胡煒晨， 張 同， 胡 振， 王令強(qiáng)

(華中農(nóng)業(yè)大學(xué)植物科學(xué)技術(shù)學(xué)院/華中農(nóng)業(yè)大學(xué)生物質(zhì)和生物能源中心，湖北 武漢 430070)

植物細(xì)胞壁是由纖維素、半纖維素、木質(zhì)素等構(gòu)成的網(wǎng)狀結(jié)構(gòu)，是植物細(xì)胞區(qū)別于動(dòng)物細(xì)胞的基本特征之一。細(xì)胞壁與植物生長發(fā)育密切相關(guān)，維持細(xì)胞的基本形態(tài)，為植株提供機(jī)械支撐。此外，細(xì)胞壁還在營養(yǎng)物質(zhì)轉(zhuǎn)運(yùn)、信號(hào)傳導(dǎo)、花粉開裂、育性、抵御外界環(huán)境脅迫等方面發(fā)揮廣泛的作用。

作物莖稈強(qiáng)度反映了細(xì)胞壁的物理特性，是一個(gè)重要的農(nóng)藝性狀，與產(chǎn)量、抗性等直接相關(guān)[1-3]。另外，纖維素、木質(zhì)素等細(xì)胞壁成分可作為重要的化工原料。特別是近些年來，木質(zhì)纖維素作為第二代生物能源物質(zhì)，因清潔可再生，兼具能源、材料和環(huán)保的綜合效率，正日益受到關(guān)注[4]。

秸稈的理化性質(zhì)如抗倒伏性能的改善、秸稈綜合利用效率的提高都有賴于對(duì)細(xì)胞壁合成調(diào)控機(jī)理的認(rèn)識(shí)[5-7]。同時(shí)，細(xì)胞壁作物植物區(qū)別于動(dòng)物的一個(gè)進(jìn)化特征，其形成和調(diào)控的分子機(jī)制是一個(gè)有待于研究的基礎(chǔ)科學(xué)問題。2005年，Science雜志在其創(chuàng)刊125周年時(shí)就提出把“植物如何形成細(xì)胞壁”作為接下來25年需要解決的重要科學(xué)問題之一[8]。近十多年來，植物細(xì)胞壁合成調(diào)控分子機(jī)制研究已在國內(nèi)外引起重視，并且取得了一定的發(fā)展。本文以農(nóng)作物水稻、小麥和玉米為對(duì)象，從研究策略的角度綜述了禾本科植物細(xì)胞壁合成調(diào)控的研究進(jìn)展。

1 莖稈突變體在禾本科植物細(xì)胞壁合成調(diào)控研究中的應(yīng)用

莖稈突變體(易脆、倒伏等)是研究植物細(xì)胞壁的寶貴材料。目前，在擬南芥、水稻、玉米、大麥、小麥和高粱等中均發(fā)現(xiàn)了莖稈突變體。采用正向遺傳學(xué)研究策略，通過發(fā)現(xiàn)和創(chuàng)建突變體，開展基因圖位克隆和功能研究，為植物細(xì)胞壁合成調(diào)控機(jī)理的研究打下了基礎(chǔ)。

1.1 水稻莖稈突變體的發(fā)現(xiàn)和基因克隆

水稻(OryzasativaL.)是重要的糧食作物，也是單子葉模式植物。禾本科植物細(xì)胞壁合成調(diào)控機(jī)理的認(rèn)識(shí)主要來自于對(duì)水稻的研究。自1963年Nagao等[9]首次發(fā)現(xiàn)水稻脆莖突變體bc1以來，已有50多年歷史。早期發(fā)現(xiàn)的6個(gè)脆稈基因(bc1～bc6)，有5個(gè)通過經(jīng)典遺傳學(xué)的三體定位法定位在不同的連鎖群上[10]。但直到2003年，中國科學(xué)家克隆了水稻脆稈突變體基因bc1，才有了突破性進(jìn)展。bc1主要在厚壁組織細(xì)胞和維管束中編碼一個(gè)胞外磷脂酰肌醇(GPI)錨定類Cobra蛋白，突變降低細(xì)胞壁厚度和纖維素含量，增加木質(zhì)素含量[11]。隨后，2003年Tanaka等[12]發(fā)現(xiàn)了3個(gè)新的脆稈基因，分別編碼水稻纖維素合酶3個(gè)亞基(OsCESA4、OsCESA7、OsCESA9)，位于第1、10染色體，與以前的脆稈基因不等位。2007年，Yan等[13]克隆了bc7(t), 并發(fā)現(xiàn)該基因就是纖維素合酶基因4(OsCesA4)。與Tanaka等[12]報(bào)道的OsCesA4不同，該突變體株高沒有改變。此后，每年都有脆稈基因的發(fā)現(xiàn)和克隆，如bc3[14-15]、bc10[16]、bc11[17]、bc12[18]等。Zhou等[16]克隆了bc10，研究結(jié)果表明bc10編碼植物中新發(fā)現(xiàn)的一個(gè)糖基轉(zhuǎn)移酶，該酶在高爾基體中合成，突變影響了纖維素和阿拉伯樹膠酸蛋白(AGPs)的合成。Li等[19]克隆的一軟稈易倒伏基因(fc1)編碼木質(zhì)素合成途徑中肉桂酰乙醇脫氫酶(CAD)，主要在維管束厚壁細(xì)胞的次生細(xì)胞壁中表達(dá)，突變?cè)斐衫w維素、木質(zhì)素含量和H單體含量的降低，細(xì)胞壁變薄。BC14 編碼尿苷二磷酸葡萄糖轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白, 該轉(zhuǎn)運(yùn)蛋白能將核苷酸糖從胞質(zhì)運(yùn)入高爾基體中，它的缺陷造成眾多含葡萄糖基的多糖合成異常[20]。這些研究初步揭示了水稻細(xì)胞壁合成調(diào)控分子基礎(chǔ)，表明細(xì)胞壁合成涉及各細(xì)胞學(xué)過程，其中包括參與纖維素催化合成(如BC1、BC11)、基質(zhì)多糖形成/糖蛋白修飾(BC10/fc116)、細(xì)胞壁骨架的形成(BC12)以及囊泡運(yùn)輸(BC3)等。2011年，Zhang等[21]總結(jié)了水稻脆稈基因圖位克隆和功能研究進(jìn)展，闡述了脆稈突變體在細(xì)胞壁合成調(diào)控機(jī)理研究中的重要性。最近幾年，水稻中仍有脆稈基因(bc13[22]、bc14[20]、bc15[23])的克隆和報(bào)道。這些突變體基因的克隆和研究不斷豐富我們對(duì)禾本科細(xì)胞壁合成調(diào)控機(jī)理的認(rèn)識(shí)。

1.2 禾本科植物細(xì)胞壁合成調(diào)控機(jī)理的復(fù)雜性

莖稈突變體的研究結(jié)果和基因克隆實(shí)踐表明，植物細(xì)胞壁合成調(diào)控機(jī)理復(fù)雜。從基因性質(zhì)來說，細(xì)胞壁合成變化不僅與負(fù)責(zé)其成分物質(zhì)合成的基因直接相關(guān)，而且還與一些起降解作用的纖維素酶(Korrigan)和類幾丁質(zhì)酶(Chitinase-like)密切聯(lián)系。Bc15編碼沒有幾丁質(zhì)酶活性的水稻類幾丁質(zhì)酶，突變后引起莖稈厚壁細(xì)胞纖維素含量降低，次生細(xì)胞壁變薄[23]。有些莖稈強(qiáng)度突變體是通過改變纖維素微纖絲的定向沉積而影響莖稈強(qiáng)度，如bc12[18]。研究結(jié)果表明，COBRA類蛋白BC1N端碳水化合物結(jié)合結(jié)構(gòu)域(Carbohydrate binding module,CBM)可結(jié)合結(jié)晶態(tài)纖維素，通過調(diào)節(jié)其微纖絲結(jié)晶度來影響次生細(xì)胞壁的薄厚及莖稈機(jī)械強(qiáng)度[24]。從細(xì)胞壁組成看，三大成分纖維素、半纖維素和木質(zhì)素中任何一個(gè)改變，均可以導(dǎo)致整體上細(xì)胞壁結(jié)構(gòu)和功能的改變。而這種改變可能涉及基因調(diào)控也可能是結(jié)構(gòu)上的一個(gè)物理性互補(bǔ)。而且，初生細(xì)胞壁相關(guān)基因的改變也可進(jìn)一步導(dǎo)致次生細(xì)胞壁的變化。對(duì)半纖維素的修飾如乙酰化和去乙?；?，可造成次生細(xì)胞壁的改變[25-26]。初生細(xì)胞壁和次生細(xì)胞壁的相互關(guān)系，以及初生細(xì)胞壁和次生細(xì)胞壁的基因分類和功能有待進(jìn)一步明確。另外，禾本科植物細(xì)胞壁合成調(diào)控網(wǎng)絡(luò)研究正方興未艾。目前有2篇報(bào)道分別利用候選基因轉(zhuǎn)化和圖位克隆法研究了水稻中轉(zhuǎn)錄因子(OsMYB103L)對(duì)細(xì)胞壁合成的調(diào)控機(jī)制[27-28]。MYB轉(zhuǎn)錄因子可以調(diào)控纖維素合酶基因的表達(dá)水平，進(jìn)而使植株纖維素含量及莖稈強(qiáng)度發(fā)生改變[27]。張保才等[29]從植物細(xì)胞壁結(jié)構(gòu)與成分、細(xì)胞壁物質(zhì)合成、細(xì)胞骨架在細(xì)胞壁形成中的作用、細(xì)胞壁形成的信號(hào)與轉(zhuǎn)錄調(diào)控網(wǎng)絡(luò)以及研究技術(shù)的發(fā)展等幾個(gè)角度闡述了植物細(xì)胞壁合成調(diào)控的新進(jìn)展。這幾年的研究重點(diǎn)，主要體現(xiàn)在基因的轉(zhuǎn)錄調(diào)控、纖維素合成復(fù)合體、非纖維素多糖修飾、外界環(huán)境和激素的調(diào)控，以及細(xì)胞壁各組分間的協(xié)同變化等幾個(gè)方面。

1.3 莖稈突變體在細(xì)胞壁研究中的局限性

莖稈突變體為細(xì)胞壁合成調(diào)控的研究提供了切入點(diǎn)，在研究的早、中期發(fā)揮了重要的作用。但該方法的局限性在于：(1)材料難獲得。由于家族基因互補(bǔ)等原因，有些細(xì)胞壁相關(guān)基因突變后性狀無明顯變化，很難通過表型鑒定獲得。(2)依賴圖位克隆，過程較漫長。水稻中雖然有很多T-DNA等插入突變體，理論上可利用側(cè)翼序列分離等方法克隆基因，但成功不多。目前只有CESA(Tos17)和fc1(T-DNA)克隆報(bào)道[12,19]。(3)重復(fù)性難避免。克隆的基因往往與已發(fā)表的基因等位，如本實(shí)驗(yàn)室發(fā)表的fc116/bc10[30]和OsCESA9[31]。(4)絕大多數(shù)為結(jié)構(gòu)基因，對(duì)細(xì)胞壁合成起直接作用，網(wǎng)絡(luò)中上游的調(diào)控基因難以發(fā)現(xiàn)。水稻中通過莖稈突變體圖位克隆的轉(zhuǎn)錄因子基因，目前只有OsMYB103L[28]。因此，隨著研究手段的多樣化，莖稈突變體已不再扮演主要角色。盡管如此，目前仍有脆稈基因被陸續(xù)發(fā)現(xiàn)和克隆，如bc16、bc17、BS1的克隆。因此，脆稈突變體的研究在細(xì)胞壁合成調(diào)控研究中仍發(fā)揮作用。

2 秸稈細(xì)胞壁相關(guān)性狀的數(shù)量遺傳學(xué)研究進(jìn)展

植物細(xì)胞壁理化性質(zhì)是多基因控制的復(fù)雜性狀。定位和研究秸稈細(xì)胞壁數(shù)量性狀位點(diǎn)(QTL)，進(jìn)而克隆相關(guān)基因進(jìn)行功能研究和利用，是另一種正向遺傳學(xué)研究手段。秸稈相關(guān)性狀的遺傳學(xué)研究，早期僅有一些抗倒伏、莖稈木質(zhì)化性狀以及飼料纖維素和木質(zhì)素含量和可消化性的QTL的定位報(bào)道。隨著對(duì)生物質(zhì)飼料和生物質(zhì)能源的重視，目前玉米、大麥、燕麥、小麥和水稻等禾本科作物的細(xì)胞壁性狀遺傳學(xué)研究取得了一定的進(jìn)展。

2.1 玉米秸稈相關(guān)性狀的QTL定位

玉米是重要的青儲(chǔ)飼料，又是美國等國家重視的能源作物，所以較早開展了秸稈細(xì)胞壁相關(guān)性狀的數(shù)量遺傳學(xué)研究。葉鞘和莖稈的中性可洗滌纖維(NDF)、酸性洗滌纖維(ADF)和酸可溶木質(zhì)素(ADL)性狀的QTL定位研究結(jié)果[32-34]表明秸稈性狀存在相關(guān)性，相關(guān)QTL位置和效應(yīng)有一致性，比如對(duì)纖維性狀QTL的選擇可提高秸稈的可消化性。另外，發(fā)現(xiàn)QTL與纖維素或淀粉合成途徑的基因連鎖。Barrière等[35-36]利用F838×F286重組自交系對(duì)控制木質(zhì)素含量、木質(zhì)素單體含量和對(duì)羥基肉桂酸含量以及細(xì)胞壁可降解性的QTL進(jìn)行了定位。Barrière等[37]利用WM13和Rio雜交的重組自交系定位了木質(zhì)素含量QTL。其中一個(gè)影響Klason木質(zhì)素含量的主效QTL可解釋43%的遺傳變異；另外還定位了對(duì)羥基肉桂酸含量QTL 13個(gè)、木質(zhì)素單體含量QTL 9個(gè)。該研究進(jìn)一步與前人的5個(gè)RIL群體的結(jié)果進(jìn)行系統(tǒng)比較總結(jié)，一共得到50個(gè)QTL與ADL/NDF有關(guān)，涉及23個(gè)單一位點(diǎn)，有53個(gè)QTL與體外消化率(IVNDFD)有關(guān)。研究發(fā)現(xiàn)細(xì)胞壁相關(guān)性狀QTL往往成簇分布，還存在很多QTL并沒有與細(xì)胞壁單體合成和多聚化相關(guān)的基因?qū)?yīng)，推測這些位點(diǎn)可能與對(duì)木質(zhì)素合成和次生細(xì)胞壁沉淀的調(diào)控基因有關(guān)，有待進(jìn)一步研究。

2.2 其他禾本科作物秸稈相關(guān)性狀的QTL研究

除玉米外，在燕麥和大麥中也已檢測了一些影響細(xì)胞壁可消化性、纖維品質(zhì)、木質(zhì)素含量、半纖維素成分、糖成分等相關(guān)性狀的QTL[38-39]。小麥中莖稈強(qiáng)度、莖粗和稈壁厚度相關(guān)性狀QTL可較好地用于小麥抗倒伏選擇育種[40-41]。值得一提的是，在對(duì)大麥半纖維素成分MLG含量的QTL定位中，發(fā)現(xiàn)一主效QTL，對(duì)該QTL精細(xì)定位，并利用水稻同源區(qū)段比較克隆和驗(yàn)證了該基因功能，研究結(jié)果發(fā)表在Science雜志上[42]。而在水稻中，Okawa等[43]利用染色體片段代換系鑒定出莖稈厚度QTL(SCM2)并將其克隆，發(fā)現(xiàn)其與影響穗結(jié)構(gòu)的APO1基因等位。研究進(jìn)一步發(fā)現(xiàn)攜帶SCM2的近等基因系莖稈強(qiáng)度增強(qiáng)同時(shí)穗粒數(shù)增加。該研究結(jié)果為提高水稻的抗倒伏能力和產(chǎn)量提供了新思路。

2.3 禾本科植物細(xì)胞壁成分和酶解產(chǎn)糖效率的QTL研究

盡管植物細(xì)胞壁相關(guān)性狀的QTL定位逐漸增多，但真正涉及細(xì)胞壁理化性質(zhì)的定位不多。在秸稈抗倒伏研究方面，由于指標(biāo)和群體問題，真正與秸稈密切相關(guān)的QTL很少定位到，目前也沒有從細(xì)胞壁組成和結(jié)構(gòu)特性等內(nèi)在層面展開。在秸稈相關(guān)化學(xué)性狀方面，由于缺乏高效的細(xì)胞壁分析平臺(tái)，對(duì)細(xì)胞壁單糖組成和木質(zhì)素單體的定位還很少，也幾乎沒有生物質(zhì)能源轉(zhuǎn)化效率的數(shù)量遺傳學(xué)研究。擬南芥中最早開展了細(xì)胞壁成分如木質(zhì)素相關(guān)性狀和可降解性的QTL定位研究[44-45]。在玉米中，利用玉米品種B73和Mo17構(gòu)建重組自交系，定位了152個(gè)玉米秸稈酶解葡萄糖釋放量和細(xì)胞壁組分相關(guān)的QTL，為能源作物分子標(biāo)記輔助選擇打下了基礎(chǔ)[46]。隨后的Barriere[36-37]的QTL定位研究也涉及了一些秸稈木質(zhì)素單體和可降解性。2014年，Penning等[47]利用玉米重組自交系對(duì)木質(zhì)素含量和酶解產(chǎn)糖進(jìn)行了QTL定位，檢測到木質(zhì)素含量、4-乙烯基苯酚含量和酶解產(chǎn)糖相關(guān)的QTL，在該群體中苯酚類物質(zhì)含量的QTL與糖釋放量的QTL并無關(guān)系，他們推測有其他非木質(zhì)素細(xì)胞壁因子影響了該群體的酶解轉(zhuǎn)化效率。在水稻中，Zhang等[21]利用野生稻Yuanj和Teqing的導(dǎo)入系群體定位了與半纖維單糖含量相關(guān)的QTL，其中4個(gè)木糖和葡萄糖含量相關(guān)的QTL貢獻(xiàn)率可達(dá)20%。最近在四倍體小麥和二棱春大麥中，利用自然群體對(duì)阿拉伯木聚糖含量進(jìn)行了關(guān)聯(lián)分析[48-49]。這些秸稈細(xì)胞壁成分相關(guān)QTL的定位，給秸稈農(nóng)藝性狀的遺傳改良帶來了便利，也為隨后的基因克隆建立了基礎(chǔ)。

2.4 植物細(xì)胞壁組成和酶解產(chǎn)糖效率分析平臺(tái)在數(shù)量遺傳學(xué)研究中的應(yīng)用

長期以來，缺乏快速、準(zhǔn)確的性狀測定方法而無法完成對(duì)大規(guī)模群體的分析，是細(xì)胞壁數(shù)量遺傳學(xué)研究的瓶頸。最近，近紅外光譜分析技術(shù)(NIR)和高通量細(xì)胞壁分析測定技術(shù)平臺(tái)在生物質(zhì)能研究領(lǐng)域的應(yīng)用值得關(guān)注。NIR具有快速、無損、環(huán)保、無前處理的特點(diǎn)，可實(shí)現(xiàn)對(duì)大量樣本的高通量測定[50]。目前，該技術(shù)已應(yīng)用于生物質(zhì)和生物能源領(lǐng)域，例如秸稈的化學(xué)成分測定[51]，大麥燃料酒精品質(zhì)和谷類種子產(chǎn)生酒精的潛力[52-53]，小麥秸稈細(xì)胞壁成分分析及秸稈的可降解性預(yù)測[54-55]。Templeton等[56]利用近紅外光譜技術(shù)結(jié)合偏最小二乘法(NIR/PLS)測定了來自美國8個(gè)玉米種植帶的508份商業(yè)化雜交玉米秸稈樣品細(xì)胞壁成分的變異。最近，本課題組利用NIR對(duì)不同預(yù)處理?xiàng)l件下芒草和水稻細(xì)胞壁成分和酶解轉(zhuǎn)化效率進(jìn)行了近紅外建模[57-58]。

最近幾年開發(fā)的一些細(xì)胞壁成分自動(dòng)化分析系統(tǒng)，可采用不用預(yù)處理模式，實(shí)現(xiàn)對(duì)大規(guī)模樣品的分析。這些分析系統(tǒng)具有快速、重復(fù)性好、精密度高、結(jié)果可比性強(qiáng)等明顯優(yōu)點(diǎn)，可用于生物能源研究和其他工業(yè)生產(chǎn)[59-60]。美國能源部大湖能源研究中心(DOE-GLBRC)開發(fā)的高通量木質(zhì)纖維降解轉(zhuǎn)化分析平臺(tái)用于篩選降解效率提高的種質(zhì)資源[60]。該平臺(tái)可在16 h內(nèi)研磨和稱取1～5 mg的樣品250份，并在后續(xù)的36 h內(nèi)自動(dòng)化完成預(yù)處理、酶解和產(chǎn)糖分析，非常適合于優(yōu)異種質(zhì)資源或突變體的大規(guī)模篩選。另外，他們開發(fā)了核心取樣系統(tǒng)(CSD)，單人操作便可在8 h內(nèi)完成1 000份以上樣品的取樣，取樣均勻一致，無交叉污染，樣品采集后可馬上放入冰浴、干冰和液氮中保存[61]。該平臺(tái)已接受來自全美細(xì)胞壁研究相關(guān)單位的樣品(與美國能源部植物實(shí)驗(yàn)室DJ Walton教授的交流)。本課題組利用GLBRC高通量測定平臺(tái)測定了水稻重組自交系中細(xì)胞壁半纖維素單糖組成、木質(zhì)素含量和單體組成以及酶解轉(zhuǎn)化效率，并定位QTL，探討在能源植物改良中的應(yīng)用。這些技術(shù)平臺(tái)的開發(fā)無疑將大大加快細(xì)胞壁相關(guān)性狀的數(shù)量遺傳學(xué)研究進(jìn)程。

3 細(xì)胞壁合成調(diào)控網(wǎng)絡(luò)研究中的基因共表達(dá)分析

細(xì)胞壁的合成和代謝涉及大量基因，是一個(gè)精細(xì)的時(shí)空調(diào)控網(wǎng)絡(luò)。科學(xué)家預(yù)測植物中有超過10%的基因直接參與細(xì)胞壁的代謝過程[62]。隨著生物信息學(xué)以及大數(shù)據(jù)的發(fā)展，采用反向遺傳學(xué)策略，通過生物信息學(xué)等手段篩選和預(yù)測相關(guān)基因，進(jìn)行基因克隆和功能驗(yàn)證是目前細(xì)胞壁研究領(lǐng)域的主流。

3.1 表達(dá)譜與植物細(xì)胞壁研究

表達(dá)譜數(shù)據(jù)庫提供基因?qū)Σ煌h(huán)境和處理的響應(yīng)信息和在不同組織的時(shí)空表達(dá)情況?；蚋淖兓蛘咄饨绛h(huán)境刺激，會(huì)引起相關(guān)代謝途徑基因的協(xié)同改變。Gou等[63]研究了棉花纖維伸長過程中的基因表達(dá)譜和代謝變化。Guillaumie等[64]研究了在煙草中超量表達(dá)WRKY12 對(duì)木質(zhì)素途徑基因和木質(zhì)部的發(fā)育影響。另外，表達(dá)模式相近的基因往往具有功能關(guān)聯(lián)性，通過基因功能富集分析，可有效推斷新基因功能[65-66]。此外，結(jié)合基因組的非編碼序列分析可找出共表達(dá)基因共有的順式作用元件，進(jìn)而構(gòu)建調(diào)控網(wǎng)絡(luò)[67-68]。擬南芥中，從2005年起全基因組共表達(dá)分析開始被用來預(yù)測細(xì)胞壁基因網(wǎng)絡(luò)[69-70]。Persson等[69]利用編碼次生細(xì)胞壁纖維素合酶3個(gè)亞基的相關(guān)基因(AtCesA4、AtCesA7、AtCesA8)為誘餌，鑒定了與之表達(dá)趨勢一致的基因。共表達(dá)基因包括β-1,4內(nèi)切葡聚糖酶基因、木質(zhì)素合成相關(guān)基因(如PAL、COBRA-Like基因)以及與木聚糖等細(xì)胞壁等多聚物的合成糖基轉(zhuǎn)移酶基因家族成員[71]。最近，Gu等[72]在擬南芥中利用共表達(dá)分析結(jié)合酵母雙雜交成功篩選并驗(yàn)證了初生細(xì)胞壁的纖維素復(fù)合體相關(guān)基因CSI1，證明該方法對(duì)于發(fā)現(xiàn)次生細(xì)胞壁調(diào)控網(wǎng)絡(luò)相關(guān)基因和蛋白質(zhì)復(fù)合體組成基因都具有重要作用。

3.2 共表達(dá)分析在水稻細(xì)胞壁調(diào)控網(wǎng)絡(luò)研究中的應(yīng)用

在水稻中，大量積累的基因組數(shù)據(jù)為細(xì)胞壁合成調(diào)控網(wǎng)絡(luò)研究提供了基礎(chǔ)。水稻中目前有很多全基因組表達(dá)數(shù)據(jù)庫可以利用，如CREP水稻全生育期基因表達(dá)芯片數(shù)據(jù)庫涵蓋了水稻整個(gè)生長發(fā)育的33個(gè)組織器官的表達(dá)信息[73]。Wang等[74]利用該數(shù)據(jù)庫，首次在水稻細(xì)胞壁研究中進(jìn)行基因共表達(dá)分析嘗試。通過對(duì)水稻纖維素合酶超基因家族(OsCesA/CsL)和Cobra基因家族的表達(dá)模式分析，發(fā)現(xiàn)這些基因家族存在廣泛的和功能相適應(yīng)的共表達(dá)模塊。如水稻初生細(xì)胞壁纖維素合酶的3個(gè)亞基基因(OsCesA1、OsCesA3、OsCesA8)密切共表達(dá)，次生細(xì)胞壁細(xì)胞壁纖維素合酶的3個(gè)亞基基因(OsCesA4、OsCesA7、OsCesA9)密切共表達(dá)。隨后，Xie等[75]也利用CREP數(shù)據(jù)庫結(jié)合突變體分析對(duì)水稻纖維素酶相關(guān)基因開展了研究，發(fā)現(xiàn)纖維素酶相關(guān)基因中GH9A3和GHB5與初生細(xì)胞壁纖維素合酶基因(OsCesA1、OsCesA3、OsCesA8)共表達(dá)，預(yù)測參與細(xì)胞壁纖維素合成，而GH9B、GH9B1、GH9B16可能與纖維素的結(jié)晶度有關(guān)。Guo等[76]發(fā)展了一種加權(quán)基因共表達(dá)網(wǎng)絡(luò)分析方法，結(jié)合CREP數(shù)據(jù)庫進(jìn)行系統(tǒng)的全基因組共表達(dá)分析，推測了與初生細(xì)胞壁、次生細(xì)胞壁合成和建構(gòu)，半纖維素修飾和降解以及與木質(zhì)素G 單體合成相關(guān)基因模塊，并分析了模塊間和模塊內(nèi)各基因相互關(guān)系，注釋了基因的功能和代謝途徑，初步建立了與水稻細(xì)胞壁合成調(diào)控相關(guān)的基因共表達(dá)網(wǎng)絡(luò)。另外，中國科學(xué)院周奕華研究員課題組也通過對(duì)發(fā)育莖稈的轉(zhuǎn)錄組測序，正在篩選和驗(yàn)證次生壁合成調(diào)控的關(guān)鍵轉(zhuǎn)錄因子。通過基因的共表達(dá)分析，大規(guī)模的關(guān)鍵基因功能驗(yàn)證，有望最終揭示次生細(xì)胞壁合成調(diào)控機(jī)理。

4 展 望

細(xì)胞壁的合成調(diào)控機(jī)理復(fù)雜，涉及基因眾多。細(xì)胞壁各成分含量、沉積方向、結(jié)晶度、聚合度的改變均能夠影響細(xì)胞壁的理化特性。此外，植物為適應(yīng)生長發(fā)育需要和多變的環(huán)境，細(xì)胞壁結(jié)構(gòu)組成也動(dòng)態(tài)可變，這就需要靈活多樣的調(diào)控途徑。以水稻為代表的禾本科植物細(xì)胞壁合成調(diào)控分子機(jī)制研究起步較晚，但已取得了長足進(jìn)步，并表現(xiàn)以下的趨勢。

莖稈突變體的發(fā)現(xiàn)為細(xì)胞壁研究作出了歷史性貢獻(xiàn)，至今仍在發(fā)揮作用。另外，新的研究手段也在不斷豐富細(xì)胞壁研究的內(nèi)容。在擬南芥中，2005年后開始采用綜合研究策略研究細(xì)胞壁相關(guān)基因特別是對(duì)轉(zhuǎn)錄因子的研究。通過表達(dá)分析(如激光微切割技術(shù)分離不同細(xì)胞壁處于不同發(fā)育階段的樣品)，結(jié)合定量PCR和GUS染色，轉(zhuǎn)錄因子文庫和酵母單雙雜交以及遺傳互補(bǔ)等手段，初步揭示了NAC、MYB、WRKY等轉(zhuǎn)錄因子參與擬南芥次生細(xì)胞壁合成的調(diào)控網(wǎng)絡(luò)[77]。2015年，Taylor-Teeples等[78]系統(tǒng)闡述了從最關(guān)鍵的調(diào)控因子E2Fc出發(fā)，通過調(diào)控VND6、VND7等一系列轉(zhuǎn)錄因子，最終調(diào)控次生細(xì)胞壁基因表達(dá)的網(wǎng)絡(luò)通路。目前，在禾本科模式植物水稻中DNA序列及基因組注釋、基因芯片表達(dá)譜、蛋白質(zhì)互作、轉(zhuǎn)錄因子、2D蛋白質(zhì)數(shù)據(jù)、質(zhì)譜、代謝網(wǎng)絡(luò)等新類型數(shù)據(jù)庫紛紛建立并偶聯(lián)。顯然，禾本科植物可以借鑒擬南芥的研究成果和策略。以生物信息學(xué)為出發(fā)點(diǎn)，綜合應(yīng)用各種手段研究細(xì)胞壁合成調(diào)控網(wǎng)絡(luò)已經(jīng)成為研究重點(diǎn)。

細(xì)胞壁高通量分析平臺(tái)的建立克服了細(xì)胞壁性狀數(shù)量遺傳學(xué)研究的技術(shù)瓶頸，為大規(guī)模細(xì)胞壁性狀測定和QTL定位帶來了極大的便利。細(xì)胞壁QTL定位和數(shù)量遺傳學(xué)的研究進(jìn)展，將為分子標(biāo)記輔助選擇改良作物秸稈性狀建立基礎(chǔ)，但是精細(xì)定位克隆相關(guān)QTL尚待時(shí)日。

如果說化學(xué)分析技術(shù)平臺(tái)的建立大大拓展了細(xì)胞壁研究的廣度，那么核磁共振波譜技術(shù)(Nuclear magnetic resonance spectroscopy,NMR)、原子力顯微鏡(Atomic force microscope,AFM)等技術(shù)的應(yīng)用，將細(xì)胞壁結(jié)構(gòu)的研究推進(jìn)到分子和納米水平。如利用 X-射線衍射技術(shù)，可以推測纖維素鏈結(jié)合模型，并區(qū)別疏水和親水表面[79]。核磁共振波譜技術(shù)具有非破壞性、信息量大、可獲得細(xì)胞壁天然結(jié)構(gòu)信息的優(yōu)點(diǎn)，已被廣泛用于纖維素晶體結(jié)構(gòu)、多糖結(jié)構(gòu)與修飾及木質(zhì)素結(jié)構(gòu)分析。糖組學(xué)技術(shù)利用細(xì)胞壁多糖單克隆抗體和免疫組化技術(shù), 可對(duì)各種類型細(xì)胞進(jìn)行細(xì)胞壁組成原位分析。而糖抗體與酶聯(lián)免疫吸附測定技術(shù)(Enzyme linked immunosorbent assay,ELISA)結(jié)合發(fā)展出了新的類似芯片分析的技術(shù)，可快速、高通量獲得細(xì)胞壁結(jié)構(gòu)成分信息[80]。原子力顯微鏡達(dá)到納米級(jí)的分辨率，可觀察細(xì)胞壁自然形貌，可對(duì)纖維素晶體大小以及與半纖維素的相互作用進(jìn)行觀察和計(jì)算[81]。

近年來，已有一些相關(guān)的研究者報(bào)道了環(huán)境因子和激素對(duì)細(xì)胞壁合成調(diào)控的影響。水稻MYB103轉(zhuǎn)錄因子可調(diào)控細(xì)胞壁合成代謝[27-28]。細(xì)胞膜上的受體類激酶(RLK)既可作為一些信號(hào)分子的重要受體，又可將信號(hào)跨膜轉(zhuǎn)移傳遞到細(xì)胞內(nèi)，成為細(xì)胞壁信號(hào)通路的重要元件。最近，外界環(huán)境因子和激素(如赤霉素和油菜素內(nèi)脂)參與細(xì)胞壁合成調(diào)控的報(bào)道逐年增多[28, 82-85]。如與赤霉素(GA)相關(guān)的DELLA蛋白可與正調(diào)控水稻纖維素合酶基因的轉(zhuǎn)錄因子NAC29/31互作，促進(jìn)其降解從而抑制纖維素合酶基因的表達(dá)[84]?？梢灶A(yù)期，與激素信號(hào)和外界環(huán)境刺激相關(guān)的植物細(xì)胞壁合成信號(hào)通路和基因網(wǎng)絡(luò)將成為研究的熱點(diǎn)。

參考文獻(xiàn)：

[1] 楊惠杰,楊仁崔,李義珍,等.水稻莖稈性狀與抗倒性的關(guān)系[J].福建農(nóng)業(yè)學(xué)報(bào), 2000,15(2): 1-7.

[2] 王 健,朱錦懋,林青青,等. 小麥莖稈結(jié)構(gòu)和細(xì)胞壁化學(xué)成分對(duì)抗壓強(qiáng)度的影響[J].科學(xué)通報(bào), 2006, 5(1): 1-7.

[3] 劉 暢,李來庚. 水稻抗倒伏性狀的分子機(jī)理研究進(jìn)展[J].中國水稻科學(xué), 2016, 30(2): 216-222.

[4] 彭良才. 論中國生物能源發(fā)展的根本出路[J].華中農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報(bào)(社科版), 2011, 92(2): 1-6.

[5] 王艷婷,徐正丹,彭良才. 植物細(xì)胞壁溝槽結(jié)構(gòu)與生物質(zhì)利用研究展望[J].中國科學(xué)(生命科學(xué)), 2014, 44(8): 766-774.

[6] 黃 成,李來庚. 植物細(xì)胞壁研究與生物質(zhì)改造利用[J].科學(xué)通報(bào), 2016, 61(34): 3623-3629.

[7] WANG Y T, FAN C F, HU H Z, et al. Genetic modification of plant cell walls to enhance biomass yield and biofuel production in bioenergy crops[J].Biotechnology Advances, 2016, 34(5): 997-1017.

[8] KENNEDY D, NORMAN C. What don’t we know?[J].Science, 2005, 309: 75.

[9] NAGAO S, TAKAHASHI M. Trial construction of twelve linkage groups in japanese rice: (genetical studies on rice plant)[J].Journal of the Faculty of Agriculture Hokkaido Imperial University, 1963, 53: 72-130.

[10] KINOSHITA T. Report of committee on gene symbolization, nomencla-ture and linkage groups[J].Rice Genetics Newsletter, 1995, 12: 9-153.

[11] LI Y, QIAN Q, ZHOU Y, et al.BRITTLECULM1, which encodes a COBRA-like protein, affects the mechanical properties of rice plants[J].Plant Cell, 2003, 15: 2020-2031.

[12] TANAKA K, MURATA K, YAMAZAKI M, et al. Three distinct rice cellulose synthase catalytic subunit genes required for cellulose synthesis in the secondary wall[J].Plant Physiology, 2003, 133: 73-83.

[13] YAN C J, YAN S, ZENG X H, et al. Fine mapping and isolation ofBc7(t), allelic toOsCesA4[J].Journal of Genetics and Genomics, 2007, 34: 1019-1027.

[14] HIRANO K, KOTAKE T, KAMIHARA K, et al. RiceBRITTLECULM3 (BC3) encodes a classical dynamin OsDRP2B essential for proper secondary cell wall synthesis[J].Planta, 2010, 232: 95-108.

[15] XIONG G Y, LI R, QIAN Q, et al. The rice dynamin-related protein DRP2B mediates membrane trafficking and thereby plays a critical role in secondary cell wall cellulose biosynthesis[J].Plant Journal, 2010, 64: 56-70.

[16] ZHOU Y H, LI S B, QIAN Q, et al.BC10, a DUF266-containing and golgi-located type II membrane protein, is required for cell-wall biosynthesis in rice (OryzasativaL.)[J].Plant Journal, 2009, 57: 446-462.

[17] ZHANG B, DENG L, QIAN Q, et al. A missense mutation in the transmembrane domain ofCESA4 affects protein abundance in the plasma membrane and results in abnormal cell wall biosynthesis in rice[J].Plant Molecular Biology, 2009, 71: 509-524.

[18] ZHANG M, ZHANG B, QIAN Q, et al.BrittleCulm12, a dual-targeting kinesin-4 protein, controls cell-cycle progression and wall properties in rice[J].Plant Journal, 2010, 63: 312-328.

[19] LI X J, YANG Y, YAO J L, et al.FLEXIBLECULM1 encoding a cinnamyl-alcohol dehydrogenase controls culm mechanical strength in rice[J].Plant Molecular Biology, 2009, 69: 685-697.

[20] ZHANG B C, LIU X L, QIAN Q, et al. Golgi nucleotide sugar transporter modulates cell wall biosynthesis and plant growth in rice[J].Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2011, 108: 5110-5115.

[21] ZHANG S J, SONG X Q, YU B S, et al. Identification of quantitative trait loci affecting hemicellulose characteristics based on cell wall composition in a wild and cultivated rice species[J].Molecular Plant, 2011, 5(1): 162-175.

[22] SONG X Q, LIU L F, JIANG Y J, et al. Disruption of secondary wall cellulose biosynthesis alters cadmium translocation and tolerance in rice plants[J].Molecular Plant, 2013, 6: 768-780.

[23] WU B, ZHANG B, DAI Y, et al.BrittleCulm15 encodes a membrane-associated chitinase-like protein required for cellulose biosynthesis in rice[J].Plant Physiology, 2012, 159: 1440-1452.

[24] LIU L, SHANG-GUAN K, ZHANG B C, et al.BrittleCulm1, a COBRA-like protein, functions in cellulose assembly through binding cellulose microfibrils[J].Plos Genetics, 2013, 9: e1003704.

[25] GAO Y, HE C, ZHANG D, et al. Two trichome birefringence-like proteins mediate xylan acetylation, which is essential for leaf blight resistance in rice[J].Plant Physiology, 2017, 173: 470-481.

[26] ZHANG B, ZHANG L, LI F, et al. Control of secondary cell wall patterning involves xylan deacetylation by a GDSL esterase[J].Nature Plants, 2017, 3: 17017.

[27] YANG C H, LI D Y, LIU X, et al.OsMYB103L, anR2R3-MYBtranscription factor, influences leaf rolling and mechanical strength in rice (OryzasativaL.)[J].BMC Plant Biology, 2014, 14: 158.

[28] YE Y, LIU B, ZHAO M, et al.CEF1/OsMYB103Lis involved in GA-mediated regulation of secondary wall biosynthesis in rice[J].Plant Molecular Biology, 2015, 89: 385-401.

[29] 張保才,周奕華. 植物細(xì)胞壁形成機(jī)制的新進(jìn)展[J].中國科學(xué), 2015, 45(6): 544-556.

[30] ZHANG M L, WEI F, GUO K, et al. A novelFC116/BC10 mutation distinctively causes alteration in the expression of the genes for cell wall polymer synthesis in rice[J].Frontiers in Plant Science,2016, 7(83):1366.

[31] LI F C, XIE G S, HUANG J F, et al.OsCESA9 conserved-site mutation leads to largely enhanced plant lodging resistance and biomass enzymatic saccharification by reducing cellulose DP and crystallinity in rice[J].Plant Biotechnology Journal, 2017,15(9): 1093-1104.

[32] CARDINAL A J, LEE M, MOORE K J. Genetic mapping and analysis of quantitative trait loci affecting fiber and lignin content in maize[J].Theoretical and Applied Genetics, 2003, 106: 866-874.

[33] KRAKOWSKY M D, LEE M, COORS J G. Quantitative trait loci for cell-wall components in recombinant inbred lines of maize (ZeamaysL.) I: stalk tissue[J].Theoretical and Applied Genetics, 2005, 111: 337-346.

[34] KRAKOWSKY M D, LEE M, COORS J G. Quantitative trait loci for cell wall components in recombinant inbred lines of maize (ZeamaysL.) II: leaf sheath tissue[J].Theoretical and Applied Genetics, 2006, 112: 717-726.

[35] BARRIERE Y, THOMAS J, DENOUE D. QTL mapping for lignin content, lignin monomeric composition, p-hydroxycinnamate content, and cell wall digestibility in the maize recombinant inbred line progeny F838×F286[J].Plant Science, 2008, 175: 585-595.

[36] BARRIERE Y, MECHIN V, DENOUE D, et al. QTL for yield, earliness and cell wall digestibility traits in topcross experiments of F838×F286 RIL progeny[J].Crop Science, 2010, 50: 1761-1772.

[37] BARRIERE Y, MECHIN V, LEFEVRE B, et al. QTLs for agronomic and cell wall traits in a maize RIL progeny derived from a cross between an old Minnesota13 line and a modern iodent line[J].Theoretical and Applied Genetics, 2012, 125: 531-549.

[38] 胡標(biāo)林,孔祥禮,包勁松,等. 植物細(xì)胞壁性狀的基因定位與克隆研究進(jìn)展[J].江西農(nóng)業(yè)學(xué)報(bào), 2006, 18(2): 17-21.

[39] RANJAN P, YUN T, ZHANG X, et al. Bioinformatics-based identification of candidate genes from QTLs associated with cell wall traits in Populus[J].Bioenergy Research, 2010, 3: 172-182.

[40] VERMA V, WORLAND A J, SAVERS E J, et al. Identification and characterization of quantitative trait loci related to lodging resistance and associated traits in bread wheat[J].Plant Breeding, 2005, 124: 234-241.

[41] 張坤普,趙 亮,海 燕,等. 小麥白粉病成株抗性和抗倒伏性及穗下節(jié)長度的 QTL定位[J].作物學(xué)報(bào), 2008, 34(8): 1350-1357.

[42] BURTON R A, WILSON S M, HRMOVA M, et al. Cellulose synthase-likeCslFgenes mediate the synthesis of cell wall (1, 3;1, 4)-b-D-glucans[J].Science, 2006, 311: 1940-1942.

[43] OKAWA T, HOBO T, YANO M, et al. New approach for rice improvement using a pleiotropic QTL gene for lodging resistance and yield[J].Nature Communications, 2010, 1: 132-148.

[44] BARRIERE Y, LAPERCHE A, BARROT L, et al. QTL analysis of lignification and cell wall digestibility in the Bay-0 X Shahdara RIL progeny ofArabidopsisthalianaas a model system for forage plant[J].Plant Science, 2005, 168: 1235-1245.

[45] MOUILLE G, WITUCKA-WALL H, BRUYANT M P, et al. Quantitative trait loci analysis of primary cell wall composition inArabidopsis[J]. Plant Physiology, 2006, 141: 1035-1044.

[46] LORENZANA R E, LEWIS M F, JUNG H J G, et al. Quantitative trait loci and trait correlationsfor maize stover cell wall compositionand glucose release for cellulosic ethanol[J].Crop Science, 2010, 50: 541-555.

[47] PENNING B W, SYKES R W, BABCOCK N C, et al. Genetic determinants for enzymatic digestion oflignocellulosic biomass are independent of those forlignin abundance in a maize recombinantinbred population[J].Plant Physiology, 2014, 165: 1475-1487.

[48] MARCOTULI I, HOUSTON K, WAUGH R, et al. Genome wide association mapping for arabinoxylan content in a collection of tetraploid wheats[J].Plos One, 2015, 10(7): e0132787.

[49] HASSAN A S, HOUSTON K, LAHNSTEIN J, et al. A Genome wide association study of arabinoxylan content in 2-row spring barley grain[J].Plos One, 2017, 12(8): e0182537.

[50] WILLIAMS P C, NORRIS K H. Near-infrared technology in the agricultural and food industries[M]. St Paul, MN:American Association of Cereal Chemists Inc, 1987.

[51] JIN S Y, CHEN H Z. Near-infrared analysis of the chemical composition of rice straw[J].Industrial Crops and Products, 2007, 26: 207-211.

[52] SOHN M, HIMMELSBACH D S, BARTON F E, et al. Near-infrared analysis of ground barley for use as a feedstock for fuel ethanol production[J].Applied Spectroscopy, 2007, 61: 1178-1183.

[53] POHL F, SENN T. A rapid and sensitive method for the evaluation of cereal grains in bioethanol production using near infrared reflectance spectroscopy[J].Bioresource Technology, 2011, 102: 2834-2841.

[54] DIGMAN M F, SHINNERS K J, CASLER M D, et al. Optimizing on-farm pretreatment of perennial grasses for fuel ethanol production[J].Bioresource Technology, 2010, 101: 5305-5314.

[55] BRUUN S, JENSENA J W, MAGIDA J, et al. Prediction of the degradability and ash content of wheat straw from different cultivars using near infrared spectroscopy[J].Industrial Crops and Products, 2010, 31: 321-326.

[56] TEMPLETON D W, SLUITER A D, HAYWARD T K, et al. Assessing corn stover composition and sources of variability via NIRS[J].Cellulose, 2009, 16: 621-639.

[57] HUANG J F, XIA T, LI A, et al. A rapid and consistent near infrared spectroscopic assay for biomass enzymatic digestibility upon various physical and chemical pretreatments in Miscanthus[J].Bioresource Technology, 2012, 121: 274-281.

[58] WU L M, LI M, HUANG J F, et al. A near infrared spectroscopic assay for stalk soluble sugars, bagasse enzymatic saccharification and wall polymers in sweet sorghum[J].Bioresource Technology, 2015, 177: 118-124.

[59] DECKER S R, BRUNECKY R, TUCKER M P, et al. High-throughput screening techniques for biomass conversion[J].Bioenergy Research, 2009, 2: 179-192.

[60] SANTORO N, CANTU S L, TORNQVIST C E, et al. A high-throughput platform for screening milligram quantities of plant biomass for lignocellulose digestibility[J].Bioenergy Research, 2010, 3: 93-102.

[61] MUTTONI G, JOHNSON J M, SANTORO N, et al. A high-throughput core sampling device for the evaluation of maize stalk composition[J].Biotechnology for Biofuels, 2012, 5: 27.

[62] TUSKAN G A, DIFAZIO S, JANSSON S, et al. The genome of black cottonwood, populus trichocarpa (Torr & Gray)[J].Science, 2006, 313: 1596-1604.

[63] GOU J Y, WANG L J, CHEN S P, et al. Gene expression and metabolite profiles of cotton fiber during cell elongation and secondary cell wall synthesis[J].Cell Research, 2007, 17: 422-434.

[64] GUILLAUMIE S, MZID R, MéCHIN V, et al. The grapevine transcription factorWRKY2 influences the lignin pathway and xylem development in tobacco[J].Plant Molecular Biology, 2010, 72: 215-234.

[65] IHMELS J, BERGMANN S, BERMAN J, et al. Comparative gene expression analysis by differential clustering approach: application to the candida albicans transcription program[J].Plos Genetics, 2005, 1:1-14.

[66] AOKI K, OGATA Y, HIBATA D. Approaches for extracting practical information from gene coexpression networks in plant biology[J].Plant Cell Physiol, 2007, 48: 381-390.

[67] HARBISON S T, CARBONE M A, AYROLES J F, et al. Co-regulated transcriptional networks contribute to natural genetic variation in drosophila sleep[J].Nature Genetics, 2009, 41: 371-375.

[68] NAYAK R R, KEARNS M, SPIELMAN R S, et al. Coexpression network based on natural variation in human gene expression reveals gene interactions and functions[J].Genome Research, 2009, 19: 1953-1962.

[69] PERSSON S, WEI H, MILNE J, et al. Identification of genes required for cellulose synthesis by regression analysis of public microarray data sets[J].Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2005, 102: 8633-8638.

[70] RUPRECHT C, PERSSON S. Co-expression of cell wall-related genes: new tools and insights[J].Frontiers in Plant Science, 2012, 3(3): 83.

[71] BROWN D M, ZEEF L A, ELLIS J, et al. Identification of novel genes inArabidopsisinvolved in secondary cell wall formation using expression profiling and reverse genetics[J].Plant Cell, 2005, 17: 2281-2295.

[72] GU Y, KAPLINSKY N, BRINGMANN M, et al. Identification of a cellulose synthase-associated protein required for cellulose biosynthesis[J].Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2010, 107: 12866-12871.

[73] WANG L, XIE W, CHEN Y, et al. A dynamic gene expression atlas covering the entire life cycle of rice[J].Plant Journal, 2010, 61: 752-766.

[74] WANG L Q, GUO K, LI Y, et al. Expression profiling and integrative analysis of theCESA/CSLsuperfamily in rice[J].BMC Plant Biology, 2010, 10: 282-298.

[75] XIE G, YANG B, XU Z, et al. Global identification of multipleOsGH9 family members and their involvement in cellulose crystallinity modification in rice[J].Plos One, 2013, 8(1): e50171.

[76] GUO K, ZOU W H, FENG Y Q, et al. An integrated genomic and metabolomic framework for cell wall biology in rice[J].BMC Genomics, 2014, 15: 596.

[77] ZHONG R, LEE C H, ZHOU J L, et al. A battery of transcription factors involved in the regulation of secondary cell wall biosynthesis inArabidopsis[J].Plant Cell, 2008, 20: 2763-2782.

[78] TAYLOR-TEEPLES M, LIN L, LUCAS M D, et al. AnArabidopsisgene regulatory network for secondary cell wall synthesis[J].Nature, 2015, 517: 571-575.

[79] FERNANDES A N, THOMAS L H, ALTANER C M, et al. Nanostructure of cellulose microfibrils in spruce wood[J].Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2011, 108: 1195-1203.

[80] PATTATHIL S, AVCI U, BALDWIN D, et al. A comprehensive toolkit of plant cell wall glycan-directed monoclonal antibodie[J].Plant Physiol, 2010, 153: 514-525.

[81] DING S Y, LIU Y S, ZENG Y, et al. How does plant cell wall nanoscale architecture correlate with enzymatic digestibility?[J].Science, 2012, 338: 1055-1060.

[82] ZHONG R Q, LEE C, MCCARTHY R L, et al. Transcriptional activation of secondary wall biosynthesis by rice and maizeNACandMYBtranscription factors[J].Plant Cell Physiology, 2011,52: 1856-1871.

[83] ENDLER A, KESTEN C, SCHNEIDER R, et al. A mechanism for sustained cellulose synthesis during salt stress[J].Cell, 2015, 162: 1353-1364.

[84] HUANG D, WANG S, ZHANG B, et al. A gibberellin-midiated DELLA-NAC signaling cascade regulates cellulose synthesis in rice[J].Plant Cell, 2015, 27: 1681-1696.

[85] 徐宗昌,王 萌,孔英珍. 油菜素內(nèi)酯參與初生細(xì)胞壁代謝研究進(jìn)展[J].安徽農(nóng)業(yè)科學(xué), 2016, 44(32): 1-5, 8.