小膠質(zhì)細(xì)胞特異性的標(biāo)記分子,實驗通過Iba-1作為免疫熒光染色標(biāo)記小膠質(zhì)細(xì)胞,觀察小膠質(zhì)細(xì)胞形態(tài)的變化,從而表明其是否活化。小膠質(zhì)細(xì)胞處于靜息狀態(tài)時呈分枝狀,胞體小,分支較細(xì)長,而活化的小膠質(zhì)細(xì)胞胞體增大,分支變粗而短,呈現(xiàn)出典型的阿米巴樣狀態(tài)或還未達(dá)到典型阿米巴樣狀態(tài)的中間活化狀態(tài)[10]。

1.6 免疫熒光法檢測小膠質(zhì)細(xì)胞(Iba-1)

從-20 ℃的冰箱里分別取出各組大鼠下丘腦位置腦片，1×PBS(pH=7.4)洗3次，每次10 min，5%BSA封閉40-60 min，5%BSA稀釋一抗，山羊抗Iba-1(1 ∶500)，4 ℃過夜。1 ∶5 000稀釋的Hochest稀釋二抗，Cy3標(biāo)記的驢抗山羊(1 ∶500)封閉，常溫避光孵育2 h，腦片鋪在載玻片上，甘油封片，德國(Leica)熒光顯微鏡觀察，每張片取3個不同視野，計數(shù)Iba-1的活化數(shù)目。

1.7 Western blot檢測H3K9AC

分別從各組中隨機取3只大鼠,用10%水合氯醛(3-5 mg/kg)腹腔注射麻醉,斷頭取腦組織,取下丘腦,加入700 μl裂解液,用勻漿研磨器研磨、離心,取上清液,測量蛋白濃度,-80 ℃保存?zhèn)溆谩Ｈ〕龅鞍捉M織,溶解后分別取60 μg,目的分子H3K9AC大小約17 kDa,內(nèi)參β-actin 42 kDa,用SDS-PAGE凝膠試劑盒配制10%的分離膠電泳,NC膜轉(zhuǎn)膜,5%脫脂牛奶封閉約1 h,分別孵育兔抗H3K9AC(1 ∶1 000)和兔抗β-actin(1 ∶2 000),4 ℃過夜，加山羊抗兔IgG(1 ∶1 000),室溫孵育約2 h,用化學(xué)發(fā)光試劑盒配置的發(fā)光液成像,并應(yīng)用Gel-Pro Application軟件檢測結(jié)果灰度值并記錄。

1.8 RT-RNA檢測TNF-α、IL-6、NOS2、IL-10的mRNA的表達(dá)

提取下丘腦組織總的RNA，紫外分光光度計測出RNA濃度和純度，純度檢測A260/280在1.8-2.0，按照逆轉(zhuǎn)錄試劑盒PrimeScript RT Master Mix的說明書合成cDNA。RT-PCR擴增反應(yīng)采用25 μl體系：分別向每個8聯(lián)管加入Taq(2×)酶Ⅱ 12.5 μl、上下引物各1 μl、dH2O 8.5 μl、cDNA模板2 μl，每個樣品設(shè)3個復(fù)孔。反應(yīng)條件是95 ℃ 30 s變性，95 ℃ 5 s、60 ℃ 30 s、72 ℃ 15 s 40個循環(huán)。β-actin作為內(nèi)參檢測實驗各組大鼠下丘腦的炎癥因子TNF-α、IL-6、NOS2、IL-10的mRNA的表達(dá)。引物由TaKara公司設(shè)計和合成，所用引物序列見表1。

表1RT-PCR的目的基因引物序列

Table1TargetgeneprimersequencesofrealtimePCR

目的基因 引物序列TNF-αF:5'-TCAGTTCCATGGCCCAGAC-3'R:5'-GTTGTCTTTGAGATCCATGCCATT-3'IL-6F:5'-ATTGTATGAACAGCGATGATGCAC-3'R:5'-CCAGGTAGAAACGGAACTCCAGA-3'NOS2F:5'-GTAGCGGGGCTTCAAGATAGGGAG-3'R:5'-CGGACGAGACGGATAGGCAGAGAT-3'IL-10F:5'-CCCTTTGCTATGGTGTCCTT-3'R:5'-TGGTTTCTCTTCCCAAGACC-3'β-actinF:5'-GGAGATTACTGCCCTGGCTCCTA-3'R:5'-GACTCATCGTACTCCTGCTTGCTG-3'

1.9 統(tǒng)計學(xué)分析

采用Graph Pad Prism 6.00軟件作圖,數(shù)據(jù)使用SPSS17.0統(tǒng)計分析,以均數(shù)±標(biāo)準(zhǔn)差表示,組間差異分析采用單因素方差分析和LSD檢驗,當(dāng)P<0.05時,組間差異具有統(tǒng)計學(xué)意義。

2 結(jié)果

2.1 各組大鼠下丘腦區(qū)小膠質(zhì)細(xì)胞的表達(dá)

免疫熒光染色檢測小膠質(zhì)細(xì)胞活性細(xì)胞數(shù)(Iba-1),結(jié)果顯示大鼠下丘腦區(qū)小膠質(zhì)細(xì)胞廣泛表達(dá),應(yīng)用紅色熒光標(biāo)記。與control組相比,SD3組、SD6組大鼠下丘腦小膠質(zhì)細(xì)胞活性細(xì)胞數(shù)目明顯增多,差異有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.05),而大鼠下丘腦小膠質(zhì)細(xì)胞活性細(xì)胞數(shù)目在SD3組與SD6組組間相比差異無統(tǒng)計學(xué)意義(P>0.05);SD3+SAHA組與SD3組相比、SD6+SAHA組與SD6組相比,大鼠下丘腦中的小膠質(zhì)細(xì)胞活性數(shù)目降低,差異有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.05),而SD3+SAHA組與SD6+SAHA組組間相比,小膠質(zhì)細(xì)胞活性數(shù)目差異無統(tǒng)計學(xué)意義(P>0.05,見圖1,2)。

2.2 各組大鼠下丘腦組蛋白H3K9乙?；降母淖?/h3>

Western blot檢測各實驗組大鼠下丘腦組織中組蛋白乙?；疕3N一端第9位賴氨酸位點(H3K9AC)水平表達(dá),結(jié)果顯示,與control組相比,SD3組、SD6組大鼠下丘腦中的H3K9AC明顯減少,差異均有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.01),而大鼠下丘腦中的H3K9AC的表達(dá)在SD3組與SD6組間相比,差異無統(tǒng)計學(xué)意義(P>0.05)。SD3+SAHA組與SD3組相比、SD6+SAHA組與SD6組相比,大鼠下丘腦中的H3K9AC水平明顯提高,差異有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.05)。而大鼠下丘腦中的H3K9AC的表達(dá)在SD3+SAHA組與SD6+SAHA組進(jìn)行組間相比,差異無統(tǒng)計學(xué)意義(P>0.05,見圖3)。

圖1 各實驗組大鼠下丘腦中小膠質(zhì)細(xì)胞Iba-1免疫熒光染色結(jié)果Figure 1 The activity of microglia in the rat hypothalamus by immunofluorescence

與control組比較,*P<0.05;與SD3組比較,△P<0.05;與SD6組比較,#P<0.05圖2 各實驗組大鼠下丘腦中小膠質(zhì)細(xì)胞的活性對比Figure 2 Comparison of activity of microglia in the rat hypothalamus among five groups

2.3 各組大鼠下丘腦的炎癥因子TNF-α、IL-6、NOS2、IL-10的mRNA表達(dá)

與control組相比,SD3組、SD6組大鼠下丘腦組織中炎癥因子TNF-α、IL-6、NOS2、IL-10的mRNA表達(dá)水平增加,差異有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.05);SD3+SAHA組與SD3組相比,大鼠下丘腦組織中炎癥因子IL-6、NOS2表達(dá)減少,差異有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.01)；SD6+SAHA組與SD6組相比,大鼠下丘腦組織中炎癥因子TNF-α減少,差異有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.05),IL-6、NOS2明顯減少,差異有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.01),IL-10作為抗炎因子增多,差異有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.05,見表2)。

與control組相比,**P<0.01;與SD3組比較,△P<0.05；與SD6組比較,#P<0.05圖3 大鼠下丘腦組蛋白H3K9乙?；降母淖僃igure 3 The changes of histone H3K9 acetylation levels in the hypothalamus of rats

表2各組炎癥因子mRNA水平在下丘腦的表達(dá)

Table2ExpressionofthelevelofinflammatoryfactormRNAinthehypothalamus

分組 TNF-α IL-6 NOS2 IL-10 Control組1 1 1 1 SD3組2.50±0.70#3.19±0.21#6.35±0.95#2.24±0.24#SD3+SAHA組1.43±0.421.49±0.51**2.39±0.48**2.40±0.59SD6組3.30±0.73#6.27±0.27#8.91±0.52#2.50±0.46#SD6+SAHA組1.77±0.41Δ2.89±0.39ΔΔ3.09±0.26ΔΔ4.90±0.80Δ

與對照組相比,#P<0.05,##P<0.01;與SD3組相比,*P<0.05,**P<0.01;與SD6組相比,ΔP<0.05,ΔΔP<0.01

3 討論

睡眠不足或睡眠質(zhì)量下降是炎癥相關(guān)疾病的危險因素之一[11],如心血管疾病、免疫功能失調(diào)、代謝紊亂等[12-15]。盡管針對神經(jīng)元細(xì)胞在睡眠剝奪后腦部功能異常中的作用已有大量研究,作用機制仍不清楚,而非神經(jīng)元細(xì)胞在睡眠中的作用日益引起人們的重視。小膠質(zhì)細(xì)胞是中樞神經(jīng)系統(tǒng)的固有吞噬細(xì)胞,它們在突觸發(fā)育及神經(jīng)損傷修復(fù)過程中均發(fā)揮著重要的作用[16,17]。研究顯示,在沒有明顯的感染及損傷情況下,急性和慢性睡眠剝奪可以引起小膠質(zhì)細(xì)胞的激活[18]。此外,下丘腦是調(diào)節(jié)睡眠-覺醒的中樞[19],同時與神經(jīng)垂體和腺垂體的內(nèi)分泌調(diào)節(jié)密切相關(guān)[20]?；蚺c環(huán)境相互作用的表觀遺傳學(xué)機制可能對睡眠和睡眠障礙的調(diào)控發(fā)揮重要作用[21]。目前側(cè)重于組蛋白乙?；揎棇ι镧姷幕虮磉_(dá)調(diào)控。組蛋白乙?；谀[瘤、炎性反應(yīng)、脂肪代謝等方面已取得廣泛研究,體內(nèi)組蛋白乙?；降淖兓山M蛋白乙酰化酶(HATs)和組蛋白去乙?；?HDACs)調(diào)節(jié),而后者在染色體結(jié)構(gòu)重塑及基因表達(dá)調(diào)控中發(fā)揮著重要的作用[22]。那么睡眠剝奪對下丘腦部位的小膠質(zhì)細(xì)胞、組蛋白乙酰化水平有什么樣的作用?本實驗結(jié)果證實,大鼠睡眠剝奪后下丘腦部位的小膠質(zhì)細(xì)胞呈活化狀態(tài),主要表現(xiàn)為小膠質(zhì)細(xì)胞數(shù)量的增多、細(xì)胞胞體增大以及分支變粗。同時,該部位促炎因子IL-6、TNF-α、NOS2的mRNA表達(dá)水平亦顯著提高。

研究發(fā)現(xiàn),HDAC抑制劑可以通過抑制小膠質(zhì)細(xì)胞的炎癥反應(yīng)進(jìn)而在神經(jīng)變性疾病，如Alzheimer’s,Huntington’s等疾病中發(fā)揮神經(jīng)保護(hù)作用[23-25]。Patnala等[26]在小鼠腦缺血模型中發(fā)現(xiàn),HDAC抑制劑SB(sodium butyrate,SB)可以抑制缺血后的神經(jīng)炎癥反應(yīng),包括抑制小膠質(zhì)細(xì)胞的激活、下調(diào)促炎因子IL-6、TNF-α、NOS2的表達(dá)并促進(jìn)抑炎因子IL-10/STAT3通路的激活。本研究結(jié)果顯示,睡眠剝奪后小膠質(zhì)細(xì)胞組蛋白乙?；疕3K9水平顯著降低,而注射HDAC抑制劑后(SAHA)乙?；教岣?同時活化的小膠質(zhì)細(xì)胞數(shù)量顯著減少,細(xì)胞體積減小,通過應(yīng)用SAHA改變組蛋白乙?；瘯r,發(fā)現(xiàn)促炎性因子TNF-α、NOS2、IL-6表達(dá)減少,而抗炎因子IL-10表達(dá)增高,說明睡眠剝奪可能誘導(dǎo)IL-10/STAT3抗炎途徑下游的基因表達(dá),從而影響小膠質(zhì)細(xì)胞的表達(dá)。

小膠質(zhì)細(xì)胞活化至關(guān)重要的表觀遺傳學(xué)機制,可用于將小神經(jīng)膠質(zhì)細(xì)胞表型從神經(jīng)毒性轉(zhuǎn)變?yōu)樯窠?jīng)保護(hù)性,幫助神經(jīng)再生和在缺血性腦中發(fā)揮神經(jīng)保護(hù)作用[27]。所以可認(rèn)為組蛋白乙酰化對小膠質(zhì)細(xì)胞起保護(hù)作用。也有實驗表明神經(jīng)膠質(zhì)細(xì)胞和神經(jīng)元之間相互影響[28],前期實驗證明,睡眠剝奪引起神經(jīng)元細(xì)胞顯著減少,而注射HDAC抑制劑(SAHA)可改善睡眠剝奪誘導(dǎo)減少的神經(jīng)元表達(dá)[29],而小膠質(zhì)細(xì)胞是中樞的吞噬細(xì)胞,它們在突觸發(fā)育及神經(jīng)損傷修復(fù)過程中均發(fā)揮著重要的作用,所以進(jìn)一步證明組蛋白乙酰化對神經(jīng)有保護(hù)作用。

綜上所述,本研究顯示,睡眠剝奪可影響大鼠下丘腦區(qū)小膠質(zhì)細(xì)胞的活化和組蛋白乙?；揎?通過使用HDAC抑制劑SAHA提高組蛋白乙?；?可以明顯抑制大鼠睡眠剝奪后下丘腦小膠質(zhì)細(xì)胞的炎性反應(yīng),同時發(fā)揮重要的神經(jīng)保護(hù)作用。因此需要進(jìn)一步開展SAHA的臨床研究,可望使其成為保護(hù)神經(jīng)治療措施的一種新選擇,然而本研究的具體信號機制仍需進(jìn)一步深入探討。

參考文獻(xiàn)：

[1] Sateia MJ. International classification of sleep disorders-third edition: highlights and modifications[J]. Chest, 2014, 146(5):1387-1394.

[2] 吳興曲,陳玖,楊來啟,等.36 h睡眠剝奪對青年軍人聽感覺門控P50的影響[J].山西醫(yī)科大學(xué)學(xué)報,2013,44(3):200-202.

[3] 董開源,閆昱博,馬珂,等.褪黑素對睡眠剝奪大鼠肝損傷的保護(hù)作用[J].山西醫(yī)科大學(xué)學(xué)報,2012,43(12):903-906.

[4] Hurtado-Alvarado G, Pavn L, Castillo-García SA,etal. leep Loss as a Factor to Induce Cellular and Molecular Inflammatory Variations[J]. Clin Dev Immunol, 2013, 2013:801341labelpara:mylabel1

[5] He JY,Hsuchou H,He Y,etal. Sleep restriction impairs blood-brain barrier function[J]. J Neurosci, 2014,34(44):14697-14706.

[6] Bellesi M, de Vivo L,Chini M,etal. Sleep loss promotes astrocytic phagocytosis and microglial activation in mouse cerebral cortex[J]. J Neurosci, 2017, 37(21): 5263-5273.

[7] Tony K.Chromatin modifications and their function[J]. Cell, 2007, 128 (4):693-705.

[8] Lu J, Frerich JM, Turtzo LC,etal. Histone deacetylase inibitors are neuroprotective and preserve NGF-mediated cell survival following traumatic brain injury[J]. Proc Natl Acad Sci, 2013, 110 (26):10747-10752.

[9] Suchecki D, Tufik S. Social stability attenuates the stress in the modified multiple platform method for paradoxical sleep deprivation in the rat[J]. Physiol Behav, 2000, 68(3):309-316.

[10] Shigemoto-Mogami Y, Hoshikawa K, Goldman JE,etal. Microglia enhance neurogenesis and oligodendrogenesis in the early postnatal subventricular zone[J]. J Neurosci,2014, 34(6):2231-2243.

[11] Wisor JP, Schmidt MA, Clegern WC,etal. Evidence for neuroinflammatory and microglial changes in the cerebral response to sleep loss[J]. Sleep, 2011, 34(3):261-272.

[12] Rechtschaffen A, Gilliland MA, Bergmann BM,etal. Physiological correlates of prolonged sleep deprivation in rats[J]. Science, 1983, 221(4606):182-184.

[13] Everson CA, Bergmann BM, Rechtschaffen A,etal. Sleep deprivation in the rat: III. Total sleep deprivation[J]. Sleep, 1989, 12(1):13-21.

[14] Rechtschaffen A, Bergmann BM. Sleep deprivation in the rat by the disk-over-water method[J]. Behav Brain Res, 1995, 69(1-2):55-63.

[15] Muzio L, Brambilla V, Calcaterra L,etal. Increased neuroplasticity and hippocampal microglia activation in a mice model of rapid antidepressant treatment[J]. Behav Brain Res, 2016, 311: 392-402.

[16] Um JW. Roles of glial cells in sculpting inhibitory synapses and neural circuits[J]. Front Mol Neurosci,2017,10:381.

[17] Elbaz I, Foulkes NS, Gothilf Y,etal. Circadian clocks, rhythmic synaptic plasticity and the sleep-wake cycle in zebrafish[J]. Front Neural Circuits, 2013,7:9.

[18] Michels M, Sonai B, Dal-Pizzol F,etal. Polarization of microglia and its role in bacterial sepsis[J]. J Neuroimmunol, 2017, 303:90-98.

[19] Kim JH, Kim JH, Cho YE,etal. Chronic sleep deprivation-induced proteome changes in astrocytes of the rat hypothalamus[J]. J Proteome Res, 2014, 13(9):4047-4061.

[20] Bouret SG. Leptin, nutrition, and the programming of hypothalamic feeding circuits[J]. Nestle Nutr Workshop Ser Pediatr Program,2010,65:25-35.

[21] Palagini L, Biber K, Riemann D. The genetics of insomnia-evidence for epigenetic mechanisms?[J]. Sleep Med Rev,2014,18(3):225-235.

[22] Shahbazian MD, Grunstein M. Functions of site-specific histone acetylation and deacetylation[J]. Annu Rev Biochem, 2007, 76:75-100.

[23] New M, Olzscha H, La Thangue NB. HDAC inhibitor-based therapies: can we interpret the code?[J]. Mol Oncol, 2012, 6(6):637-656.

[24] Dokmanovic M, Clarke C, Marks PA. Histone deacetylase inhibitors: overview and perspectives[J]. Mol Cancer Res, 2007, 5(10):981-989.

[25] Montalvo-Ortiz JL, Keegan J, Gallardo C,etal. HDAC inhibitors restore the capacity ofaged mice to respond to haloperidol through modulation of histone acetylation[J]. Neuropsychopharmacology, 2014, 39(6):1469-1478.

[26] Patnala R, Arumugam TV, Gupta N,etal. HDAC Inhibitor Sodium Butyrate-Mediated Epigenetic Regulation Enhances Neuroprotective Function of Microglia During Ischemic Stroke[J]. Mol Neurobiol, 2017, 54(8):6391-6411.

[27] Rauzan M,Chuah CT,Ko TK,etal. The HDAC inhibitor SB939 overcomes resistance to BCR-ABL kinase Inhibitors conferred by the BIM deletion polymorphism in chronic myeloid leukemia[J]. PLoS One, 2017, 12(3):e0174107.

[28] 黃裕新,王景杰,王勝智,等.膠質(zhì)細(xì)胞參與電針足三里對胃運動的調(diào)節(jié)作用[J].山西醫(yī)科大學(xué)學(xué)報,2007,38(10):886-889.

[29] 馬妮,史明,馬安東,等.睡眠剝奪通過影響大鼠下丘腦組蛋白乙?；{(diào)控神經(jīng)元Orexin A的表達(dá)[J].神經(jīng)解剖學(xué)雜志,2016,32(3):333-338.