南虎松， 尹明姬， 金春姬

(延邊大學附屬醫(yī)院兒科， 吉林 延吉 133000)

CFTR對TF1細胞活力和凋亡的影響及相關機制

南虎松△， 尹明姬， 金春姬

(延邊大學附屬醫(yī)院兒科， 吉林 延吉 133000)

目的探討囊性纖維化跨膜傳導調(diào)節(jié)因子(CFTR)在急性髓系白血病中的表達情況并探討其對人紅白血病細胞株TF1生物學功能的影響及潛在作用機制。方法Real-time PCR技術檢測急性髓系白血病患兒骨髓單個核細胞中CFTR的表達水平。常規(guī)培養(yǎng)的TF1細胞中加入CFTR特異性抑制劑CFTRinh-172，然后分別采用CCK-8法和流式細胞術檢測細胞活力、細胞周期及細胞凋亡情況；Western blot檢測Wnt信號通路相關蛋白的表達水平。結果CFTR在急性髓系白血病患者及白血病細胞中均呈高表達。TF1細胞中加入CFTR特異性抑制劑后，細胞的活力下降，G0/G1期細胞比例顯著升高而S期細胞比例降低，細胞凋亡率顯著增加，細胞中β-catenin、c-Myc及cyclin D1的蛋白表達水平顯著降低(P<0.05)。結論CFTR在急性髓系白血病中表達顯著升高；抑制CFTR可通過經(jīng)典的Wnt信號通路抑制白血病細胞株TF1的生長，并促進其凋亡。

囊性纖維化跨膜傳導調(diào)節(jié)因子； 急性髓系白血?。?細胞活力; 細胞周期； 細胞凋亡； Wnt信號通路

急性髓系白血病(acute myeloid leukemia，AML)是一組血液系統(tǒng)的惡性腫瘤，起源于多能造血干細胞的惡性克隆，通過抑制正常造血和免疫功能，造成發(fā)熱、貧血和感染等臨床事件，嚴重威脅了人類的生命健康[1]。而其治療方式仍以聯(lián)合化療為主，總的完全緩解率及生存率依舊較低[1-3]，尋找更有效的治療手段已成為目前亟待解決的問題之一。

材 料 和 方 法

1 材料與試劑

人紅白血病細胞系TF1、人急性單核細胞白血病細胞系THP-1及人支氣管上皮樣細胞HBE由本實驗室凍存；淋巴細胞分離液Ficoll購自GE Healthcare；胎牛血清(fetal bovine serum，F(xiàn)BS)、RPMI-1640培養(yǎng)基及DMEM培養(yǎng)基均購于Gibco；CFTR特異性抑制劑CFTRinh-172購于Sigma； 抗CFTR抗體購于Abcam；抗β-catenin、c-Myc、cyclin D1及β-actin抗體購于CST；CCK-8細胞活力分析試劑盒購于廣州賴德生物技術有限公司；細胞周期檢測試劑盒及細胞凋亡檢測試劑盒購于南京凱基公司；SYBR Green I Real-time PCR Kit由上海吉瑪制藥技術有限公司提供。

2 方法

2.1臨床標本制備 收集由本院收診的32例經(jīng)MICM分型診斷的初診AML患兒(實驗組，AML組)和10例健康志愿者(對照組，control組)的骨髓樣本。所選取的AML患兒依據(jù)FAB分型包括M1(7例)、M2(14例)、M3(10例)和M5(1例)。所有實驗均經(jīng)家屬知情同意，并報醫(yī)院倫理委員會批準。骨髓穿刺抽取初診或者臨床化療前患兒新鮮骨髓2～4 mL，置于EDTA抗凝管中。依據(jù)說明書要求采用Ficoll法分離患者骨髓中的單個核細胞，步驟簡述如下：取離心管按照1∶2或者2∶3的比例加入淋巴細胞分離液Ficoll和骨髓液，100×g離心20 min，吸取界面層的單個核細胞，而后PBS洗2次。收集細胞凍存于-80 ℃冰箱中備用。

2.2細胞培養(yǎng)、分組及處理 實驗用TF1細胞和THP-1細胞常規(guī)培養(yǎng)于預先配制好并濾過除菌的含10% FBS RPMI-1640 完全培養(yǎng)基中，實驗用HBE細胞常規(guī)培養(yǎng)于預先配制好并濾過除菌的含10% FBS DMEM完全培養(yǎng)基中；培養(yǎng)箱條件設置為飽和濕度、37 ℃、5% CO2，間隔1～2 d換液。

2.3CCK-8法測定細胞活力 將細胞以2×108/L的密度接種于96孔板，按0、50、100、150和200 μmol/L的濃度梯度依次加入CFTRinh-172，于培養(yǎng)箱中孵育22 h。之后按照說明書要求，加入10 μL CCK-8試劑，置于5% CO2培養(yǎng)箱中繼續(xù)反應2 h，經(jīng)酶標儀測定450 nm波長處的吸光度(A)值。每組設置3個復孔取均值，另設單孔只加入培養(yǎng)基作空白對照。

2.4流式細胞術檢測細胞周期 各組細胞經(jīng)CFTRinh-172(0、50和100 μmol/L)孵育24 h后，離心收集細胞，后用預冷的PBS漂洗并再次離心棄上清；加70%的冰乙醇于4 ℃固定24 h，1 000×g離心洗去乙醇。依據(jù)試劑盒說明書，先后加入RNase(37 ℃反應30 min)及碘化丙啶(propidium iodide，PI)染色液(4 ℃避光孵育30 min)，用流式細胞儀檢測激發(fā)波長488 nm處紅色熒光強度，分析DNA周期及各期細胞比例。

2.5Annexin V/PI 雙染色法檢測細胞凋亡 各組細胞經(jīng)CFTRinh-172(0、50和100 μmol/L)處理后，依據(jù)說明書要求，加不含EDTA的胰酶消化并離心收集細胞，而后加Binding Buffer重懸細胞。先后加入Annexin V-FITC(室溫避光孵育10 min)和PI染液(室溫避光孵育5 min)。用流式細胞儀檢測激發(fā)波長488 nm、發(fā)射波長530 nm處的熒光強度，分析細胞的凋亡率。

2.6Western blot測定蛋白水平 加RIPA裂解液提取細胞蛋白，BCA試劑盒進行蛋白定量后，調(diào)整各組上樣蛋白總量至80 μg，加入4倍體積的Loading Buffer，95 ℃ 5 min變性，然后進行SDS-PAGE。結束后將蛋白在200 mA恒流的條件下電轉(zhuǎn)至PVDF膜上。用5%脫脂牛奶于搖床上室溫封閉2 h，依據(jù)說明書要求加入相應的 I 抗4 ℃孵育過夜，次日復溫后，吸去 I 抗孵育液并加TBST洗滌3次，每次5 min；而后加入對應的 II 抗室溫孵育2 h，TBST洗滌3次，每次10 min，暗室中加ECL發(fā)光液顯影、定影，沖洗膠片后經(jīng)ImageJ行蛋白半定量灰度分析。

2.7Real-time PCR實驗 依據(jù)Trizol一步法說明書提取各組樣品的總RNA，并測定所提樣品的純度。定量后取2 μg總RNA逆轉(zhuǎn)錄至終體積20 μL的cDNA，然后依照SYBR Green實時熒光PCR試劑盒說明檢測CFTR mRNA的表達。CFTR的上游引物為5’-TGAACACAGGATAGAAGCGATGTTG-3’，下游引物為 5’-GGAGCTAATGGCCTGCTGGA-3’； β-actin為內(nèi)參照，上游引物為5’-ACAGAGCCTCGCCTTTGCCGATC-3’，下游引物為5’-ATCCTTCTGACCCAT GCCCACCA-3’。PCR反應條件為： 95 ℃ 預變性2 min； 95 ℃ 15 s， 60 ℃ 20 s， 72 ℃ 20 s， 40個循環(huán)。采用2-ΔΔCt法分析基因相對表達量。

3 統(tǒng)計學處理

所有數(shù)據(jù)錄入SPSS 17.0軟件進行統(tǒng)計學分析。實驗結果以均數(shù)±標準差(mean±SD)表示。兩組計量資料的組間差異采用t檢驗，多組計量資料行單因素方差分析，同時采用Bonferroni校正的t檢驗進行均數(shù)組間的兩兩比較，計數(shù)資料的比較采用2檢驗。 以P<0.05為差異有統(tǒng)計學意義。

結 果

1 CFTR在急性髓系白血病中的表達

Real-time PCR的檢測結果顯示，急性髓系白血病患兒體內(nèi)CFTR的平均表達水平是對照組的(1.87±0.11)倍(P<0.05)，見圖1A。同時相對于陰性對照組HBE細胞，白血病細胞系TF1及THP-1中CFTR的mRNA及蛋白表達均明顯升高(P<0.05)，見圖1B、C。上述結果表明CFTR在急性髓系白血病中高表達。

Figure 1. CFTR expression in acute myeloid leukemia (AML) patients and leukemia cell lines. A: the mRNA expression of CFTR in AML patients; B: the mRNA expression of CFTR in leukemia cell lines； C: the protein expression of CFTR in leukemia cell lines. Mean±SD.n=6.#P<0.05vsnormal group;*P<0.05vsHBE cells.

圖1CFTR在急性髓系白血病患者和白血病細胞系中的表達

2 CFTRinh-172對TF1細胞活力和細胞周期分布的變化的影響

在常規(guī)培養(yǎng)的TF1細胞中加入0～200 μmol/L的CFTR特異性抑制劑CFTRinh-172，采用CCK-8法檢測細胞活力的變化。結果顯示，加入100 μmol/L 的CFTRinh-172后，TF1細胞活力降低至(58.47±4.65)%(P<0.05)，而HBE細胞活力沒有顯著變化，見圖2。進一步采用流式細胞術檢測了TF1細胞的周期分布情況，結果顯示， 100 μmol/L的CFTRinh-172孵育24 h后，G0/G1期的細胞所占百分比增加(P<0.05)，S期細胞所占百分比減少(P<0.05)，說明CFTRinh-172可抑制TF1細胞周期由G0/G1期向S期轉(zhuǎn)化，見圖3。

3 CFTRinh-172對TF1細胞凋亡的影響

細胞凋亡檢測顯示，100 μmol/L的CFTRinh-172孵育24 h后，TF1細胞的早期凋亡率由(7.21±0.62)%增加至(29.47±1.95)%(P<0.05)，說明CFTRinh-172可促進TF1細胞凋亡，見圖4。

Figure 2. The effects of CFTR specific inhibitor CFTRinh-172 on the viability of TF1 cells. Mean±SD.n=6.*P<0.05vs0 μmol/L group.

圖2CFTR特異性抑制劑CFTRinh-172對TF1細胞活力的影響

4 CFTRinh-172對Wnt信號通路相關蛋白的影響

相較于對照組，100 μmol/L的CFTRinh-172孵育24 h后，TF1細胞中β-catenin、c-Myc及cyclin D1 的蛋白水平均顯著降低(P<0.05)，提示CFTRinh-172可抑制經(jīng)典的Wnt信號通路的激活，見圖5。

討 論

隨著對AML發(fā)病機制的深入研究，針對特定基因的靶向治療給AML的診療帶來了新的方向。目前在AML中發(fā)現(xiàn)了包括酪氨酸激酶(tyrosine kinases, TKs)相關基因及轉(zhuǎn)錄抑制因子AML1-ETO在內(nèi)的超過100種基因異常表達，但是仍有大量病例缺乏特征性的標記分子[6-7]；而相當多的研究顯示[8-11]，CFTR在腫瘤中起著類似原癌基因或者抑癌基因的作用。本研究檢測了急性髓系白血病中CFTR的表達情況，結果顯示急性髓系白血病患兒體內(nèi)及白血病細胞系TF1和THP-1中CFTR的表達均明顯升高，提示CFTR可能參與調(diào)控急性髓系白血病的發(fā)生發(fā)展進程。眾所周知，腫瘤的發(fā)生發(fā)展通常與腫瘤細胞生物學特性的改變密切相關，大量研究顯示，腫瘤細胞的惡性增殖是腫瘤形成及發(fā)展的關鍵[12]。本實驗進一步借助CFTR特異性抑制劑CFTRinh-172探討了CFTR對白血病TF1細胞活力、細胞周期及凋亡等生物學特性的影響。CCK-8細胞活力檢測和流式細胞周期檢測的結果顯示，CFTRinh-172可降低TF1細胞活力，并抑制細胞周期由G0/G1期向S期轉(zhuǎn)化；同時細胞凋亡檢測結果顯示，CFTRinh-172可促進TF1細胞凋亡。結果提示，在急性髓系白血病中，CFTR可通過影響腫瘤細胞的生長及凋亡，調(diào)控白血病的發(fā)展進程。

Figure 3. The effects of CFTR specific inhibitor CFTRinh-172 on cell cycle distribution of TF1 cells. Mean±SD.n=6.*P<0.05vs0 μmol/L group.

圖3CFTR特異性抑制劑CFTRinh-172對TF1細胞周期的影響

Figure 4. The effects of CFTR specific inhibitor CFTRinh-172 on the apoptosis of TF1 cells. Mean±SD.n=6.*P<0.05vs0 μmol/L group.

圖4CFTR特異性抑制劑CFTRinh-172對TF1細胞凋亡的影響

Figure 5. The effects of CFTR specific inhibitor CFTRinh-172 on the expression of Wnt signaling pathway-related proteins. Mean±SD.n=6.*P<0.05vs0 μmol/L group.

圖5CFTR特異性抑制劑CFTRinh-172對Wnt信號通路相關蛋白的影響

細胞生物學功能通常是受到細胞內(nèi)復雜信號通路的調(diào)控，Wnt信號通路就是其中之一。根據(jù)是否依據(jù)依賴β-catenin，Wnt信號通路可分為經(jīng)典和非經(jīng)典通路[13]。經(jīng)典的Wnt通路被激活后可抑制效應物β-catenin的降解，進而激活下游通路；研究顯示，該通路與造血干細胞的自我更新有著密切的關系，且在各類白血病中均出現(xiàn)異常[14-16]。此外，Le Henaff等[17]發(fā)現(xiàn) ΔF508-CFTR突變小鼠體內(nèi)成骨細胞分化及功能異常的出現(xiàn)與Wnt/β-catenin信號通路活性降低密切相關。故而本研究進一步分析了在白血病細胞系TF1中，CFTR與Wnt/β-catenin信號通路之間的關系。結果顯示， CFTRinh-172可下調(diào)TF1細胞中β-catenin、c-Myc及cyclin D1 的蛋白水平，提示CFTRinh-172可抑制經(jīng)典的Wnt信號通路的激活。由此我們推測，CFTR對白血病細胞TF1生長及凋亡的影響可能與Wnt信號通路相關，但是兩者之間是否存在直接的相互作用以及其中具體的作用機制還需進一步深入的研究。

綜上所述，CFTR在急性髓系白血病患者及白血病細胞系TF1和THP-1中表達顯著升高。抑制CFTR可抑制白血病細胞株TF1的生長，并促進其凋亡；其作用機制可能與經(jīng)典的Wnt信號通路相關。

[1] Enrico A, Bestach Y, Flores MG, et al. Influence of acute myeloid leukemia progression on the prognosis of 831 patients with myelodysplastic syndromes from the argentine database[J]. Clin Lymphoma Myeloma Leuk， 2017, 17(11)：743-752.

[2] Carneiro BA, Altman JK, Kaplan JB, et al. Targeted therapy of acute myeloid leukemia[J]. Expert Rev Anticancer Ther， 2015, 15(4):399-413.

[3] Lam SS, He AB, Leung AY. Treatment of acute myeloid leukemia in the next decade： towards real-time functional testing and personalized medicine[J]. Blood Rev, 2017, 31(6)：418-425.

[4] Cant N, Pollock N, Ford RC. CFTR structure and cystic fibrosis[J]. Int J Biochem Cell Biol, 2014, 52:15-25.

[5] Farinha CM, Swiatecka-Urban A, Brautigan DL, et al. Regulatory crosstalk by protein kinases on CFTR trafficking and activity[J]. Front Chem, 2016, 4:1.

[6] Pillinger G, Loughran NV, Piddock RE, et al. Targeting PI3Kδ and PI3Kγ signalling disrupts human AML survival and bone marrow stromal cell mediated protection[J]. Oncotarget, 2016, 7(26): 39784-39795.

[7] Li Y, Ning Q, Shi J, et al. A novel epigeneticAML1-ETO/THAP10/miR-383 mini-circuitry contributes to t(8;21) leukaemogenesis[J]. EMBO Mol Med, 2017, 9(7): 933-949.

[8] Than BLN, Linnekamp JF, Starr TK, et al. CFTR is a tumor suppressor gene in murine and human intestinal cancer[J]. Oncogene, 2017, 36(24):3504.

[9] Xu J, Lin L, Yong M, et al. Adenovirus-mediated overexpression of cystic fibrosis transmembrane conductance re-gulator enhances invasiveness and motility of serous ovarian cancer cells[J]. Mol Med Rep, 2016, 13(1):265-272.

[10] Zhang JT, Jiang XH, Xie C, et al. Downregulation of CFTR promotes epithelial-to-mesenchymal transition and is associated with poor prognosis of breast cancer[J]. Biochim Biophys Acta, 2013, 1833(12):2961-2969.

[11] Li J, Zhang JT, Jiang X, et al. The cystic fibrosis transmembrane conductance regulator as a biomarker in non-small cell lung cancer[J]. Int J Oncol, 2015, 46(5):2107-2115.

[12] Kim TK, Gore SD, Zeidan AM. Epigenetic therapy in acute myeloid leukemia: current and future directions[J]. Semin Hematol, 2015, 52(3):172-183.

[13] Malinauskas T, Jones EY. Extracellular modulators of Wnt signalling[J]. Curr Opin Struct Biol, 2014, 29:77-84.

[14] Van Camp JK, Beckers S, Zegers D, et al. Wnt signaling and the control of human stem cell fate[J]. Stem Cell Rev， 2014, 10(2):207-229.

[15] Wang Y, Krivtsov AV, Sinha AU, et al. The Wnt/β-catenin pathway is required for the development of leukemia stem cells in AML[J]. Science， 2010, 327(5973):1650-1653.

[16] Franiak-Pietryga I, Maciejewski H, Ziemba B, et al. Blockage of Wnt/β-catenin signaling by nanoparticles reduces survival and proliferation of CLL cellsinvitro： preliminary study[J]. Macromol Biosci, 2017， 17(11)：1700130.

[17] Le Henaff C, Mansouri R, Modrowski D, et al. Increased NF-κB activity and decreased Wnt/β-catenin signaling mediate reduced osteoblast differentiation and function in ΔF508 cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) mice[J]. J Biol Chem, 2015, 290(29):18009-18017.

Effect of CFTR on viability and apoptosis of acute leukemia cells and its related mechanisms

NAN Hu-song, YIN Ming-ji, JIN Chun-ji

(DepartmentofPediatrics,YanbianUniversityHospital,Yanji133000,China.E-mail: 1569657202@qq.com)

AIM: To investigate the expression of cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) in acute myeloid leukemia (AML) and its effect on the biological function of human erythroleukemia cell line TF1， and to explore the underlying mechanism.METHODSThe abundance of CFTR in the bone marrow mononuclear cells of patients with AML was measured by real-time PCR. After TF1 cells were incubated with CFTR specific inhibitor CFTRinh-172, cell viability, cell cycle distribution and cell apoptosis were analyzed by CCK-8 assay and flow cytometry. The Wnt signaling pathway-related proteins were determined by Western blot.RESULTSCFTR was highly expressed in both patients with AML and leukemia cell lines. After incubated with CFTRinh172, the viability of TF1 cells was decreased, the proportion of the cells in G0/G1phase was increased, while that in S phase declined (P<0.05). Furthermore, the cells treated with CFTRinh-172 exhibited higher apoptotic rate, accompanied with lower protein expression of β-catenin, c-Myc and cyclin D1 (P<0.05).CONCLUSIONCFTR expression is dramatically increased in AML. Inhibition of CFTR restrains the growth and promotes the apoptosis of TF1 cells via classical Wnt signaling pathway.

Cystic fibrosis transmembrane conductance regulator; Acute myeloid leukemia; Cell viability; Cell cycle; Apoptosis; Wnt signaling pathway

1000- 4718(2017)12- 2202- 06

2017- 08- 23

2017- 11- 20

△通訊作者 Tel: 0433-2660083； E-mail： 1569657202@qq.com

R733.71； R363

A

10.3969/j.issn.1000- 4718.2017.12.014

(責任編輯： 陳妙玲， 羅 森)