黃民 ，黃粲宸 ，肖樂 ，王濤 ，馮亞星 ，劉衛(wèi)輝

（1. 西南醫(yī)科大學，四川 瀘州 646000；2. 中國人民解放軍成都軍區(qū)總醫(yī)院 全軍普通外科中心，四川 成都 610083）

肝臟部分切除是肝臟原發(fā)性腫瘤和部分轉(zhuǎn)移瘤最主要的有效治療方式之一[1-2]。然而，殘余肝臟體積不足（future liver remnant，F(xiàn)LR）一直是外科肝切除的瓶頸[3]，是影響圍手術期病死率和術后并發(fā)癥發(fā)生率的主要決定性因素。聯(lián)合肝臟分割和門靜脈結(jié)扎二步肝切除（associating liver partition and portal vein ligation for staged hepatectomy，ALPPS）是一種全新的肝切除手術[4-6]，臨床數(shù)據(jù)顯示：ALPPS能在相對較短的時間內(nèi)（中位數(shù)9 d），刺激殘余肝臟再生約86%[7]，從而為部分既往評估為不可切除的腫瘤患者帶來了切除的可能性，且同時降低了部分邊緣性肝臟切除患者術后肝功能衰竭的發(fā)生率[6]。然而，ALPPS帶來了外科手術機遇的同時也帶來許多困惑，對于其短時間內(nèi)快速誘導殘肝再生，目前其機制仍不清楚。

眾所周知，肝臟具有獨特的再生能力，正常情況下，肝細胞極少分裂增生，當各種原因?qū)е赂闻K損傷后，其表現(xiàn)出較強的再生能力。當肝臟遭遇各種急慢性損傷時，除了自身成熟肝細胞參與組織修復以外[8-9]，某些嚴重刺激條件下，肝臟還將動員各種干/祖細胞來參與組織修復[10-12]，促進肝臟再生修復。

ALPPS一期手術包括門靜脈結(jié)扎和肝臟原位離斷，其無論對正常還是對本身具有一定肝臟疾病的患者而言，無疑是一次巨大的創(chuàng)傷刺激，臨床數(shù)據(jù)顯示，ALPPS一期術后早期，患者肝功指標顯著升高，體內(nèi)炎癥水平也明顯升高，肝臟受損嚴重。但是，其肝臟質(zhì)量卻在驚人的增加。同時，研究肝再生的動物模型顯示，當肝臟遭受嚴重創(chuàng)傷時，其將動員肝內(nèi)的干/祖細胞參與組織的再生修復[13]。并且研究顯示，普通正常肝切除后肝臟再生以肝成熟細胞分裂增殖為主，其再生的幅度和速度均十分有限。然而，在ALPPS條件下的肝再生速度快幅度大，其單純依靠肝細胞增殖難以達到，其再生是否有肝干/祖細胞的參與，值得進一步研究探索。

1 材料與方法

1.1 主要動物和材料

健康雄性SD大鼠72只，周齡約7周，體質(zhì)量約（200±20）g，購于成都達碩實驗動物有限公司。小鼠抗大鼠Ki-67單克隆抗體購買于Abcam公司，小鼠抗大鼠OV-6單克隆抗體購買于美國R&D Systems公司。山羊抗小鼠熒光二抗Alexa fluor 594，小鼠抗大鼠β-actin單克隆抗體購買于美國Invitrogen公司，大鼠白細胞介素6（IL-6）、肝細胞生長因子（HGF）、腫瘤壞死因子α（TNF-α）試劑盒（ELISA）購于美國eBioscience公司，免疫組化試劑盒、DAB顯色試劑均購自北京索萊寶科技有限公司,倒置熒光顯微鏡為日本Olympus公司產(chǎn)品、蛋白電泳儀購自美國Bio-Rad公司。小動物麻醉機購買于深圳市瑞沃德生命科技有限公司。所有實驗均按照成都軍區(qū)總醫(yī)院科研管理委員會批準的指南和規(guī)定進行（No.SCCT2016-17）。

1.2 實驗方法

1.2.1 實驗分組西南醫(yī)科大學 72只大鼠按隨機數(shù)字表法分為ALPPS組、單純門靜脈結(jié)扎（portal vein ligation，PVL）組、假手術組，每組24只。動物飼養(yǎng)于成都醫(yī)學院SPF級實驗動物中心，自由飲食飲水，保持12 h光照/12 h黑暗交替。

1.2.2 手術方法 動物模型建立參考劉偉偉等[14-16]，并加以改進。大鼠術前12 h禁食，所有動物麻醉采用專用小動物麻醉機，快速誘導麻醉后，給予3%的異氟烷+混合空氣持續(xù)吸入，流速0.5 L/min持續(xù)麻醉直至手術結(jié)束。麻醉后大鼠中腹打開腹腔，解剖分離鐮狀韌帶等，充分暴露肝臟，在外科顯微鏡下依次仔細分離尾狀葉、右葉、左葉、左中葉相應的動脈、膽管、和門靜脈分支，然后用4-0絲線依次結(jié)扎尾狀葉、右葉、左葉、左中葉對應的門靜脈分支，保留右中葉所有管道。ALPPS組除上述操作外，還需沿著缺血線離斷肝實質(zhì)。當左中葉門靜脈結(jié)扎后，肝中葉將立刻出現(xiàn)一條缺血線，其位于肝中中靜脈與肝中左靜脈之間，手術離斷時至少保留距下腔靜脈干5 mm以避免損傷肝中中靜脈。離斷肝臟時采血管鉗逐步壓榨，膈面的背膜用眼科剪分離，離斷過程中采用壓迫、電凝和5-0絲線結(jié)扎的方法止血，最后將止血紗布放入斷面以便止血和防止術后斷面粘連，術后采用3-0的絲線雙層縫合腹部。假手術組開腹后，分解肝臟周圍各韌帶，翻動分離出各門靜脈分支、動脈支和伴行的膽管，但不予結(jié)扎，然后雙層縫合后關腹。

1.2.3 標本收集處理 各組大鼠于術后1、2、3、7 d麻醉后收集標本，每次每組各取6只。下腔靜脈采血后，3 000r/min后收集血清標本于-80 ℃保存。解剖下整個肝臟，分離各肝葉，稱取各葉重量，分別從右中葉和左中葉取約200 mg組織于液氮中速凍，-80 ℃保存。右中葉切取約1.0 cm×1.0 cm×0.5 cm肝臟組織冷凍切片包埋劑包埋，液氮速凍后-80 ℃保存。其余肝臟組織于浸泡于4%的多聚甲醛。

1.2.4 血清學指標檢測 血清收集后采用全自動生化儀檢測谷丙轉(zhuǎn)氨酶（ALT）、谷草轉(zhuǎn)氨酶（AST）濃度。大鼠ELISA試劑盒檢測血清IL-6、TNF-α、HGF表達水平。具體操作按試劑說明書進行，于450 nm波長處測定吸光度（OD）值并繪制標準曲線，依據(jù)標準曲線計算各組指標濃度。

1.2.5 肝再生率（hepatic regeneration rate，HRR）檢測 右中葉HRR通過以下公式計算：HRR=（WA?W1）/W1×100%。其中 WA代表各取材時間點肝右中葉的實際重量，W1代表術前右中葉最初的重量，其約為術前大鼠體質(zhì)量×0.74%[17]。

1.2.6 肝臟病理及免疫組化 石蠟切片3 μm連續(xù)切片，脫蠟、水化，行蘇木素和伊紅染色。免疫組化染色按照試劑盒說明書進行操作；切片脫蠟、水化后于pH值為6.0的枸櫞酸鹽緩沖液微波加熱抗原修復。小鼠抗大鼠Ki-67、OV-6單克隆抗體均按1:100稀釋。一抗4 ℃過夜。DAB試劑顯色，蘇木素復染。常規(guī)脫水，透明，中性樹膠封片。結(jié)果計算：高倍視野內(nèi)（×200）計算肝細胞數(shù)及Ki-67、OV-6陽性細胞數(shù)，每張切片隨機選取5個視野，視野內(nèi)Ki-67、OV-6染色陽性細胞數(shù)的百分比即Ki-67、OV-6標記率。

1.2.7 免疫熒光檢測 冷凍組織連續(xù)7 μm切片，冷丙酮固定10 min，PBS洗3次，每次5 min。0.5% Trion-X100室溫孵育10 min，PBS洗3次，每次5 min，10%正常山羊血清封閉室溫1 h，小鼠抗大鼠單克隆抗體一抗4 ℃過夜（一抗1:100），PBS洗3次，每次5 min，室溫孵育羊抗小鼠IgG熒光二抗Alexa fluor 594（1:1 000）。DAPI染核，抗熒光淬滅劑封片，倒置熒顯微鏡觀察結(jié)果。

1.2.8 Western blot檢測蛋白表達 稱取肝臟組織約100 mg，加入裂解液，冰浴中勻漿組織，靜置 20 min，4 ℃離心 12 000r/min，20 min，輕輕吸取上清，即為蛋白樣本。BCA法蛋白定量后與緩沖液按比例混合后100 ℃煮沸10 min，12%SDS-PAGE上樣電泳后電轉(zhuǎn)至PVDF膜，5%脫脂牛奶室溫封閉1 h，加入一抗OV-6（濃度為1:1 000），4 ℃孵育過夜。TBST洗滌3次，后加入二抗辣根過氧化物酶標記的羊抗小鼠IgG（Thermo，1:10 000），室溫孵育45 min。TBST洗滌3次，在暗室中壓片，然后顯影、定影。

1.3 統(tǒng)計學處理

數(shù)據(jù)采用SPSS 19.0統(tǒng)計軟件進行分析，實驗數(shù)據(jù)以均數(shù)±標準差（±s）表示，行Student-t檢驗或ANOVA方差分析，P＜0.05為差異有統(tǒng)計學意義。

2 結(jié) 果

2.1 術后肝功能指標檢測結(jié)果

術后第1天ALPPS組和PVL組肝功能損害嚴重，與假手術組比較，兩組AST、ALT水平在術后第1、2天均明顯升高，且在術后第1天達峰值，但ALPPS組升高程度明顯大于PVL組，差異均有統(tǒng)計學意義（均P＜0.05），隨后ALT、AST指標逐漸下降，兩組大鼠肝功于術后72 h基本恢復正常（圖1）。

圖1 各組術后各時間點肝臟功能指標的變化 注：1）與PVL組比較，P＜0.05Figure 1 Changes in liver function parameter at different postoperative time points in each group Note: 1) P＜0.05 vs. PVL group

2.2 術后血清炎癥因子水平檢測結(jié)果

與假手術組比較，ALPPS組和PVL組血清IL-6、TNF-α、HGF水平在術后1～2 d均明顯升高（均P＜0.05）。ALPPS組和PVL組術后血清IL-6、TNF-α、HGF水平均在術后1 d達高峰，且ALPPS組1～2 d血清IL-6、TNF-α、HGF水平均明顯高于PVL組（均P＜0.05）（圖2）。

圖2 各組術后各時間點炎癥因子水平的變化 注：1）與PVL組比較，P＜0.05Figure 2 ELISA measured serum of IL-6,TNF-α and HGF changes in each group Note: 1) P＜0.05 vs. PVL group

2.3 肝再生速率分析

各組HRR和肝細胞增殖速率（Ki-67的陽性表達率）檢測結(jié)果顯示，術后ALPPS組與PVL組HRR隨時間逐步上升，且明顯高于假手術組（均P＜0.05），與PVL組比較，ALPPS組高于PVL組，自術后72 h開始兩組間差異有統(tǒng)計學意義（均P＜0.05）；同時，由于大鼠周齡相對較小，假手術組大鼠隨著自身發(fā)育HRR可緩慢上升；ALPPS組Kii-67陽性率在術后48 h[（71.10±4.23）%vs.（55.19±6.87）%]和術后72 h [（60.46±4.64）%vs.（45.21±4.13）%]，明顯高于PVL組（均P＜0.05）（圖3-4）。

2.4 病理染色結(jié)果

肝內(nèi)卵圓細胞呈小肝樣細胞，胞核較成熟肝細胞小，呈橢圓形，嗜堿性，核漿比較高，HE染色切片觀察，可以觀察到門脈膽管周圍散在分布著大量胞核較大，嗜堿性的卵圓細胞（圖5）。

圖3 各組術后各時間點肝臟再生情況 注：1）與PVL組比較，P＜0.05Figure 3 Liver regeneration status in each group at different time points after operation Note: 1) P＜0.05 vs. PVL group

圖4 各組Ki-67免疫組化染色情況（×100）Figure 4 Immunohistochemical staining for Ki-67 in each group (×100)

圖5 術后24 h肝組織HE染色（×100） A：ALPPS組；B：PVL組Figure 5 HE staining of the liver tissue at 24 h after operation (×100) A: ALLPS group; B: PVL group

2.5 卵圓細胞標志物OV-6檢測

卵圓細胞特異性標志物OV-6檢測結(jié)果顯示，術后PVL組和ALPPS均有陽性表達，但ALPPS組陽性率高于PVL組，術后24 h [（27.47±1.11）%vs.（21.40±2.14）%]和48 h[（18.93±1.42）%vs.（14.97±1.39）%]差異均具有統(tǒng)計學意義（均P＜0.05），隨后兩組OV-6陽性率逐漸下降（P＞0.05）（圖6）。免疫熒光OV-6染色標記陽性細胞結(jié)果顯示，術后第1、2天ALPPS組陽性率明顯高于PVL組（P＜0.05），結(jié)果與免疫組化類似（圖7）。

圖6 免疫組化檢測各組肝臟組織中OV-6表達水平（×200）Figure 6 Immunohistochemical staining for the specific marker OV-6 of oval cells (×200)

圖7 免疫熒光檢測各組肝臟組織中OV-6表達水平（×200）Figure 7 Immunofluorescence staining of the specific marker OV-6 of oval cells (×200)

2.6 Western blot檢測結(jié)果

與PVL組比較，ALPPS組在術后1～2 d表達均明顯高于前者，差異均有統(tǒng)計學意義（均P＜0.05），同時，無論是PVL組還是ALPPS組，OV-6表達量均在術后1 d達高峰，然后逐漸下降（圖8）。

圖8 Western blot檢測組肝組織OV-6水平Figure 8 Western blot analysis of the OV-6 expression levels in the liver tissues

3 討 論

對于肝臟原發(fā)或轉(zhuǎn)移的腫瘤而言，腫瘤的R0切除對生存預后至關重要，但是由于殘余肝臟體積的不足，患者術后可能面臨“小肝綜合征”等有效肝功不足而導致的肝衰或死亡等嚴重并發(fā)癥[18]。通常來說，對于沒有肝臟基礎疾病的患者而言，其可耐受超過或接近25%的術后殘余肝體積，而對于具有肝功能障礙或早期肝臟損害的患者來說，40%甚至更高的殘余肝體積是必不可少的[19]。傳統(tǒng)經(jīng)典的PVL或門靜脈栓塞（portal vein embolization，PVE）雖能在一定程度上刺激剩余肝臟增生（平均4～8周，肝臟體積增加8%～46%），為部分患者帶來了腫瘤切除的可能性，但其仍存在諸多弊端：如兩次手術間隔時間較長，腫瘤進展而導致失去手術機會；有效刺激不足，增生肝臟仍無法達手術要求等。但是，ALPPS在一定程度上可以有效解決上述問題，其短時間內(nèi)促進殘肝再生的能力令人驚訝，但同時ALPPS也帶來許多困惑：一方面臨床數(shù)據(jù)顯示其居高不下的病死率和并發(fā)癥，另一方面其促進再生的機制仍不明了。

肝臟以其獨特強大的再生能力而被廣為認知，依據(jù)肝損傷的類型和程度不同，肝再生可以分為兩大不同層次的再生過程：肝細胞介導的再生和干/祖細胞參與的再生[8]。當然，兩者也可能同時參與肝臟再生修復。卵圓細胞被認為是大鼠肝內(nèi)主要的干/祖細胞[6]，其具有雙分化的潛能，當肝臟成熟肝細胞受到嚴重損害或失大量丟失時，肝臟將動員肝內(nèi)卵圓細胞參與肝臟穩(wěn)態(tài)的恢復，動員的卵圓細胞在適宜的誘導作用下，其將進一步分化為具有功能的肝實質(zhì)細胞，從而促進肝臟再生修復。

在本實驗中，作為大鼠卵圓細胞特異性標記物OV-6[20-21]，在遭受ALPPS手術損害后的大鼠肝臟中出現(xiàn)了活化動員，且其參與了肝臟再生的過程。同時，雖然PVL在一定程度上也動員活化了卵圓細胞，但與ALPPS組相比，其活化的卵圓細胞比例明顯不如前者。這在一定程度可以解釋PVL增生效果不如ALPPS。同時，在本實驗中可以看到：Ki-67結(jié)果顯示，ALPPS術后24 h，肝細胞增殖并不明顯，而與此同時，動員活化的卵圓細胞的比例卻相對較高，同時結(jié)合HRR來看，術后24、48 h肝臟再生率并不高，而后才迅速上升，綜合推測其原因可能為：一方面當肝臟遭遇嚴重創(chuàng)傷時，成熟的肝細胞的分裂增殖可能被暫時抑制，而以病理性肥大增生來短暫協(xié)助改善肝臟功能，也就是說，當創(chuàng)傷達到一定程度時，成熟肝細胞的分裂增殖是處于抑制狀態(tài)的，無法快速分裂來維持肝臟穩(wěn)態(tài)，而此時，肝臟將迅速動員活化肝內(nèi)定植的干/祖細胞（卵圓細胞），并在適宜的微環(huán)境下，動員的卵圓細胞能快速分化為具有完整功能的肝細胞或膽管上皮細胞從而快速促進肝臟再生。進一步的實驗數(shù)據(jù)顯示：肝細胞的增殖高峰出現(xiàn)于術后第3天左右，與HRR基本一致。同時免疫組化和Western blot結(jié)果均顯示，卵圓細胞的活化高峰出現(xiàn)在術后24 h，而后相對減少。由此說明，ALPPS術后早期，肝臟將動員肝內(nèi)卵圓細胞活化，從而為后續(xù)快速的再生修復打下基石。

對于ALPPS術后卵圓細胞的活化機制，仍有待進一步探索，本實驗觀察到，ALPPS術后血清IL-6、TNF-α、HGF明顯升高，尤其IL-6于術后24 h顯著上升，同時TNF-α、HGF水平也明顯高于PVL組。據(jù)此筆者推測：ALPPS手術后，嚴重的創(chuàng)傷刺激，引起了某些細胞應答的上調(diào)，從而大量分泌IL-6、TNF-α、HGF等促炎和生長調(diào)節(jié)因子，而此三者已被證實在肝再生過程起強絲裂原作用[22-23]，并且進一步的研究肝再生的模型也顯示上述因子直接參與了干/祖細胞參與肝再生的過程[24-25]。研究[26]表明，在CDE誘導的干/祖細胞參與肝再生的模型中，觀察到TNFR1缺陷的小鼠中卵圓細胞的增殖明顯被抑制，同樣的結(jié)果也出現(xiàn)在IL-6缺陷的小鼠[27]。故筆者推測IL-6、TNF-α可能是卵圓細胞動員活化的有效刺激因子。

總之，ALPPS術后殘肝快速增殖是一個涉及多種細胞及細胞因子參與的復雜過程。雖然ALPPS組和PVL組兩組再生規(guī)律似乎相似，但總體ALPPS的再生程度還是高于PVL組。肝臟再生一個多步驟的復雜過程，每一個過程都涉及到各種轉(zhuǎn)錄因子和細胞因子的表達和分泌，肝臟干/祖細胞和/或肝細胞在這些細胞和因子的刺激下不斷分化或增殖，從而完成肝臟的再生修復。

綜上所述，本實驗中初步證實了卵圓細胞參與了ALPPS術后殘肝再生，并初步探討了卵圓細胞在ALPPS術后可能的活化動員機制。同時，本實驗仍存在一定缺陷：首先，大鼠和人類疾病模型存在一定差異，且本實驗中大鼠模型為正常肝臟再生，不能代表人類肝臟病理條件下的再生；其次，在ALPPS過程中卵圓細胞的動員活化機制研究不足，尚不清楚其活化的扳機分子。盡管如此，本實驗為進一步研究ALPPS再生機制，并利用干/祖細胞治療而促進肝臟快速再生進行了有益探索。

[1] Agrawal S, Belghiti J. Oncologic resection for malignant tumors of the liver[J]. Ann Surg, 2011, 253(4):656–665. doi: 10.1097/SLA.0b013e3181fc08ca.

[2] Clavien PA, Petrowsky H, DeOliveira ML, et al. Strategies for safer liver surgery and partial liver transplantation[J]. N Engl J Med,2007, 356(15):1545–1559.

[3] Robles R, Parrilla P, López-Conesa A, et al. Tourniquet modification of the associating liver partition and portal ligation for staged hepatectomy procedure[J]. Br J Surg, 2014, 101(9):1129–1134. doi:10.1002/bjs.9547.

[4] Schnitzbauer AA, Lang SA, Goessmann H, et al. Right portal vein ligation combined with in situ splitting induces rapid left lateral liver lobe hypertrophy enabling 2-staged extended right hepatic resection in small-for-size settings[J]. Ann Surg, 2012, 255(3):405–414. doi: 10.1097/SLA.0b013e31824856f5.

[5] Andersen KJ, Knudsen AR, Jepsen BN, et al. A new technique for accelerated liver regeneration: An experimental study in rats[J].Surgery, 2017, 162(2):233–247. doi: 10.1016/j.surg.2017.03.002.

[6] Schadde E, Ardiles V, Slankamenac K, et al. ALPPS offers a better chance of complete resection in patients with primarily unresectable liver tumors compared with conventional-staged hepatectomies:results of a multicenter analysis[J]. World J Surg, 2014, 38(6):1510–1519. doi: 10.1007/s00268–014–2513–3.

[7] Lang SA, Loss M, Benseler V, et al. Long-term results after insitu split (ISS) liver resection[J]. Langenbecks Arch Surg, 2015,400(3):361–369. doi: 10.1007/s00423–015–1285-z.

[8] Liu WH, Ren LN, Wang T, et al. The Involving Roles of Intrahepatic and Extrahepatic Stem/Progenitor Cells (SPCs) to Liver Regeneration[J]. Int J Biol Sci, 2016, 12(8):954–963. doi: 10.7150/ijbs.15715.

[9] 黃民, 黃粲宸, 劉衛(wèi)輝. 肝內(nèi)外干/祖細胞參與肝再生的研究進展[J]. 中國普通外科雜志, 2017, 26(7):926–933. doi:10.3978/j.issn.1005–6947.2017.07.018.Huang M, Huang CC, Liu WH. Participation of intra-and extrahepatic stem/progenitor cells in liver regeneration: recent advances[J]. Chinese Journal of General Surgery, 2017, 26(7):926–933. doi:10.3978/j.issn.1005–6947.2017.07.018.

[10] Van Haele M, Roskams T. Hepatic Progenitor Cells: An Update[J].Gastroenterol Clin North Am, 2017, 46(2):409–420. doi: 10.1016/j.gtc.2017.01.011.

[11] Miyajima A, Tanaka M, Itoh T. Stem/progenitor cells in liver development, homeostasis, regeneration, and reprogramming[J].Cell Stem Cell, 2014, 14(5):561–574. doi: 10.1016/j.stem.2014.04.010.

[12] Liu WH, Song FQ, Ren LN, et al. The multiple functional roles of mesenchymal stem cells in participating in treating liver diseases[J].J Cell Mol Med, 2015, 19(3):511–520. doi: 10.1111/jcmm.12482.

[13] Itoh T, Miyajima A. Liver regeneration by stem/progenitor cells[J].Hepatology, 2014, 59(4):1617–1626. doi: 10.1002/hep.26753.

[14] 劉偉偉, 劉洪, 余鋒, 等. 聯(lián)合肝臟分割和門靜脈結(jié)扎二步肝切除術大鼠模型的建立[J]. 中國普通外科雜志, 2017, 26(1):50–56.doi:10.3978/j.issn.1005–6947.2017.01.009.Liu WW, Liu H, Yu F, et al. Establishment of rat model of associating liver partition and portal vein ligation for staged hepatectomy[J]. Chinese Journal of General Surgery, 2017,26(1):50–56. doi:10.3978/j.issn.1005–6947.2017.01.009.

[15] 顧向前, 張魯洲, 曹順琪, 等. 聯(lián)合肝臟分割和門靜脈結(jié)扎的分期肝切除術大鼠模型的建立[J]. 中華肝膽外科雜志, 2015,21(12):836–839. doi:10.3760/cma.j.issn.1007–8118.2015.12.013.Gu XQ, Zhang LZ, Cao SQ, et al. Establishing rat model of associating liver partition with portal vein ligation for staged hepatectomy (ALPPS)[J]. Chinese Journal of Hepatobiliary Surgery, 2015, 21(12):836–839. doi:10.3760/cma.j.issn.1007–8118.2015.12.013.

[16] Wei W, Zhang T, Zafarnia S, et al. Establishment of a rat model:Associating liver partition with portal vein ligation for staged hepatectomy[J]. Surgery, 2016, 159(5):1299–1307. doi: 10.1016/j.surg.2015.12.005.

[17] Yao L, Li C, Ge X, et al. Establishment of a rat model of portal vein ligation combined with in situ splitting[J]. PLoS One, 2014,9(8):e105511. doi: 10.1371/journal.pone.0105511.

[18] Golriz M1, Majlesara A1, El Sakka S1, et al. Small for Size and Flow (SFSF) syndrome: An alternative description for posthepatectomy liver failure [J]. Clin Res Hepatol Gastroenterol,2016, 40(3):267–275. doi: 10.1016/j.clinre.2015.06.024.

[19] Zhang GQ, Zhang ZW, Lau WY, et al. Associating liver partition and portal vein ligation for staged hepatectomy (ALPPS): a new strategy to increase resectability in liver surgery[J]. Int J Surg, 2014,12(5):437–441. doi: 10.1016/j.ijsu.2014.03.009.

[20] Dezs? K, Papp V, Bugyik E, et al. Structural analysis of ovalcell-mediated liver regeneration in rats[J]. Hepatology, 2012,56(4):1457–1467. doi: 10.1002/hep.25713.

[21] Guo J, Li J, Lu Y, et al. A novel technique for hepatic progenitor cell isolation from normal adult rat livers[J]. ASAIO J, 2012, 58(1):73–78. doi: 10.1097/MAT.0b013e318239fce5.

[22] Schmidt-Arras D, Rose-John S. IL-6 pathway in the liver: From physiopathology to therapy[J]. J Hepatol, 2016, 64(6):1403–1415.doi: 10.1016/j.jhep.2016.02.004.

[23] Wang S, Lee JS, Hyun J, et al. Tumor necrosis factor-inducible gene 6 promotes liver regeneration in mice with acute liver injury[J].Stem Cell Res Ther, 2015, 6:20. doi: 10.1186/s13287–015–0019-z.

[24] Li Z, Chen J, Li L, et al. In vitro and in vivo characteristics of hepatic oval cells modified with human hepatocyte growth factor[J].Cell Mol Biol Lett, 2013, 18(4):507–521. doi: 10.2478/s11658–013–0104–1

[25] Ji T, Li G, Chen J, et al. Distinct role of interleukin-6 and tumor necrosis factor receptor-1 in oval cell- mediated liver regeneration and inflammation-associated hepatocarcinogenesis [J]. Oncotarget,2016, 7(41):66635–66646. doi: 10.18632/oncotarget.11365.

[26] Knight B, Yeoh GC, Husk KL, et al. Impaired preneoplastic changes and liver tumor formation in tumor necrosis factor receptor type 1 knockout mice[J]. J Exp Med, 2000, 192(12):1809–1818.

[27] Matthews VB, Klinken E, Yeoh GC. Direct effects of interleukin-6 on liver progenitor oval cells in culture[J]. Wound Repair Regen,2004, 12(6):650–656.