孫新六

(泰安市中心醫(yī)院，山東泰安271000)

胎盤形成過程中，絨毛膜滋養(yǎng)層細胞對子宮壁不斷重塑，侵入母體子宮內壁蛻膜，改造子宮壁螺旋動脈，形成豐富的血管通道，使母體和胎兒間有足夠營養(yǎng)和氣體交換[1]。人黑色素轉移抑制基因(KP)與胎盤形成有關。絨毛膜滋養(yǎng)層細胞有KP和抗人黑色素轉移抑制基因蛋白受體(GPR54)表達，KP與GPR54結合能影響癌細胞的生長、轉移，并調節(jié)生殖功能、影響內分泌[2]?；|金屬蛋白酶(MMP)、血管內皮細胞生長因子(VEGF)在絨毛膜滋養(yǎng)層細胞對子宮內壁的入侵過程中發(fā)揮重要作用[3]。2016年3月～2017年5月，本研究探討了KP對早期胎盤滋養(yǎng)層細胞遷移及細胞外調節(jié)蛋白激酶(ERK)、MMP-9、VEGF表達的影響。

1 材料與方法

1.1 胎盤及試劑來源 胎盤來自本院自愿終止妊娠者[妊娠<3個月、年齡(27.6±5.8)歲，均為初孕，孕周(8.6±1.2)周，均知情同意]。鼠源GPR54抗體、鼠源抗人KP抗體、鼠源抗人β-actin抗體均購于BOSTER公司。KP抑制劑P234購于美國Abcam公司。本研究經(jīng)醫(yī)院倫理委員會批準。

1.2 滋養(yǎng)層細胞分離、培養(yǎng)及分組 取胎盤，無菌狀態(tài)下剪取胎盤絨毛膜組織，用預先冰冷的PBS液漂洗3次，用眼科鑷子剪成碎塊，在含有0.25%胰蛋白酶和DNA酶(200 U/mL)溶液中37 ℃消化3次，30 min/次，收集懸浮細胞，去組織塊，PBS液漂洗2次，以Percoll液梯度離心(3 000 r/min，20 min)分離細胞。將細胞收集于培養(yǎng)皿中，用RPMI1640液培養(yǎng)1 h，巨噬細胞貼壁，懸浮細胞，接種于24孔板，用含10%胎牛血清、1%青霉素與鏈霉素的RPMI1640培養(yǎng)液于37 ℃、5%CO2環(huán)境中培養(yǎng)，培養(yǎng)48 h。將滋養(yǎng)層細胞隨機分為三組，對照組常規(guī)培養(yǎng)，KP組加入終濃度為100 nmol/L KP蛋白進行培養(yǎng)，KP+P234組加入終濃度為100 nmol/L KP蛋白及其抑制劑P234(終濃度5 μmol/L)進行培養(yǎng)，均培養(yǎng)30 min。

1.3 滋養(yǎng)層細胞遷移能力檢測 采用細胞劃痕實驗。收集三組細胞，于6孔板中生長融合后，以吸頭輕輕劃痕，無菌PBS液輕柔沖去劃痕中散落的細胞，于37 ℃、5% CO2環(huán)境中培養(yǎng)48 h。于顯微鏡下分別測量0、48 h劃痕的寬度，計算遷移率。細胞遷移率=48 h劃痕兩邊緣距離減小值/0 h劃痕兩邊緣距離×100%，對照組遷移率為1。

1.4 細胞內KP、GPR54、MMP-9、VEGF mRNA表達檢測 采用熒光定量PCR法。取各組細胞，采用TRIzol液常規(guī)提取細胞總RNA，將RNA逆轉錄成cDNA。反應產(chǎn)物進行熒光定量PCR。KP正向引物：5′-CTCACTGGTTTCTTGGCAGCTAC-3′、反向引物：5′-AGAGCCTACCCAGATGCTGAG-3′；GPR54正向引物：5′-GCTGGTACGTGAC GGTGTTC-3′、反向引物：5′-AGAGCCTACCCAGATGCTGAG-3′；MMP-9正向引物：5′-TGGAGGTTCGACGTGAAGG-3′、反向引物：5′-AAATAGGCTTTC TCTCGGTACTGG-3′；VEGF正向引物：5′-ACATCTTCAAGCCATCCTGTGTG-3′、反向引物:5′-TGGCCGTTGAGGTTGGAATG-3′。反應條件：95 ℃變性15 s，60 ℃復性和延伸40 s，40個循環(huán)。同時擴增內參β-actin。以2-ΔΔCt法計算基因相對表達量。

1.5 細胞內ERK蛋白表達檢測 收集三組細胞，SDS-PAGE電泳，轉PVDF膜，Western blotting法檢測ERK和磷酸化的ERK(p-EKR)，實驗組蛋白相對表達量=p-ERK/ERK。

2 結果

2.1 三組滋養(yǎng)細胞遷移能力比較 對照組細胞遷移率為1，KP組為55.9%，KP+P234組為81.8%，三組比較差異有統(tǒng)計學意義(P均<0.05)。

2.2 三組KP、GPR54、MMP-9、VEGF mRNA表達比較 對照組KP、GPR54、MMP-9、VEGF mRNA相對表達量均為1，KP組分別為1.05±0.03、1.03±0.02、0.36±0.10、0.48±0.13，KP±P234組分別為0.58±0.12、1.04±0.06、0.62±0.15、0.85±0.17。KP組KP mRNA相對表達量較KP+234組高(P<0.05)，與對照組比較差異無統(tǒng)計學意義(P>0.05)；三組GPR54 mRNA相對表達量比較，P均>0.05；與對照組比較，KP組、KP±P234組MMP-9、VEGF mRNA相對表達量低(P均<0.05)，KP組最低(P均<0.05)。

2.3 三組ERK蛋白表達比較 對照組p-ERK/ERK為1，KP組為2.3±0.5，KP+P234組為1.6±0.3，與對照組比較，KP組、KP±P234組ERK蛋白相對表達量低(P均<0.05)，KP組最低(P均<0.05)。

3 討論

KP結合G蛋白受體GPR54，可激活磷脂酶C，導致細胞內鈣離子增加。KP能激活細胞中的ERK信號通路，使細胞永生化[4]。KP和GPR54最初均表達于受精卵合胞體細胞，與胎盤的形成有關；胎盤形成過程失調可致多種孕期并發(fā)癥[5]，如滋養(yǎng)層細胞入侵貧乏可致患者出現(xiàn)子癇前期癥狀、胎兒宮內生長受限；胎盤形成過度入侵則致胎盤異常增生[6]。絨毛膜滋養(yǎng)層細胞有KP和GPR54表達[7]。KP的轉錄表達在早期和末期胎盤中無差異；但GPR54在早期胎盤的表達高于末期胎盤[8]。這與懷孕早期滋養(yǎng)層細胞高侵入性而末期胎盤低侵入性相一致。本研究結果表明，早期胎盤滋養(yǎng)層細胞均表達GPR54、KP，提示GRP54、KP與早期胎盤的發(fā)育可能相關。

絨毛膜滋養(yǎng)層細胞對入侵血管的過程與腫瘤細胞相似，MMP、VEGF在其中發(fā)揮重要作用[9]。本研究結果顯示，KP可抑制滋養(yǎng)層細胞遷移，影響子宮內壁的重塑。KP干預后，滋養(yǎng)層細胞ERK蛋白表達降低，加入KP抑制劑P234則ERK蛋白表達高。其作用機制可能為KP與其受體GPR54結合后，激活磷脂酶C，使二磷酸磷脂酰肌醇水解，產(chǎn)生細胞內第二信使三磷酸肌醇和甘油二酯，使細胞內鈣離子增加，磷酸化ERK，從而產(chǎn)生生物學作用[10]。提示KP能刺激ERK磷酸化從而抑制ERK介導的細胞信號通路發(fā)揮作用。

MMP能降解細胞外基底膜，在絨毛膜滋養(yǎng)層細胞對螺旋動脈的重塑過程中起重要作用。MMP-9表達減少時，滋養(yǎng)層細胞入侵能力減弱，胎盤形成不良，易誘發(fā)子癇前期癥狀及胎兒宮內生長受限[11]。KP可控制MMP-9活性，其可能通過調節(jié)MMP的轉錄而發(fā)揮抑制作用。滋養(yǎng)層細胞入侵子宮內膜，通過替換血管內皮細胞，轉化子宮內壁血管[12]。本研究結果顯示，KP能降低滋養(yǎng)細胞內MMP-9、VEGF mRNA表達，提示MMP-9和VEGF參與胎盤形成過程。

綜上所述，KP可抑制早期胎盤滋養(yǎng)層細胞遷移，抑制細胞內ERK、MMP-9及VEGF表達。

[1] Gupta S, Misra R, Ghosh UK, et al. Comparison of foetomaternal circulation in normal pregnancies and pregnancy induced hypertension using color Doppler studies[J]. Indian J Physiol Pharmacol, 2014,58(3):284-289.

[2] Pinilla L, Aguilar E, Dieguez C, et al. Kisspeptins and reproduction: physiological roles and regulatory mechanisms[J]. Physiol Rev, 2012,92(3):1231-1235.

[3] Matjila M, Millar R, van der Spuy Z，et al. The differential expression of Kiss1, MMP9 and angiogenic regulators across the feto-maternal interface of healthy human pregnancies: implications for trophoblast invasion and vessel development[J]. PLoS One, 2013,8(5):e63574.

[4] Ji K, Ye L, Ruge F, et al. Implication of metastasis suppressor gene, Kiss-1 and its receptor Kiss-1R in colorectal cancer[J]. BMC Cancer， 2014,14:723.

[5] Tsutsui K, Bentley GE, Kriegsfeld LJ, et al. Kriegsfeld discovery and evolutionary history of gonadotrophin-inhibitory hormone and kisspeptin: new key neuropeptides controlling reproduction[J]. J Neuroendocrinol, 2010,22(7):716-727.

[6] Gui S, Ni S, Jia J， et al. Inconformity of CXCL3 plasma level and placenta expression in preeclampsia and its effect on trophoblast viability and invasion[J]. PLoS One, 2014,9(12):e114408.

[7] Kulvinder KK, Allahbadia G, Singh M, et al. Kisspeptins in human reproduction future therapeutic potential[J]. J Assist Reprod Genet, 2012,29(10):999-1011.

[8] Francis VA, Abera AB, Matjila M, et al. Kisspeptin regulation of genes involved in cell invasion and angiogenesis in first trimester human trophoblast cells[J]. PLoS One, 2014,9(6):e9968010.

[9] Yu N, Yan W, Yin T, et al. HCG-activated human Peripheral Blood Mononuclear Cells(PBMC) promote trophoblast cell invasion[J]. PLoS One, 2015,10(6):e0125589.

[10] Szereszewski JM, Pampillo M, Ahow MR， et al. GPR54 regulates ERK1/2 activity and hypothalamic gene expression in a Gα(q/11) and β-arrestin-dependent manner[J]. PLoS One，2010,5(9):e12964.

[11] Patel A, Dash PR. Formation of atypical podosomes in extravillous trophoblasts regulates extracellular matrix degradation[J]. Eur J Cell Biol, 2012,91(3):171-179.

[12] Tuteja G, Chung T, Bejerano G, et al. Changes in the enhancer landscape during early placental development uncover a trophoblastinvasion gene-enhancer network[J]. Placenta, 2016,37:45-55.