王紅娜,孫洪新,張英杰*,劉月琴,谷振慧,史秀芬
(1.河北農(nóng)業(yè)大學(xué)動物科技學(xué)院,保定 071000; 2.河北省畜牧獸醫(yī)研究所,保定 071000)
肌肉生長抑制素(Myostatin, MSTN),又稱之為GDF-8,屬于轉(zhuǎn)化生長因子-β(Transforming growth factor-β,TGF-β)超家族成員,是能夠在骨骼肌中特異表達的一類糖蛋白,負向調(diào)控肌肉的生長和發(fā)育[1]。生肌過程是一個復(fù)雜的過程,在早期胚胎中來自于生肌節(jié)區(qū)的中胚層細胞轉(zhuǎn)移至胚性結(jié)締組織附近,生成骨骼肌成肌細胞。成肌細胞增殖后,彼此融合分化形成多核的肌纖維[2]。
生肌調(diào)節(jié)因子(MRFs)家族,包括生肌決定因子(Myogenic factor 5, Myf5)、成肌分化因子 (Myogenic differentiation antigen, MyoD)、肌細胞生成素(Myogenin, MyoG)和Myf6即肌調(diào)節(jié)因子4(Muscle regulatory factor 4, MRF4)等4個轉(zhuǎn)錄因子,參與骨骼肌生成過程中分子調(diào)控機制,啟動和維持骨骼肌細胞分化發(fā)育和生長[3]。研究發(fā)現(xiàn),Myf5和MyoD可以使成肌細胞定型[4],而MyoG和Myf6在成肌細胞的融合和分化中起作用[5]。細胞周期抑制因子(p21)與細胞增殖密切相關(guān)。羥酰基輔酶A脫氫酶1(Hydroxyacyl CoA dehydratase 1,HACD1)是細胞膜組成和流動的調(diào)節(jié)因子,在肌肉發(fā)育和再生中促進成肌細胞融合[6]。
以往的報道大多集中研究干擾MSTN后相關(guān)基因的表達[7-11],本試驗通過腺病毒介導(dǎo)shRNA干擾綿羊成肌細胞MSTN,研究MSTN基因?qū)d羊成肌細胞增殖和分化的影響,探討其作用機制,確定綿羊MSTN基因與p21基因在增殖中的表達調(diào)控關(guān)系,及其與生肌調(diào)節(jié)因子家族MRFs和HACD1基因在分化過程中的表達調(diào)控關(guān)系,為深入了解MSTN基因?qū)d羊肌肉生長發(fā)育的作用及其調(diào)控機制奠定理論基礎(chǔ)。
小尾寒羊成肌細胞由本實驗室分離純化[12],shRNA重組腺病毒陰性對照載體NC和干擾載體Sh3+4按文獻[13]所示方法構(gòu)建,由本實驗室保存(經(jīng)qRT-PCR檢測干擾效率達到72%,經(jīng)Western blot檢測干擾效率達到54%),胎牛血清(FBS)、DMEM/F12培養(yǎng)基、胰蛋白酶、DPBS 緩沖液、青鏈霉素混合液(100×)購自BI公司,反轉(zhuǎn)錄試劑盒(PrimeScript?RT)購自寶生物工程(大連)有限公司,Bestar SybrGreen qPCR Mastermix購自德國DBI公司。
成肌細胞為本實驗室凍存的第2代細胞,解凍后用培養(yǎng)液(90%DMEM/F12+10%FBS)培養(yǎng)。轉(zhuǎn)染前24 h,將細胞接種到培養(yǎng)板中,使轉(zhuǎn)染時細胞密度達到80%左右。陰性對照載體NC、干擾載體Sh3+4腺病毒用培養(yǎng)液稀釋100倍轉(zhuǎn)染細胞,6孔培養(yǎng)板中每孔加入1 mL病毒稀釋液。感染5 h后進行換液,24 h后在倒置熒光顯微鏡下觀察細胞生長狀況及綠色熒光蛋白表達情況。
1.3.1 CCK-8檢測成肌細胞增殖 成肌細胞感染腺病毒2 d后,利用0.25%胰蛋白酶消化后制成細胞懸液,96孔板每孔加入2 000個細胞,重復(fù)3孔,每天在同一時間點取出培養(yǎng)板進行檢測,每孔加入10 μL CCK-8溶液,在細胞培養(yǎng)箱內(nèi)繼續(xù)孵育2.5 h,在酶標儀震蕩后以450 nm波長測定吸光度,連續(xù)測定7 d,繪制細胞生長曲線。
1.3.2 流式細胞儀(PI染色法)檢測細胞周期 成肌細胞感染腺病毒2 d后,用不含EDTA的胰酶消化細胞制成單細胞懸液,1 000 r·min-1離心5 min,去上清液。用預(yù)冷的PBS洗細胞2次,加入預(yù)冷的70%乙醇,于4℃固定過夜。離心棄上清,用PBS洗1次,加入500 μL的PI/RNase溶液重懸,避光室溫孵育15 min。每組3個重復(fù)。FACS Calibur流式細胞儀采用ModFit LT 軟件進行細胞 DNA 含量分析。
1.3.3 qRT-PCR檢測p21基因的表達 成肌細胞感染病毒48 h后,熒光倒置顯微鏡下觀察綠色熒光蛋白表達情況,收集細胞,用Trizol法提取各組細胞總RNA,電泳檢測質(zhì)量,Nanodrop 2000 超微量分光光度計定量后,按照TaKaRa(PrimeScriptTMRT Reagent Kit)逆轉(zhuǎn)錄試劑盒操作程序進行反轉(zhuǎn)錄合成cDNA第一條鏈,再以cDNA為模板,采用SYBR GreenI法進行qRT-PCR測定,每組3個重復(fù)。PCR反應(yīng)體系:SybrGreen qPCR Master Mix 10 μL,正、反向引物各0.5 μL,ROX Reference Dye 0.4 μL,cDNA模板1.0 μL,ddH2O加至 20 μL。反應(yīng)程序:95 ℃預(yù)變性1 min;95 ℃變性15 s,60 ℃退火延伸60 s并收集熒光信號,共40個循環(huán);熔解曲線分析:95 ℃15 s,60~95 ℃,0.3 ℃·s-1生成熔解曲線。以GAPDH為內(nèi)參基因,2-ΔΔCt法進行相對定量計算,每個樣品重復(fù)3次,取平均值。
1.4.1 成肌細胞融合率測定 將感染腺病毒2 d的細胞接種到細胞爬片,用2%馬血清誘導(dǎo)分化到第3天,進行細胞免疫組化染色。PBS清洗標本3次,每次2 min;用4%多聚甲醛固定細胞15 min,0.3% TritonX-100穿孔20 min,3%雙氧水孵育5 min,10% 驢血清37 ℃封閉20 min,滴加一抗MYH1(1∶200稀釋度)4 ℃過夜。PBS 緩沖液洗 3 次。滴加PV-6000,37 ℃孵育30 min,PBS漂洗3次,每次5 min;DAB顯色,DAPI染色 3 min。熒光顯微鏡下觀察染色后的肌管形態(tài),隨機選取3個視野,使用 NIS-Elements(Nikon)軟件計量視野內(nèi)融合到多核細胞內(nèi)的細胞核的數(shù)目,除以整個視野中細胞核數(shù)目,計算其百分數(shù)即為細胞融合率。
1.4.2 qRT-PCR檢測成肌細胞分化后相關(guān)基因的表達 成肌細胞感染腺病毒2 d后,換含2%馬血清的培養(yǎng)基對成肌細胞進行誘導(dǎo)分化,分別于誘導(dǎo)分化后的48、72、96 h收集細胞,提取RNA。測定MSTN、MyoD、MyoG、Myf5、Myf6和HACD1基因的表達情況。引物序列見表1。
采用SPASS19.0統(tǒng)計軟件進行分析,組間比較利用單因素方差獨立樣本t檢驗進行方差分析和顯著性檢驗。試驗數(shù)據(jù)以“平均值±標準差”表示,P<0.05表示差異顯著,P<0.01表示差異極顯著。
CCK-8檢測結(jié)果顯示(圖1),培養(yǎng)1~3 d兩組OD值幾乎相同,細胞活性無顯著性差異(P>0.05),但在第3天后干擾組細胞生長明顯減緩,第4天時OD值比陰性對照組低(19.3±0.04)%,第5天時低(38.2±0.03)%,第6天時低(44.3±0.03)%,第7天時低(21.9±0.12)%,差異均達到顯著水平(P<0.05),第6 天為極顯著(P<0.01),說明干擾MSTN后成肌細胞增殖能力降低。
成肌細胞感染腺病毒48 h后進行細胞周期檢測(圖2,表2),相對于陰性對照組,干擾組處于G0/G1期細胞的比例顯著增加(P<0.05),而S期細胞所占的比例顯著下降(P<0.05)。表明干擾內(nèi)源性MSTN后抑制綿羊成肌細胞增殖。
干擾MSTN后p21基因的表達見圖3,結(jié)果表明,Sh3+4干擾組較陰性對照組p21的mRNA表達量升高了1.42倍,達到極顯著水平(P<0.01)。
成肌細胞經(jīng)重組腺病毒感染后進行誘導(dǎo)分化,在誘導(dǎo)48~96 h時,相較于陰性對照,干擾組Sh3+4細胞的MSTN基因表達量均極顯著減少(P<0.01,圖4),96 h時達到最低值,僅為對照組細胞的10%,達到極顯著水平(P<0.01),表明Sh3+4腺病毒對MSTN表達進行了持續(xù)有效的干擾。
表1基因引物參數(shù)
Table1Parametersofprimerpairsforthegenes
基因Gene參考序列Accessionnumber引物序列(5'-3')Primersequence產(chǎn)物大小/bpProductsize退火溫度/℃TmMSTNNM_001009428F:GGCTCCTTGGAAGACGATR:CAGTTGGGCCTTTACTACTTTAT15960MyoDNM_001009390F:AGGGTCCCTCGCGCCCAAAAGR:TGCGGGAGGCGGAAACACAACAGT12262Myf5XM_004006219.1F:ACCAGCCCCACCTCAAGTTGR:GCAATCCAAGCTGGATAAGGAG15060Myf6(MRF4)NM_001134782.1F:GCTACAGACCCAAGCAGGAAR:CGAGGCCGATGAATCAATGC14360MyoGNM_001174109.1F:AGGTGAATGAAGCCTTCGAGR:TCCTGGTTGAGGGAGCTGAG13960HACD1NM_001009443F:CATTTGCCTTGCTTGAGATAGTCR:GCACCACACTCTCCTCATTCT15860p21XM_004014151.1F:CACTGCCAACAGGCCGAAGCR:TGGAGCGGGTCACGGAGATG15060GAPDHNM_001190390.1F:CTGACCTGCCGCCTGGAGAAAR:GTAGAAGAGTGAGTGTCGCTGTT14960
與對照組相比,**表示差異極顯著(P<0.01),*表示差異顯著(P<0.05)。下同Compared with the negative control group, ** indicate extremely significant difference (P<0.01),* indicate significant difference (P<0.05). The same as below圖1 成肌細胞生長曲線Fig.1 The growth curve of myoblast cells
表2干擾MSTN后細胞周期變化
Table 2 The cell cycle alteration after MSTN interfered %
A. NC; B. Sh3+4圖2 流式細胞圖Fig.2 Flow cytometry
圖3 干擾MSTN后p21基因的表達Fig.3 The expression of p21 after of MSTN interfered
腺病毒干擾載體感染的成肌細胞在含2%馬血清的培養(yǎng)基中培養(yǎng),第3 天后顯微鏡下觀察,當細胞匯合度達到80%時,相鄰成肌細胞靠攏,由長梭形變得細長,呈平行排列走向,細胞膜模糊,含多個細胞核,呈現(xiàn)出長條管狀結(jié)構(gòu),即肌小管。進行免疫細胞化學(xué)染色(圖5),測定分化指標肌管融合率,相對于陰性對照組,Sh3+4干擾組肌管融合率增加了43.6%,達到極顯著水平(P<0.01,圖6)。
圖4 成肌細胞分化后MSTN基因的表達Fig.4 The expression of MSTN gene after myoblast differentiating
qRT-PCR檢測生肌調(diào)節(jié)因子及細胞融合相關(guān)基因HACD1的mRNA表達水平見圖7。Sh3+4干擾組與NC陰性對照組相比,誘導(dǎo)48 h后 4個生肌調(diào)節(jié)因子表達量均呈下降趨勢,MyoG基因達到顯著水平(P<0.05);誘導(dǎo)72 h后Myf5和Myf6基因表達量極顯著降低(P<0.01),MyoD基因表達量升高不顯著(P>0.05),MyoG基因極顯著增加(P<0.01),說明此時與陰性對照組相比在Sh3+4干擾組有更多的成肌細胞融合為肌管;誘導(dǎo)96 h,Myf5基因表達量顯著降低(P<0.05),MyoD基因表達量降低不顯著(P>0.05),MyoG基因表達量極顯著降低(P<0.01),Myf6基因表達量升高不顯著(P>0.05)。另外誘導(dǎo)72 h,HACD1基因的表達量在干擾組中顯著高于陰性對照組(P<0.05),誘導(dǎo)48和96 h無顯著變化,證實了該基因與成肌細胞融合相關(guān)。
A.陰性對照(NC)組免疫細胞化學(xué)染色;B.陰性對照(NC)組DAPI核染;C. Sh3+4干擾組免疫細胞化學(xué)染色;D. Sh3+4干擾組DAPI核染A.Negative control group (NC) stained by immunocytochemistry; B. Negative control group (NC) stained by DAPI; C. Interference group Sh3+4 stained by immunocytochemistry; D. Interference group Sh3+4 stained by DAPI圖5 成肌細胞分化 72 h 后 MYH1 免疫細胞化學(xué)結(jié)果(100×)Fig.5 Myoblasts stained with anti-MYH1 antibody at 72 h in differentiation medium (100×)
圖6 成肌細胞肌管融合率Fig.6 Myotube fusion rate of myoblast
肌肉質(zhì)量的增加包括肌纖維增生和肥大,該過程包括成肌細胞的增殖和分化。早期肌肉祖細胞被特化,退出細胞周期,最終分化成肌纖維[14]。深入了解分化過程中的關(guān)鍵環(huán)節(jié),進一步探索肌肉的生長發(fā)育機制對提升家畜動物的產(chǎn)肉性能具有十分重要的意義。大多數(shù)報道認為,MSTN負調(diào)控肌源性細胞的增殖[15-19],但D.Joulia等[20]的研究發(fā)現(xiàn),抑制C2C12成肌細胞內(nèi)源性MSTN后增強了細胞周期的退出從而刺激細胞分化。B.D.Rodgers等[21]對C2C12的研究發(fā)現(xiàn),MSTN對細胞的生長有激活作用。MSTN在肌源性細胞分化中的作用也存在爭議,一些研究證明,在不同的物種中其對成肌細胞的分化有抑制作用[16, 22-24],而其他研究發(fā)現(xiàn)MSTN對肌源性細胞的分化有刺激促進作用[25-28]。本試驗通過腺病毒介導(dǎo)shRNA抑制內(nèi)源性MSTN后,研究成肌細胞的增殖和分化,結(jié)果并未觀察到干擾MSTN基因促進成肌細胞的增殖,生長曲線第3天后反而顯示增殖能力降低。此結(jié)果與p21基因表達升高,細胞生長周期停滯在G0/G1的結(jié)果吻合。p21是細胞周期抑制因子基因,該基因的上調(diào)可抑制 cyclin-Cdk 復(fù)活物活力,使 Rb 蛋白不能磷酸化而呈現(xiàn)低磷酸化狀態(tài)。S 期基因表達所必需的轉(zhuǎn)錄因子(E2F-DP1)不能釋放,細胞停滯在 G1 期,從而導(dǎo)致成肌細胞增殖抑制,數(shù)量減少。干擾MSTN后抑制成肌細胞生長的結(jié)果與大多數(shù)報道不一致的原因:一可能是本研究采用的是綿羊成肌細胞,以往報道多集中在小鼠、山羊等物種;二可能是本研究采用的RNA干擾介導(dǎo)載體為腺病毒,以往大多采用siRNA、質(zhì)粒或是慢病毒載體;三可能是在生長后期干擾組成肌細胞被觸發(fā)分化而抑制增殖。本研究發(fā)現(xiàn),干擾MSTN基因后成肌細胞的融合率顯著增加,與大多數(shù)報道一致。因此MSTN對成肌細胞增殖及分化的確切作用有待進一步驗證。
圖7 成肌細胞誘導(dǎo)分化后調(diào)控基因的表達Fig.7 Regulatory genes expression after myoblasts differentiating
本試驗檢測了成肌細胞誘導(dǎo)分化后參與肌肉分化的生肌調(diào)節(jié)因子Myf5、MyoD、MyoG和Myf6基因表達的變化,這些因子的時序表達對于確定肌源性是必需的,Myf5在靜止和激活的衛(wèi)星細胞中表達,MyoD和MyoG是下游分化因子,Myf6在肌管成熟過程中起作用[29]。本研究發(fā)現(xiàn),誘導(dǎo)72 h時MyoD和MyoG基因的表達量在干擾組比陰性對照組高,同時還發(fā)現(xiàn)在誘導(dǎo)72 h時,肌管有大量的融合,在干擾組中有更多的肌細胞生成肌管,表明抑制MSTN基因后對細胞的分化起到了促進作用。此前W.Luo等[30]的研究證實MyoD和MyoG通過結(jié)合到Myomaker啟動子上促進成肌細胞分化。本研究發(fā)現(xiàn),誘導(dǎo)72 h時,Myf5基因的表達量在干擾組比對照組低,進一步證實了Myf5是成肌細胞早期表達的基因,可能不參與肌管形成的末期。誘導(dǎo)96 h時,Myf6基因的表達量在干擾組比陰性對照組高,暗示在干擾組中有更多的肌纖維形成,也進一步說明了Myf6在肌管成熟后期起作用。本研究進一步證實,相關(guān)基因在分化過程中依照Myf5、MyoD、MyoG和Myf6的順序依次表達。
本研究檢測了與細胞融合相關(guān)的HACD1基因,HACD1基因是膜組成和流動性的調(diào)節(jié)因子,在72 h時干擾組肌管融合率極顯著高于陰性對照組,并且HACD1基因表達量顯著高于對照組,證實了該基因與成肌細胞融合密切相關(guān),此結(jié)果與J.Blondelle等[6]的研究結(jié)果一致。
本研究證實MSTN對成肌細胞增殖有促進作用,對成肌細胞的分化融合有抑制作用。確定了在成肌細胞分化過程中MSTN基因與Myf5、MyoD、MyoG和Myf6的表達調(diào)控關(guān)系。進一步證實HACD1基因與成肌細胞融合相關(guān)。本研究為深入揭示MSTN基因?qū)d羊肌肉生長發(fā)育的作用及其調(diào)控機制奠定了理論基礎(chǔ)。
[1] MCPHERRON A C, LAWLER A M, LEE S J. Regulation of skeletal muscle mass in mice by a new TGF-beta superfamily member[J].Nature, 1997, 387(6628): 83-90.
[2] YAFFE D. Retention of differentiation potentialities during prolonged cultivation of myogenic cells[J].ProcNatlAcadSciUSA, 1968, 61(2): 477-483.
[3] 高 麗, 鄭 陸. 肌肉生長抑制素GDF-8[J]. 山東體育學(xué)院學(xué)報, 2004, 20(3): 45-47.
GAO L, ZHENG L. Myostatin, a negative regulator of muscle growth[J].JournalofShandongInstituteofPhysicalEducation, 2004, 20(3): 45-47. (in Chinese)
[4] CAMPBELL J L Jr, SMITH M A, FISHER J W, et al. Dose-response for retinoic acid-induced forelimb malformations and cleft palate: A comparison of computerized image analysis and visual inspection[J].BirthDefectsResBDevReprodToxicol, 2004, 71(4): 289-295.
[5] YU Z L, LIN J X, XIAO Y, et al. Induction of cell-cycle arrest by all-trans retinoic acid in mouse embryonic palatal mesenchymal (MEPM) cells[J].ToxicolSci, 2005, 83(2): 349-354.
[6] BLONDELLE J, OHNO Y, GACHE V, et al.HACD1, a regulator of membrane composition and fluidity, promotes myoblast fusion and skeletal muscle growth[J].JMolCellBiol, 2015, 7(5): 429-440.
[7] LU J, SUN D, XU L Y, et al. Selection of an effective small interference RNA to silence myostatin gene expression in sheep fibroblast cells[J].BiochemGenet, 2012, 50(11-12): 838-847.
[8] LU J, WEI C H, ZHANG X N, et al. The effect of myostatin silencing by lentiviral-mediated RNA interference on goat fetal fibroblasts[J].MolBiolRep, 2013, 40(6): 4101-4108.
[9] PATEL A K, TRIPATHI A K, PATEL U A, et al. Myostatin knockdown and its effect on myogenic gene expression program in stably transfected goat myoblasts[J].InVitroCellDevBiolAnim, 2014, 50(7): 587-596.
[10] KUMAR R, SINGH S P, KUMARI P, et al. Small interfering RNA (siRNA)-mediated knockdown of myostatin influences the expression of myogenic regulatory factors in caprine foetal myoblasts[J].ApplBiochemBiotechnol, 2014, 172(3): 1714-1724.
[11] PATEL U A, PATEL A K, JOSHI C G. Stable suppression of myostatin gene expression in goat fetal fibroblast cells by lentiviral vector-mediated RNAi[J].BiotechnolProg, 2015, 31(2): 452-459.
[12] 王紅娜, 張英杰, 劉月琴. 綿羊成肌細胞的純化、培養(yǎng)、鑒定及其成肌誘導(dǎo)分化研究[J]. 河北農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報, 2016, 39(1): 94-98, 102.
WHONG H N, ZHANG Y J, LIU Y Q. A study of purification, culture, identification and differentiation of sheep myoblast cells[J].JournalofAgriculturalUniversityofHebei, 2016, 39(1): 94-98, 102. (in Chinese)
[13] 孔慶輝, 晁 燕, 夏明哲, 等. 黃河裸裂尻魚MSTN基因RNA干擾研究[J]. 中國實驗動物學(xué)報, 2016, 24(4): 344-350.
KONG Q H, CHAO Y, XIA M Z, et al. Inhibitory effect of RNA interference ofMSTNgene expression on the downstream genes inSchizopygopsispylzovi[J].ActaLaboratoriumAnimalisScientiaSinica, 2016, 24(4): 344-350. (in Chinese)
[14] KITZMANN M, FERNANDEZ A. Crosstalk between cell cycle regulators and the myogenic factor MyoD in skeletal myoblasts[J].CellMolLifeSci, 2001, 58(4): 571-579.
[15] THOMAS M, LANGLEY B, BERRY C, et al. Myostatin, a negative regulator of muscle growth, functions by Inhibiting myoblast proliferation[J].JBiolChem, 2000, 275(51): 40235-40243.
[17] LANGLEY B, THOMAS M, MCFARLANE C, et al. Myostatin inhibits rhabdomyosarcoma cell proliferation through an Rb-independent pathway[J].Oncogene, 2004, 23(2): 524-534.
[18] 孫順昌, 彭運生, 賀敬波, 等. siRNA阻斷鼠成肌細胞myostatin表達對細胞增殖及分化能力的影響[J]. 基礎(chǔ)醫(yī)學(xué)與臨床, 2011, 31(2): 187-191.
SUN S C, PENG Y S, HE J B, et al. Effect of myostatin silence mediated by mouse siRNA on cell proliferation and differentiation in myoblasts[J].Basic&ClinicalMedicine, 2011, 31(2): 187-191. (in Chinese)
[19] KUMAR R, SINGH S P, MITRA A. Short-hairpin mediated myostatin knockdown resulted in altered expression of myogenic regulatory factors with enhanced myoblast proliferation in fetal myoblast cells of goats[J].AnimBiotechnol, 2017, 30: 1-9
[20] JOULIA D, BERNARDI H, GARANDEL V, et al. Mechanisms involved in the inhibition of myoblast proliferation and differentiation by myostatin[J].ExpCellRes, 2003, 286(2): 263-275.
[21] RODGERS B D, WIEDEBACK B D, HOVERSTEN K E, et al. Myostatin stimulates, not inihibits, C2C12 myoblast proliferation[J].Endocrinology, 2014, 155(3): 670-675.
[22] LANGLEY B, THOMAS M, BISHOP A, et al. Myostatin inhibits myoblast differentiation by down- regulating MyoD expression[J].JBiolChem, 2002, 277(51): 49831-49840.
[23] MCFARLANE C, HUI G Z, AMANDA W Z, et al. Human myostatin negatively regulates human myoblast growth and differentiation[J].AmJPhysiolCellPhysiol, 2011, 301(1): C195- C203.
[24] LIU C X, LI W R, ZHANG X M, et al. The critical role of myostatin in differentiation of sheep myoblasts[J].BiochemBiophysResCommun, 2012, 422(3): 381-386.
[25] SATO F, KUROKAWA M, YAMAUCHI N, et al. Gene silencing of myostatin in differentiation of chicken embryonic myoblasts by small interfering RNA[J].AmJPhysiolCellPhysiol, 2006, 291(3): C538-C545.
[26] MANCEAU M, GROS J, SAVAGE K, et al. Myostatin promotes the terminal differentiation of embryonic muscle progenitors[J].GenesDev, 2008, 22(5): 668-681.
[27] GARIKIPATI D K, RODGERS B D. Myostatin inhibits myosatellite cell proliferation and consequently activates differentiation: evidence for endocrine-regulated transcript processing[J].JEndocrinol, 2012, 215(1): 177-187.
[28] WEI C, REN H, XU L, et al. Signals of Ezh2, Src, and Akt Involve in myostatin-Pax7 pathways regulating the myogenic fate determination during the sheep myoblast proliferation and differentiation[J].PLoSONE, 2015, 10(3): e0120956.
[29] SABOURIN L A, RUDNICKI M A. The molecular regulation of myogenesis[J].ClinGenet, 2000, 57(1): 16-25.
[30] LUO W, LI E X, NIE Q H, et al. Myomaker, regulated by MYOD, MYOG and miR-140-3p, promotes chicken myoblast fusion[J].IntJMolSci, 2015, 16(11): 26186-26201.