盧榮華，王俊麗，孫君君，楊 峰，謝帝芝，田 雪，聶國興

( 1. 河南師范大學 水產(chǎn)學院，河南 新鄉(xiāng)453007; 2. 河南省水產(chǎn)動物養(yǎng)殖工程技術(shù)研究中心，河南 新鄉(xiāng) 453007； 3. 河南師范大學 生命科學學院，河南 新鄉(xiāng) 453007 )

魚類miRNAs研究新進展

盧榮華1,2，王俊麗3，孫君君3，楊 峰1,2，謝帝芝1,2，田 雪1，2，聶國興1，2

( 1. 河南師范大學 水產(chǎn)學院，河南 新鄉(xiāng)453007; 2. 河南省水產(chǎn)動物養(yǎng)殖工程技術(shù)研究中心，河南 新鄉(xiāng) 453007； 3. 河南師范大學 生命科學學院，河南 新鄉(xiāng) 453007 )

魚類；miRNAs；功能；研究進展

MicroRNAs (miRNAs)是一類內(nèi)生性的、進化上高度保守的單鏈成熟非編碼RNA，長度約21～25個核苷酸，廣泛存在植物、動物及微生物中[1-2]，參與生物體的胚胎形成、個體生長發(fā)育、機體免疫、疾病防御以及繁殖和糖脂類代謝等生命過程[3-8]。目前，基于生物信息學預測，miRNAs約占整個基因組的2%～3%[9]。自Lee等[10]利用定位克隆法從秀麗隱桿線蟲(Caenorhabditiselegans)中克隆到第1個miRNA lin-4基因以來，目前在果蠅(Drosophilamelanogaster)、人(Homosapiens)、家鼠(Musmusculus)、雞(Gallusdomestiaus)、牛(Bovine)、斑馬魚(Daniorerio)以及植物的擬南芥(Arabidopsisthaliana)中均分離到了miRNAs。筆者就目前miRNAs在魚類中的最新研究進展進行綜述，以期為更多的了解其在魚類中的作用提供基礎資料。

1 魚類miRNAs的克隆與鑒定

目前miRNAs在魚類中的研究還處于對miRNAs的克隆、高通量測序篩選鑒定以及個別miRNAs的初步功能研究階段，如虹鱒(Oncorhynchusmykiss)、斑馬魚、斑點綠河鲀(Tetraodonnigroviridis)和青鳉(Oryziaslatipes)等的多個miRNAs已被鑒定[11-13]。截至2016年2月24日，在http:∥www.mirbase.org/cgi-bin/browse.pl中收錄的miRNAs數(shù)量已達28 645個miRNAs發(fā)夾前體序列，35 828個成熟miRNAs，覆蓋223個物種。其中9種魚類的miRNAs序列被收錄的具體情況見表1。Yang等[14]采用比較基因組同源性的方法對虹鱒的miRNAs進行篩選鑒定，發(fā)現(xiàn)了196個潛在miRNAs，隸屬于124個miRNAs家族，其中189個潛在miRNAs靶基因數(shù)目為2466個，GO富集和KEGG分析顯示有2093、2107、2081個靶基因分別參與細胞組件、分子功能和生物過程，這些miRNAs靶基因可能調(diào)控105個代謝途徑，包括嘌呤代謝、氮代謝和氧化磷酸化途徑。硬骨魚類是脊椎動物門中數(shù)量最大的一類，超過25 000個物種，但目前miRNAs僅在幾個硬骨魚類中被鑒定，這說明miRNAs在魚類上的研究較為匱乏。

表1 硬骨魚類前體和成熟miRNAs的數(shù)量(miRBase v.20)

2 miRNAs在魚類中的作用研究

2.1 miRNAs調(diào)控魚類糖脂代謝

與陸生動物相比，miRNAs在魚類糖脂代謝中的相關(guān)功能及機制研究較少，僅見在斑馬魚、虹鱒、黃斑藍子魚(Siganusoramin)、草魚(Ctenopharyngodonidella)和鰱魚(Hypophthalmichthysmolitrix)等少數(shù)幾種魚類的研究中有涉及[8,13,15-16]。

2.1.1 miRNAs在魚類脂代謝中的研究

Zhang等[8]在黃斑藍子魚肝臟中研究發(fā)現(xiàn)，miR-17能直接作用于Δ4脂酰去飽和酶的3′UTR區(qū)，且能特異性抑制Δ4脂酰去飽和酶mRNA的表達和蛋白質(zhì)的合成，實現(xiàn)轉(zhuǎn)錄后水平對Δ4脂酰去飽和酶的負調(diào)控，從而參與長鏈多不飽和脂肪酸合成代謝的調(diào)節(jié)。孫君君等[15]在草魚中的研究發(fā)現(xiàn)，SREBP-1的3′UTR區(qū)存在兩種與脂代謝相關(guān)的miRNAs，即miR-33a和miR-16。在鳙魚(Aristichthysnobilis)和鰱魚中也鑒定出了miR-33[13]。Her等[16]在斑馬魚肝胰臟中轉(zhuǎn)染癌性錨蛋白重復序列基因(gankyrin，GK)后，發(fā)現(xiàn)超過90%的癌性錨蛋白重復序列斑馬魚成魚表現(xiàn)出肝臟脂質(zhì)蓄積、肝細胞凋亡，大約10個月后會出現(xiàn)肝功能衰竭和肝壞死。進一步利用分子生物學手段分析，發(fā)現(xiàn)超表達癌性錨蛋白重復序列基因后不僅導致了脂肪肝，上調(diào)了22種脂代謝相關(guān)基因的表達，同時上調(diào)了miR-16、miR-126、miR-122及下調(diào)了miR-27b的表達，這與之前在人和鼠中的研究結(jié)果一致。從上文及后續(xù)的研究中還可以看出miRNAs可通過影響其靶基因，靶基因再進一步調(diào)節(jié)下游的脂代謝標志基因表達進而調(diào)控機體的脂代謝過程，而且在miRNAs作用的直接靶基因中，多為在機體中起關(guān)鍵作用的轉(zhuǎn)錄因子，如過氧化物酶體增殖物激活受體γ、SREBP-1c、CCAAT盒增強子結(jié)合蛋白等[17-20]。這在哺乳動物的研究中也有類似的發(fā)現(xiàn)，如PPARγ、C/EBPα是miR-27a/b的直接靶基因，miR-27a/b通過調(diào)節(jié)這些轉(zhuǎn)錄因子來參與調(diào)節(jié)哺乳動物脂肪細胞(肝臟)內(nèi)的脂滴形成或代謝過程[21-22]。研究還發(fā)現(xiàn)miRNAs也可以調(diào)控它自身或者長鏈非編碼RNA的表達[23-25]，如在HepG2細胞系中miR-370可通過調(diào)節(jié)miR-122的表達，進一步提高肝臟內(nèi)轉(zhuǎn)錄因子SREBP-1c、關(guān)鍵生脂酶基因如二酰甘油脂酰轉(zhuǎn)移酶、脂肪酸合酶、乙酰輔酶A羧化酶1的表達，調(diào)控肝臟甘油三酯的合成過程[25]。 miRNAs還可以直接調(diào)節(jié)關(guān)鍵基因的表達，如在HepG2細胞系中miR-370可以通過直接下調(diào)肉毒堿棕櫚酰轉(zhuǎn)移酶1α表達，使肝臟中脂肪酸β氧化能力降低，造成脂質(zhì)蓄積[25]。可見miRNAs通過和其靶分子形成一個精密、復雜的調(diào)控網(wǎng)絡，在轉(zhuǎn)錄后水平實現(xiàn)對生物機體精細的調(diào)控。

2.1.2 miRNAs在魚類糖代謝中的研究

Mennigen等[26]在虹鱒肝臟中預測了攝食后miRNAs調(diào)控胰島素通路的作用機制，研究將試驗魚禁食48 h后，飼喂商品飼料，分別在飼喂0、2、4、8、12、16、24 h時取樣，檢測了相關(guān)miRNAs、胰島素通路中關(guān)鍵分子、糖異生作用相關(guān)基因、生脂基因、脂肪分解基因的表達量，發(fā)現(xiàn)omy-miR-33和omy-miR-122b在飼喂4 h后表達量瞬時增加，肝臟胰島素信號途徑的關(guān)鍵分子和SREBP-1c、FAS等生脂基因在飼喂4 h后表達量也瞬時增加，但CPT1a和CPT1b等脂肪分解基因在飼喂4 h后表達量瞬時下降，推測這些miRNAs可能參與調(diào)節(jié)虹鱒攝食后胰島素通路和糖脂類的代謝過程，有研究證明，omy-miR-33和omy-miR-122b的同源基因在哺乳動物脂代謝紊亂模型中具有潛在的生脂作用和激活胰島素通路的作用[27-29]，這也提示miR-33、miR-122b等miRNAs在糖脂代謝中的作用在一些魚類和哺乳動物中可能是保守的。Mennigen等[30]在虹鱒中研究了胰島素和營養(yǎng)素共同作用對肝臟omy-miR-122b和脂肪生成基因FAS的調(diào)控作用，發(fā)現(xiàn)體外胰島素誘導肝細胞后omy-miR-122b和FAS表達量顯著增高；體內(nèi)腹腔注射胰島素，omy-miR-122b和FAS表達量也顯著增高。通過調(diào)節(jié)糖/蛋白質(zhì)或脂肪/蛋白質(zhì)的比率，發(fā)現(xiàn)對omy-miR-122b的表達無影響，但FAS在低糖/高蛋白質(zhì)時表達增加；增加脂肪/蛋白質(zhì)比率，omy-miR-122b、FAS表達均受到抑制。結(jié)果表明在體內(nèi)外胰島素誘導作用下，omy-miR-122b表達量均增高，證實了omy-miR-122b參與了胰島素信號途徑，omy-miR-122b的激活可能依賴于胰島素，胰島素信號通路也可能依賴于omy-miR-122b的調(diào)控。有研究指出，在哺乳動物中FAS是miR-122的間接靶基因[28]，Mennigen等[31]在虹鱒中注射miR-122的抑制劑發(fā)現(xiàn)攝食后血糖含量顯著增加，并且減少肝FAS蛋白質(zhì)豐度，但miR-122與FAS究竟是如何相互作用從而調(diào)節(jié)代謝的作用機制尚不清楚。

2.2 miRNAs參與魚類的生長發(fā)育

2.2.1 miRNAs參與魚類生長

研究顯示miRNAs參與了魚類的肌肉生長過程。Huang等[32]報道，尼羅羅非魚(Oreochromisniloticus)快速生長品系和慢速生長品系的骨骼肌中存在顯著性差異表達的miRNAs，表明miRNAs可作為水產(chǎn)養(yǎng)殖業(yè)中選擇性育種的分子標記。研究還表明，在尼羅羅非魚骨骼肌發(fā)育的過程中4個miRNAs(miR-1、miR-133a、miR-27a和miR-206)存在差異表達，且可負調(diào)節(jié)各自靶基因HDAC4、SRF、Pax 3 和 Pax 7的表達變化[33]。Yan等[34]通過比較鯉不同發(fā)育階段的骨骼肌，發(fā)現(xiàn)miR-1、miR-21、miR-133a-3p和miR-206的表達水平會隨著年齡的增加而增加。Yi 等[35]在團頭魴(Megalobramaamblycephala)中鑒定了27種和生長相關(guān)的miRNA，包括miR-23b、miR-92和miR-462等，研究還顯示miRNAs對組織的再生有作用。

2.2.2 miRNAs參與魚類發(fā)育

Fu等[3]利用Solexa高通量測序技術(shù)對處于變態(tài)時期的褐牙鲆(Paralichthysolivaceus)miRNAs進行測序，在褐牙鲆的2個變態(tài)發(fā)育階段(17 d和29 d孵化)鑒別出了66種差異表達的miRNAs，說明miRNAs在褐牙鲆的變態(tài)時期可能發(fā)揮著關(guān)鍵作用。江守文[36]構(gòu)建了日本的文昌魚(Branchiostomalanceolatum)miRNAs文庫，并篩選出9個雌雄差異表達的miRNAs，利用原位雜交試驗驗證了miR-29等4個miRNAs在文昌魚雌雄性腺中的差異表達，研究結(jié)果將有助于研究性腺發(fā)育的分子機制。miRNAs參與了大腦的發(fā)育和不同區(qū)域的功能發(fā)揮[4]，有研究顯示缺失miR-7能導致中腦大小減少但不影響端腦[37]。在尼羅羅非魚中的研究發(fā)現(xiàn)miR-203b與成肌分化抗原呈負相關(guān)關(guān)系，抑制miR-203b可顯著增加成肌分化抗原的表達從而激活成肌分化抗原的下游基因，調(diào)控肌肉的發(fā)育[38]。miR-218a與影響心內(nèi)膜細胞分化和瓣膜組織形成的轉(zhuǎn)錄因子T-box轉(zhuǎn)錄因子-5相互作用調(diào)控斑馬魚的心臟發(fā)育，下調(diào)miR-218可以恢復由T-box轉(zhuǎn)錄因子-5過表達導致的心臟缺陷，進而證明了miR-218在心臟發(fā)育中是T-box轉(zhuǎn)錄因子-5的關(guān)鍵調(diào)節(jié)者[39]；Lalwani等[40]采用敲除和超表達技術(shù)分析表明miR-142-3p和靶標鈣黏蛋白5共同影響血管的完整性、重構(gòu)和血管生成。miR-140在斑馬魚軟骨組織中特異性表達，并可通過轉(zhuǎn)錄調(diào)節(jié)性別決定區(qū)Y框蛋白9在軟骨發(fā)育中發(fā)揮重要作用[41]。Runt相關(guān)轉(zhuǎn)錄因子2是一個轉(zhuǎn)錄因子也可調(diào)節(jié)成骨細胞分化，Huang等[42]在成肌細胞系中的研究表明miR-204/miR-211可直接負調(diào)控Runt相關(guān)轉(zhuǎn)錄因子2的表達，進而抑制間充質(zhì)干細胞和骨髓間充質(zhì)干細胞向破骨細胞的生成和促進向脂肪細胞的生成，表明miRNAs參與骨骼和軟骨的形成。

2.3 miRNAs參與魚類免疫和疾病防御

miRNAs在魚類免疫方面也有研究。Li等[43]采用Solexa高通量測序技術(shù)在鯉脾臟中鑒別出123個保守miRNAs和71個新miRNAs分子，并確定了其中12個新miRNAs在鯉脾臟中表達，進一步采用GO富集和KEGG pathway對56種高度保守的miRNAs進行了靶基因預測和潛在功能的分析，發(fā)現(xiàn)miRNAs與免疫調(diào)控和免疫應答之間存在密切關(guān)系。Tang等[5]在尼羅羅非魚稚魚的研究中發(fā)現(xiàn)，維生素E缺乏會降低超氧化物歧化酶的活性，并降低miR-223、miR-146a、miR-16和miR-122的表達；而過量的維生素E也會降低超氧化物歧化酶的活性，提高8個miRNAs (miR-21、miR-223、miR-146a、miR-125b、miR-181a、miR-16、miR-155、miR-122)的表達水平。Li等[44]發(fā)現(xiàn)微囊藻 (Microcystaceae) 毒素可以影響斑馬魚肝臟中4個miRNAs(dre-miR-21、dre-miR-122、dre-miR-27b、dre-miR-148)轉(zhuǎn)錄水平的表達，以及細胞色素P450 CYP1A1和CYP3A65和它們的受體芳香烴受體、孕烷X受體的表達。在草魚CIK細胞中超表達cid-miRn-115或miR-142a-3發(fā)現(xiàn)，二者均可通過直接下調(diào)Toll樣受體5進而抑制其下游靶基因白介素-1β, 白介素-8和腫瘤壞死因子α的表達，參與機體免疫活動[45]。綜上所述，miRNAs在魚類免疫和疾病防御方面具有重要作用。

2.4 miRNAs參與魚類繁殖

研究顯示，miRNAs參與魚類卵子、精子的形成以及性成熟過程。在大西洋庸鰈(Hippoglossushippoglossus)成魚精巢中l(wèi)et-7a、miR-143和miR-202-3p的表達量比成魚卵巢的表達量顯著升高[7]。Xiao等[46]采用Solexa小RNA深度測序技術(shù)發(fā)現(xiàn)尼羅羅非魚性成熟雌魚的miR-129-3p和miR-727-3p的表達量顯著高于性成熟雄魚，而miR-132a和miR-212的表達與之相反。Juanchich等[47]在虹鱒卵巢發(fā)育過程中確定了13個差異表達的miRNAs，并且觀察到在卵子發(fā)生的各個階段中至少有1種差異表達的miRNAs。Wang等[48]在尼羅羅非魚中發(fā)現(xiàn)miR-17-5p和miR-20a可以通過抑制DM 結(jié)構(gòu)域轉(zhuǎn)錄因子1表達，然后促進芳香化酶基因的轉(zhuǎn)錄誘導雌激素的產(chǎn)生；miR-138、miR-338和 miR-200a這3個miRNAs可以負調(diào)控細胞色素P450c17A2，而CYP17A2的表達產(chǎn)物P450C17-Ⅱ參與了17α，20β二羥基-4-pregnen-3-酮的生物合成，在羅非魚精原細胞增殖和精子發(fā)生中是至關(guān)重要的[49]。

2.5 miRNAs與魚類組織再生

在斑馬魚心臟摘除7 d后，發(fā)現(xiàn)心臟再生過程中有10個miRNAs上調(diào)，8個miRNAs下調(diào)；作者對其中的miR-133進一步研究發(fā)現(xiàn)它的靶標是單極紡錘體蛋白激酶1和連接蛋白43，它們對于心肌細胞的再生必不可少[50]。以往的研究已發(fā)現(xiàn)miR-133在骨骼肌增殖中也有調(diào)控作用[51]，研究發(fā)現(xiàn)慶大霉素引起腎損傷后誘導了miR-21的表達上調(diào)，miR-21敲除后使魚類腎臟的再生延遲，細胞死亡增加，其可能通過下游的候選基因如胰島素樣生長因子結(jié)合蛋白-3等介導細胞增殖和凋亡作用[52]。

2.6 miRNAs在魚類內(nèi)分泌中的作用

Plaisance等[53]報道了miR-9具有調(diào)控胰島素分泌細胞的分泌功能，其試驗顯示轉(zhuǎn)錄因子oneout-2的靶基因為Granuphilin，沉默Onecut-2能增加Granuphilin的表達水平，Granuphilin的表達與胰島素的分泌有關(guān)，并且它們受miR-9的調(diào)節(jié)以保持在適量的水平。

2.7 miRNAs與環(huán)境應激

研究顯示，維生素E可以緩解由活性氧而引起的氧化應激反應，在尼羅羅非魚的飼料中添加不同水平的維生素E (0、50、2500 mg/kg)，結(jié)果顯示，與對照組相比，維生素E缺乏組中miR-16、miR-122、miR-146a 和 miR-223 的表達減少；維生素E豐富組中miR-16、miR-21、miR-122、miR-125b、miR-146a、miR-155、miR-181a 和 miR-223 的表達增加[5]；Yu 等[54]在miR-144/451缺失的紅細胞中，氧化劑應激導致斑馬魚胚胎貧血癥狀增強，提示miR-451有抗氧化活性。真白鮭(Coregonuslavaretus)暴露于微囊藻毒素顯著改變其肝臟中6種miRNA的表達，并表現(xiàn)出時間依賴性效應[55]。在斑馬魚發(fā)育過程中，暴露于其他化學物質(zhì)如2,3,7,8-四氯二苯并-對-二噁英和全氟辛烷磺酰基化合物也可改變其miRNAs的表達。2,3,7,8-四氯二苯并-對-二噁英可調(diào)節(jié) miR-451、miR-23a、miR-23b、miR-24和miR-27e的表達，而它們是對于造血和心血管發(fā)育至關(guān)重要的miRNAs[56-57]。上述研究表明miRNA的表達受到不同環(huán)境逆境因子的影響，但這種調(diào)節(jié)的機制和其帶來的結(jié)果還有待進一步闡明。

3 展 望

目前，miRNAs在魚類中的研究尚不夠深入，在魚類的生長、發(fā)育以及很多的生理活動中的具體功能還沒有被闡釋，其進一步的作用機理也沒有闡明。但由于miRNAs自身的調(diào)節(jié)特點及其潛在的應用價值，miRNAs的功能研究必將成為魚類很多領(lǐng)域的研究熱點。如在魚類營養(yǎng)學研究領(lǐng)域有很多亟待解決的問題：(1)魚類miRNAs對糖脂代謝及其相關(guān)靶點的作用形式單一，是否與哺乳動物類似，是否存在其他的作用形式？(2)現(xiàn)發(fā)現(xiàn)的miRNAs對糖脂代謝的作用靶點也比較零散，miRNAs分子之間是否存在廣泛作用？miRNAs對糖脂代謝的調(diào)控通路及作用靶點之間、miRNAs之間的關(guān)聯(lián)尚待解決。(3)miRNAs在糖脂代謝的實際應用還有待于進一步拓展。隨著研究的深入，全面了解和證明miRNAs在魚類中的作用和分子機制將為重新認識魚類miRNAs的功能研究提供新的視角。

[1] Bartel D P, Chen C Z. Micromanagers of gene expression: the potentially widespread influence of metazoan microRNAs [J]. Nature Reviews Genetics, 2004, 5(5):396-400.

[2] Carrington J C, Ambros V. Role of microRNAs in plant and animal development [J]. Science, 2003, 301(5631):336-338.

[3] Fu Y, Shi Z, Wu M, et al．Identification and differentia1 expression of microRNAs during metamorphosis of the Japanese flounder (Paralichthysolivaceus)[J]. PLos One, 2011, 6(7):e22957.

[4] Bizuayehu T T, Babiak I. MicroRNA in teleost fish [J]. Genome Biology and Evolution, 2014, 6(8):1911-1937.

[5] Tang X L, Xu M J, Li Z H, et al. Effects of vitamin E on expressions of eight microRNAs in the liver of Nile tilapia (Oreochromisniloticus)[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2013, 34(6):1470-1475.

[6] 唐雪蓮,李洪,付京花. 魚類microRNAs研究進展[J]. 水產(chǎn)科學,2013,32(1):55-58.

[7] Bizuayehu T T, Babiak J, Norberg B, et al. Sex- biased miRNA expression in Atlantic halibut (Hippoglossushippoglossus) brain and gonads[J]. Sexual Development, 2012,6(5):257-266.

[8] Zhang Q H, Xie D Z, Wang S Q, et al. miR-17 is involved in the regulation of LC-PUFA biosynthesis in vertebrates:effects on liver expression of a fatty acyl desaturase in the marine teleostSiganuscanaliculatus[J]. Biochimica et Biophysica Acta, 2014, 1841(7):934-943.

[9] Berezikov E, Guryev V, van de Belt J, et al. Phylogenetic shadowing and computational identification of human microRNA genes[J]. Cell, 2005, 120(1):21-24.

[10] Lee R C, Feinbaum R L, Ambros V. TheC.elegansheterochronic gene lin-4 encodes small RNAs with antisense complementarity to lin-14[J]. Cell, 1993, 75(5):843-854.

[11] Chen P Y, Manninga H, Slanchev K, et al. The developmental miRNA profiles of zebrafish as determined by small RNA cloning[J]. Genes Development, 2005, 19(11):1288-1293.

[12] Salem M, Xiao C, Womack J, et al. A microRNA repertoire for functional genome research in rainbow trout (Oncorhynchusmykiss)[J]. Mar Biotechnol (NY), 2010, 12(4):410-429.

[13] Chi W, Tong C, Gan X, et al. Characterization and comparative profiling of MiRNA transcriptomes in bighead carp and silver carp[J]. PLoS One, 2011, 6(8):e23549.

[14] Yang L D, He S P. A bioinformatics-based update on microRNAs and their targets in rainbow trout (Oncorhynchusmykiss)[J]. Gene, 2014, 533(1):261-269.

[15] 孫君君, 盧榮華, 楊峰,等. 草魚SREBP-1基因的克隆及糖對其在肝臟中表達的影響[J]. 水產(chǎn)學報, 2014, 38(8):1057-1067.

[16] Her G M, Hsu C C, Hong J R, et al. Overexpression of gankyrin induces liver steatosis in zebrafish (Daniorerio)[J]. Biochimica et Biophysica Acta, 2011, 1811(9):536-548.

[17] Horton J D, Goldstein J L, Brown M S. SREBPs:Activators of the complete program cholesterol and fatty acid synthesis in the liver[J]. Journal of Clinical Investigation, 2002, 109(9):1125-1131.

[18] Shao W, Espenshade P J. Expanding roles for SREBP in metabolism [J]. Cell Metab, 2012, 16(4):414-419.

[19] Linhart H G, Ishimura-Oka K, Demayo F, et al. C/EBPα is required for differentiation of white, but not brown, adipose tissue [J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2001, 98(22):12532-12537.

[20] Tanaka T, Yoshida N, Kishimoto T, et al. Defective adipocyte differentiation in mice lacking the C/EBPbeta and/or C/EBPdelta gene[J]. EMBO J， 1997,16 (24)：7432-7443.

[21] Wang T, Li M, Guan J, et al. MicroRNAs miR-27a and miR-143 regulate porcine adipocyte lipid metabolism[J]. International Journal of Molecular Sciences, 2011, 12(11):7950-7959.

[22] Kida K, Nakajima M, Mohri T, et al. PPARalpha is regulated by miR-21 and miR-27b in human liver[J]. Pharmaceutical Research, 2011, 28(10):2467-2476.

[23] Zisoulis D G, Kai Z S, Chang K R, et al. Autoregulation of microRNA biogenesis by let-7 and Argonaute[J]. Nature, 2012, 486(7404):541-544.

[24] Hansen T B, Wiklund E B, Bramsen J B, et al. miRNA-dependent gene silencing involving Ago2-mediated cleavage of a circular antisense RNA[J].EMBO Journal,2011,30(2):4414-4422.

[25] Iliopoulos D, Drosatos K, Hiyama Y, et al. MicroRNA-370 controls the expression of microRNA-122 and Cpt1alpha and affects lipid metabolism[J]. Journal of Lipid Research, 2010,51(6):1513-1523.

[26] Mennigen J A, Panserat S, Larquier M, et al. Postprandial regulation of hepatic MicroRNAs predicted to target the insulin pathway in rainbow trout[J]. PLoS One, 2012, 7(6):e38604.

[27] Davalos A, Goedeke L, Smibert P, et al. miR-33a/b contribute to the regulation of fatty acid metabolism and insulin signaling[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2011, 108(22):9232-9237.

[28] Esau C, Davis S, Murray S F, et al. miR-122 regulation of lipid metabolism revealed by in vivo antisense targeting[J]. Cell Metabolism, 2006, 3(2):87-98.

[29] Rayner K J, Suarez Y, Davalos A, et al. MiR-33 contributes to the regulation of cholesterol homeostasis[J]. Science, 2011, 328(5985):1570-1573.

[30] Mennigen J A, Plagnes-juan E, Figueredo-silva C A, et al. Acute endocrine and nutritional co-regulation of the hepatic omy-miRNA-122b and the lipogenic gene fas in rainbow trout,Oncorhynchusmykiss[J]. Comp Biochem Physiol B Biochem Mol Biol, 2014, 169(3):16-24.

[31] Mennigen J A, Martyniuk C J, Seiliez I, et al. Metabolic consequences of microRNA-122 inhibition in rainbow trout,Oncorhynchusmykiss[J]. BMC Genomics,2014,15(1):70.

[32] Huang C W, Li Y H, Hu S Y, et al. Differential expression patterns of growth-related microRNAs in the skeletal muscle of Nile tilapia (Oreochromisniloticus)[J].Journal of Animal Science, 2012, 90(12):4266-4279.

[33] Yan B, Guo J T, Zhao L H, et al. microRNA expression signature in skeletal muscle of Nile tilapia[J]. Aquaculture, 2012(364/365):240-246.

[34] Yan X C, Ding L, Li Y C, et al. Identification and profiling of microRNAs from skeletal muscle of the common carp[J]. PLoS One, 2012, 7(1):e30925.

[35] Yi S, Gao Z X, Zhao H, et al. Identification and characterization of microRNAs involved in growth of blunt snout bream (Megalobramaamblycephala) by Solexa sequencing[J]. BMC Genomics, 2013, 14(1):754.

[36] 江守文. 日本文昌魚性別差異miRNA的篩選與功能鑒定[D].上海：上海海洋大學,2012.

[37] Memczak S, Jens M, Elefsinioti A, et al. Circular RNAs are a large class of animal RNAs with regulatory potency[J]. Nature, 2013, 495 (7441):333-338.

[38] Yan B, Guo J T, Zhu C D, et al. miR-203b:a novel regulator of MyoD expression in tilapia skeletal muscle[J]. Journal of Experimental Biology, 2013, 216(3):447-451.

[39] Chiavacci E, Dolfi L, Verduci L, et al. MicroRNA-218 mediates the effects of Tbx5a over-expression on zebrafish heart development[J]. PLoS One, 2012, 7(11):e50536.

[40] Lalwani M K, Sharma M, Singh A R, et al. Reverse genetics screen in zebrafish identifies a role of miR-142a-3p in vascular development and integrity[J]. PLoS One, 2012, 7(12):e52588.

[41] Nakamura Y, He X, Kato H, et al. Sox9 is upstream of microRNA -140 in cartilage[J]. Applied Biochemistry and Biotechnology, 2012, 166(1):64-71.

[42] Huang J, Zhao L, Xing L, et al. MicroRNA-204 regulates Runx2 protein expression and mesenchymal progenitor cell differentiation[J]. Stem Cells, 2010, 28(2):357-364.

[43] Li G X, Zhao Y L, Wen L, et al. Identification and characterization of MicroRNAs in the spleen of common carp immune organ[J]. Journal of Cellular Biochemistry, 2014, 115(10):1768-1778.

[44] Li X Y, Ma J G, Fang Q, et al. Transcription alterations of microRNAs, cytochrome P4501A1 and 3A65, and AhR and PXR in the liver of zebrafish exposed to crude microcystins[J]. Toxicon, 2013(73):17-22.

[45] Xu X Y, Shen Y B, Fu J J, et al. MicroRNA-induced negative regulation of TLR-5 in grass carp,Ctenopharyngodonidella[J]. Sci Rep, 2016(6):18595.

[46] Xiao J, Zhong H, Zhou Y, et al. Identification and characterization of microRNAs in ovary and testis of Nile tilapia (Oreochromisniloticus) by using solexa sequencing technology[J]. PLoS One, 2014, 9(1):e86821.

[47] Juanchich A, Le C A, Montfort J, et al. Identification of differentially expressed miRNAs and their potential targets during fish ovarian development[J]. Biology of Reproduction, 2013, 88(5):1-11.

[48] Wang W, Liu W, Liu Q, et al. Coordinated microRNA and messenger RNA expression profiles for understanding sexual dimorphism of gonads and the potential roles of microRNA in the steroidogenesis pathway in Nile tilapia (Oreochromisniloticus)[J].Theriogenology,2016,85(5):970-978.

[49] Eshel O, Shirak A, Dor L, et al. Identification of male-specific amh duplication, sexually differentially expressed genes and microRNAs at early embryonic development of Nile tilapia (Oreochromisniloticus)[J]. BMC Genomics, 2014, 15(1):774.

[50] Yin V P, Lepilina A, Smith A, et al. Regulation of zebrafish heart regeneration by miR-133[J]. Developmental Biology, 2012, 365(2):319-327.

[51] Chen J F, Mandel E M, Thomson J M, et al. The role of microRNA-1 and microRNA-133 in skeletal muscle proliferation and differentiation[J]. Nature Genetics, 2006, 38(2):228-233.

[52] Hoppe B, Pietsch S, Franke M, et al. MiR-21 is required for efficient kidney regeneration in fish[J]. BMC Dev Biol, 2015,15(1):1-10.

[53] Plaisance V, Abderrahmani A, Perret-Menoud V J, et al. MicroRNA-9 controls the expression of granuphilin/Slp4 and the secretory response of insulin-producing cells[J]. Journal of Biological Chemistry, 2006, 281(37):26932-26942.

[54] Yu D, Dos Santos C O, Zhao G, et al. miR-451 protects against erythroid oxidant stress by repressing 14-3-3 zeta [J]. Genes & Development, 2010, 24(15):1620-1633.

[55] Brzuzan P, Wo?ny M, Wolińska L, et al. Expression profiling in vivo demonstrates rapid changes in liver microRNA levels of whitefish (Coregonuslavaretus) following microcystin-LR exposure[J]. Aquatic Toxicology, 2012(122/123):188-196.

[56] Jenny M J, Aluru N, Hahn M E. Effects of short-term exposure to 2,3,7,8- tetrachlorodibenzo-p-dioxin on microRNA expression in zebrafish embryos[J]. Toxicology and Applied Pharmacology, 2012, 264(2):262-273.

[57] Zhang L, Li Y Y, Zeng H C, et al. MicroRNA expression changes during zebrafish development induced by perfluorooctane sulfonate[J]. Journal of Applied Toxicology, 2011,31(3):210-222.

CurrentResearchProgressinFishmiRNAs

LU Ronghua1,2, WANG Junli3, SUN Junjun3, YANG Feng1,2, XIE Dizhi1,2, TIAN Xue1,2, NIE Guoxing1,2

( 1.College of Fisheries, Henan Normal University, Xinxiang 453007, China; 2. Engineering Technology Research Center of Henan Province for Aquatic Animal Cultivation, Xinxiang 453007, China； 3. College of Life Sciences, Henan Normal University, Xinxiang 453007, China )

fish; miRNAs; function; research progress

10.16378/j.cnki.1003-1111.2017.02.022

2016-04-14；

2016-07-29.

國家自然科學基金資助項目(31372545, 31402311)；河南省高?？萍紕?chuàng)新團隊支持計劃項目(14IRTSTHN013)；河南省基礎與前沿技術(shù)研究項目(142300410158)；河南省高等學校重點科研項目(13A240548)；河南省教育廳科學技術(shù)研究項目(14B24005).

盧榮華(1977-)，女，副教授；研究方向：魚類糖脂代謝調(diào)控機理.E-mail: laoaiyika@hotmail.com.通訊作者： 聶國興(1971-)，男，教授；研究方向：飼用酶制劑菌株選育及酶學性質(zhì)、魚類營養(yǎng)素轉(zhuǎn)運生理學.E-mail: niegx@htu.cn.

S917

C

1003-1111(2017)02-0231-06