謝 濤，祝 紅，李曉文，劉瑞興，易翠平,*

1. 湖南工程學(xué)院化學(xué)化工學(xué)院 (湘潭 411104)2. 長沙理工大學(xué)化學(xué)與生物工程學(xué)院 (長沙 410015)

2017-07-03

謝 濤，男，1970年出生，教授，主要從事再生資源與食品、生物化工研究。

*通訊作者：易翠平，女，1973年出生，教授，主要從事糧食深加工研究。

土豆抗性淀粉的體外消化與發(fā)酵

謝 濤1，祝 紅2，李曉文2，劉瑞興2，易翠平2,*

1. 湖南工程學(xué)院化學(xué)化工學(xué)院 (湘潭 411104)2. 長沙理工大學(xué)化學(xué)與生物工程學(xué)院 (長沙 410015)

研究了土豆回生淀粉(RS3)和交聯(lián)淀粉(RS4)的體外消化動力學(xué)與體外人糞分批厭氧發(fā)酵。結(jié)果表明：土豆回生淀粉(RS3)和交聯(lián)淀粉(RS4)中緩慢消化淀粉(SDS)與抗性淀粉(RS)的含量顯著增加，兩者屬于低血糖指數(shù)(pGI)食物。以土豆回生淀粉(RS3)和交聯(lián)淀粉(RS4)為唯一碳源發(fā)酵時，活的厭氧菌總數(shù)和雙歧桿菌數(shù)都比原淀粉、Novelose 230(RS2)的要高，但乳酸桿菌數(shù)都出現(xiàn)不同程度的下降。四種淀粉樣品都能促進短鏈脂肪酸(SCFAs)總量的增加，其中土豆回生淀粉(RS3)、交聯(lián)淀粉(RS4)與Novelose 230(RS2)特別有利于促進丁酸的生成。土豆回生淀粉(RS3)與交聯(lián)淀粉(RS4)能夠改善人體腸道菌群的分布、促進SCFAs特別是丁酸的生成，具有開發(fā)成為新的益生素的潛力。

土豆；回生淀粉(RS3)；交聯(lián)淀粉(RS4)；體外消化與發(fā)酵

根據(jù)生物可利用性，淀粉可分為快速消化淀粉(RDS)、緩慢消化淀粉(SDS)和抗性淀粉(RS)三類[1]。RDS在小腸內(nèi)快速消化后引起血糖水平急劇上升，SDS在小腸內(nèi)完全但緩慢消化，RS在小腸中不能消化。RS和SDS具有許多獨特功能，已引起了國內(nèi)外廣大研究者的極大興趣和廣泛關(guān)注，成為食品科學(xué)界、動物營養(yǎng)學(xué)界的研究熱點[2-6]。根據(jù)RS的形態(tài)及理化性質(zhì)，又分為RS1、RS2、RS3和RS4，能大量制備的是后2種[7-9]。RS在人體大腸內(nèi)被不同的微生物發(fā)酵，涉及各種代謝過程，包括厭氧微生物降解有機質(zhì)產(chǎn)生代謝能用于菌體生長，引起微生物菌群的變化[10]。物理與化學(xué)改性淀粉已被廣泛應(yīng)用于食品工業(yè)中，其中有些具有酶抗性。RS3、RS4能阻止淀粉顆粒的溶脹，提高其對熱、剪切力和pH值的穩(wěn)定性，具有相同的生理功能。RS主要的末端代謝產(chǎn)物是短鏈脂肪酸(SCFAs)、氣體(CO2, CH4, H2)和熱量。SCFAs對宿主能產(chǎn)生重要的生理作用，如降低胞內(nèi)pH值，促進礦物質(zhì)吸收，減少結(jié)腸內(nèi)次級代謝產(chǎn)物膽汗酸的生成，以及影響大腸內(nèi)微生物菌群分布等[11-14]。在SCFAs中，丁酸是大腸細胞優(yōu)先的能量來源，能抑制腸癌細胞的擴散[11]。有關(guān)RS促進SCFAs生產(chǎn)與改善微生物菌群分布的研究始終不斷，RS作為唯一碳源對丁酸的生成有很強的影響[15-16]。

當(dāng)今，國人的日常飲食已從傳統(tǒng)的富碳水化合物向富蛋白質(zhì)轉(zhuǎn)變，肉和奶制品的消費急劇增加，腸癌發(fā)病率也快速增加[17]。眾所周知，某些癌的發(fā)病率與膳食的改變直接相關(guān)。許多研究已聚焦在胃腸疾病的防治方面，特別是功能性淀粉資源的開發(fā)利用[10,13,15]。本文旨在以Novelose 240(RS2)為對照，分析土豆回生淀粉(RS3)和交聯(lián)淀粉(RS4)的體外消化動力學(xué)行為，并以其為唯一碳源，研究體外人糞厭氧發(fā)酵中腸道菌群的變化與SCFAs的生產(chǎn)。

1 材料與方法

1.1材料與試劑

淀粉：土豆淀粉購自四川友嘉食品有限公司，Novelose 240(RS2)購自Sigma-Aldrich公司。

營養(yǎng)培養(yǎng)基：9.240 g NaHCO3、7.125 g Na2HPO4·12H2O、0.470 g NaCl、 0.450 g KCl、0.100 g Na2SO4、0.055 g CaCl2、0.047 g MgCl2和0.400 g 尿素溶解于990 mL碳酸鹽緩沖液中，并與10 mL微量元素溶液(含36.8 mg FeSO4·7H2O、19.00 mg MnSO4·7H2O、4.40 mg ZnSO4·7H2O、1.20 mg CoCl2·6H2O、1.98 mg CuSO4·5H2O和0.17 mg Mo7(NH4)6O24·4H2O)混勻。

分離培養(yǎng)基：TP選擇性培養(yǎng)基(Bifidobacteria sp)、BL非選擇性培養(yǎng)基(總厭氧菌)和LBS選擇性培養(yǎng)基(Lactobacilli)購自美國Life Tech公司。

酶制劑：淀粉轉(zhuǎn)葡萄苷酶(400 AGU，Novozymes)、豬胰液素(P7545; Sigma-Aldrich)、轉(zhuǎn)化酶(200 000 SU/g; Novozymes)。

其他試劑均為分析純。

1.2土豆回生淀粉(RS3)的制備

參照文獻[18-19]的方法。用蒸餾水配制30%的淀粉乳液，調(diào)節(jié)pH為6.0，沸水浴30 min后，110 ℃濕熱處理40 min。冷卻，4 ℃放置24 h，80 ℃烘干，粉碎過120目篩得回生抗性淀粉(RS3)。

1.3土豆交聯(lián)淀粉(RS4)的制備

稱取1 kg土豆淀粉溶解在1 500 mL水中制成淀粉漿，再加入100 g硫酸鈉溶解混勻。淀粉漿用10%(w/v)HCl溶液調(diào)至pH 2，加熱至50 ℃振蕩維持10 h。冷至室溫，用5%(w/v)NaOH溶液調(diào)至pH 10。再加入100 g三聚磷酸鈉(STPP)/三偏磷酸鈉(STMP)(99∶1)混合物，于50 ℃反應(yīng)10 h，用稀HCl溶液調(diào)至pH 5，過濾、洗滌，干燥至水分含量12%(w/w)，粉碎過120目篩得交聯(lián)抗性淀粉(RS4)。

1.4體外消化及動力學(xué)分析

參照文獻[20-21]的方法，略做改動。稱取50 mg重結(jié)晶淀粉粉末放入15 mL離心管，用2.5 mL含0.02%疊氮鈉、pH 5.2的鹽酸-醋酸鈉緩沖液混勻，預(yù)熱至37℃。將8 g豬胰α-淀粉酶溶于10 mL上述緩沖液中，于37 ℃孵育10 min，1 500 g離心得到的上清液即為α-淀粉酶溶液。使用前在α-淀粉酶溶液中混入125 μL(300 U/mL)淀粉葡萄糖酶即得混合酶液。5份200 μL混合酶液與100 μL淀粉乳液的混合液配制后，立即置于37 ℃往復(fù)式振蕩水浴(170次/min)中依次反應(yīng)0 min、20 min、60 min、120 min和180 min，加入96%的乙醇溶液900 μL鈍化酶活性并使之沉淀。沉淀在4 ℃貯放1 h，4 ℃離心(5 000 g)10 min。上清液中的還原糖含量采用葡萄糖氧化酶/過氧化物酶(GOPOD)試劑盒測定。

快速消化淀粉(RDS)、緩慢消化淀粉(SDS)和抗性淀粉含量由0 min(G0)、20 min(G20)、120 min(G120)時的葡萄糖含量以及樣品的初始干重(S)按以下公式計算而得：%RDS=(G20-G0)×0.9×100/S，%SDS=(G120-G20)×0.9×100/S，%RS=1-(%RDS+%SDS) 。

動力學(xué)方程C=C∞×(1-e-kt)可用于描述淀粉的酶解過程，C指還原糖含量，C∞指180 min時的還原糖濃度，k是水解速率常數(shù)，t是水解時間(h)，以完全糊化的冷凍干燥淀粉為對照。相對消化率(Dr)由某一時間待測樣水解曲線積分面積除以對照樣水解曲線積分面積再乘100計算而來。預(yù)期血糖指數(shù)pGI= 8.198 + 0.862×Dr計算。

1.5體外發(fā)酵過程

1.5.1混合酶液配制

2.8 mL淀粉轉(zhuǎn)葡萄苷酶(400 AGU，Novozymes)用蒸餾水稀釋至8 mL(酶活力為140 AGU/mL)。4只離心管中每只放入1.8 g豬胰液素(P7545; Sigma-Aldrich)，分別用20 mL蒸餾水懸浮混勻，離心管振動10 min后于1 500×g離心10 min。從每只離心管中取出13.5 mL上清液合并得54 mL，再與6 mL稀淀粉轉(zhuǎn)葡萄苷酶溶液、4 mL轉(zhuǎn)化酶(200 000 SU/g; Novozymes)混合。

1.5.2酶解消化

稱取1 g淀粉樣品放入50 mL帶蓋試管中，加入0.1 mol/L的醋酸鹽緩沖液(pH 5.2)20 mL混合。將帶蓋試管放入沸水浴中振蕩糊化10 min，取出于冰浴中冷卻至37 ℃，放入5粒玻璃珠(Φ 5 mm; Sigma-Aldrich)，再移入37 ℃水浴中平衡20 min。加入5 mL混合酶液，帶蓋試管置于水平振蕩搖床(振幅35 mm，160次/min)上消化6 h。之后移入85 ℃水浴中維持15 min鈍化酶。在帶蓋試管中加入95%的乙醇300 mL沉淀未消化淀粉，離心收集未消化淀粉，干燥粉碎過120目篩用于厭氧發(fā)酵。

1.5.3厭氧發(fā)酵

參照文獻[22]的方法，略做改動。取年齡23～31歲健康男子(此前至少3個月以上未注射抗生素，沒有預(yù)先服用已知的益生元或益生菌，沒有胃腸病史)的糞便，貯存于充滿CO2的氣瓶中。糞便按1∶5(w∶v)用營養(yǎng)培養(yǎng)基混合均勻，并用6層醫(yī)用紗布過濾。稱取100 mg混合酶液消化的樣品(唯一碳源)放入15 mL帶蓋試管中，加入10 mL糞便濾液。同時制作一份加入糞便濾液的空白(100 mg未加淀粉樣品的混合酶液)。在37 ℃水浴中鼓入CO2以維持發(fā)酵所需的厭氧環(huán)境。為使接種物分布均勻，每12 h振動帶蓋試管20 s。

1.5.4活細菌計數(shù)

用厭氧稀釋液將種子培養(yǎng)液稀釋至合適的濃度，接種每個選擇性培養(yǎng)基，然后在好氧或厭氧條件下培養(yǎng)。培養(yǎng)36 h，每12 h活菌計數(shù)1次，以l g(CFU/mL)表示。

1.5.5短鏈脂肪酸(SCFA)分析

參照文獻[12]的方法測定，SCFA濃度以mmol/L表示，總SCFAs含量以乙酸、丙酸與丁酸的總和表示。

所有數(shù)據(jù)為3個平行實驗的平均值，且采用SPSS 20.0進行顯著性分析。

2 結(jié)果與討論

2.1體外消化動力學(xué)

土豆淀粉體外消化的動力學(xué)分析結(jié)果見表1。與土豆原淀粉相比，它經(jīng)濕熱回生處理與磷酸化交聯(lián)反應(yīng)后則有了很大變化，快速消化淀粉(RDS)含量分別減少了79.66%和93.86%，緩慢消化淀粉(SDS)分別增加了3.95和4.63倍，尤其是抗性淀粉(RS)分別增加了4.48倍和5.29倍。與土豆原淀粉比，由于其回生淀粉與交聯(lián)淀粉中功能性成分SDS、RS[2-6]急劇增加，因而相對消化率(Dr)急劇下降，血糖指數(shù)(pGI)大大減小。從pGI值來看，土豆原淀粉屬典型的高pGI食物(pGI>75)，而3種抗性淀粉則屬于低pGI食物(pGI<55)，適合于糖尿病、肥胖癥類病人食用[23-24]。

2.2腸道菌群的變化

由表2可見，空白對照由于未加淀粉作為碳源，厭氧菌總數(shù)在前24 h變化不大，至36 h時則顯著下降，而以土豆原淀粉、RS2、RS3與RS4作為唯一碳源時，厭氧菌總數(shù)在第24 h時都達到最大(比空白對照有顯著增加)，然后厭氧菌總數(shù)減少可能是因淀粉基質(zhì)和其它營養(yǎng)物質(zhì)被消耗所致。雙歧桿菌和乳酸桿菌活細胞計數(shù)結(jié)果見圖1。由圖1(a)可看出，在發(fā)酵到第12 h時，以RS3與RS4為唯一碳源時，雙歧桿菌的增殖最快，其次為RS2， 最后是原淀粉與空白對照；第12 h后雙歧桿菌數(shù)量變化出現(xiàn)相反的結(jié)果，以RS3與RS4為唯一碳源時， 雙歧桿菌數(shù)量稍有增加，而后基本保持不變，其余3種情況則持續(xù)下降，特別是RS2在36 h后降至最低。由圖1(b)也可看出，以RS3與RS4為唯一碳源時，乳酸桿菌數(shù)量在第12 h時稍有增加而后基本保持不變，發(fā)酵到第36 h時，出現(xiàn)較快下降；而以土豆原淀粉與RS2為唯一碳源時，乳酸桿菌數(shù)量的變化規(guī)律基本與之相似，只是變化的速度稍快些。這些結(jié)果與Wang等[16]研究一致。大多數(shù)乳酸桿菌與雙歧桿菌不能利用淀粉，因為它們不能產(chǎn)生淀粉水解酶類。然而，RS2、RS3及RS4的未消化部分是如何促進腸道菌群生長的，到目前為止尚不知其原因[22]。人糞培養(yǎng)物是復(fù)雜的，存在許多相互關(guān)聯(lián)且相互作用的不同菌株，或許另外一些細菌可以降解RS2、RS3與RS4的未消化部分，并足夠支持乳酸桿菌和雙歧桿菌的生長。

表1 磷酸化交聯(lián)淀粉的體外消化與血糖指數(shù)

注：不同字母表示存在顯著差別(p<0.01)，相同字母表示差別不顯著(p>0.05)，下同。

表2 大便接種物分批發(fā)酵過程中總厭氧細菌數(shù)量的變化

圖1 大便接種物分批發(fā)酵過程中雙歧桿菌與乳酸桿菌計數(shù)的變化

2.3短鏈脂肪酸的產(chǎn)生

除空白對照在整個發(fā)酵過程中總SCFAs濃度很低且產(chǎn)量沒有增加外，以其它樣品為唯一碳源時SCFAs的生成均有持續(xù)增加(圖2)。在發(fā)酵36 h后，以RS2、RS3與RS4為唯一碳源時，乙酸/丙酸/丁酸的摩爾比分別為41/12/26、36/22/21、38/21/20，總SCFAs產(chǎn)量分別為79.38 mmol/L、78.16 mmol/L、78.33 mmol/L，而土豆原淀粉的乙酸/丙酸/丁酸摩爾比也達到34/27/11、總SCFAs產(chǎn)量為69.03 mmol/L(表3)。與空白對照以生產(chǎn)乙酸為主比較，以其它樣品為唯一碳源時生產(chǎn)乙酸的比例顯著下降約22%左右，但生產(chǎn)丁酸的比例卻明顯增加，除土豆原淀粉的稍低(16.83%)外，RS2、RS3與RS4分別達到31.82%、28.78%和27.43%，說明它們是有利于促進丁酸的生成[1-2,10-11]。

圖2 大便接種物分批發(fā)酵過程中總SCFAs的變化

3 討論

許多文獻[20-24]報道：當(dāng)pGI<55時為低pGI食物，pGI在55～75時為中等pGI食物，pGI>75時為高pGI食物。高pGI的食物進入胃腸后消化快、吸收率高，葡萄糖釋放快，葡萄糖進入血液后峰值高；低pGI食物在胃腸中停留時間長，吸收率低，葡萄糖釋放慢，葡萄糖進入血液后的峰值低，下降速度慢。本研究中，土豆原淀粉經(jīng)變性處理后，土豆回生淀粉(RS3)和交聯(lián)淀粉(RS4)中SDS、RS的含量明顯增加，兩者與Novelose 240(RS2)都屬于低pGI食物，而土豆原淀粉屬高pGI食物。

目前，以淀粉和非淀粉等多聚糖為唯一碳源進行體外人糞培養(yǎng)物厭氧發(fā)酵的報道已有許多[1,13,16,22]，而很少有回生淀粉(RS3)和交聯(lián)淀粉(RS4)在這方面的研究?；厣矸?RS3)和交聯(lián)淀粉(RS4)結(jié)構(gòu)牢固，抗溶脹與抗糊化能力強，因而比原淀粉更能抗酶解消化。但對其抗消化性的說法仍很不統(tǒng)一，有人認為大多數(shù)RS在24 h內(nèi)被完全發(fā)酵利用[25]，有人報道只有85%[26]，甚至僅有60%[14]。本研究中，盡管RS與原淀粉之間的消化率有些不同，但3種RS樣品在24 h內(nèi)90%以上已被消化(數(shù)據(jù)未列出)，而其消化率不同可能與基質(zhì)來源及濃度、接種物濃度及用量、稀釋倍數(shù)、培養(yǎng)基、樣品預(yù)處理條件等因素有關(guān)[15]。隨著發(fā)酵繼續(xù)，菌種總量減少，可能是由于淀粉基質(zhì)的消耗、SCFAs的積累所導(dǎo)致。

表3 大便接種物分批發(fā)酵36 h后短鏈脂肪酸的摩爾濃度

在所有樣品中，土豆回生淀粉(RS3)和交聯(lián)淀粉(RS4)均表現(xiàn)出比Novelose 240(RS2)要高的總厭氧細菌水平，而且與其它樣品相比雙歧桿菌數(shù)量也因兩者有很大增加，雙歧桿菌是RS3、RS4發(fā)酵最主要的菌株，這與已有研究一致[16,25,27]。在本研究中，土豆回生淀粉(RS3)和交聯(lián)淀粉(RS4)都比其它樣品對乳酸桿菌的生長更有效。雙歧桿菌和乳酸桿菌是益生菌，因為它們能增強人體對病原體感染的抵抗力，產(chǎn)生酶和維生素，調(diào)整宿主免疫反應(yīng)[28]。例如，只有雙歧桿菌和丁酸梭菌能有效利用高直鏈玉米淀粉，在含有高直鏈玉米淀粉的培養(yǎng)基中具有很高的比生長速率，分別能降解40%和80%的直鏈淀粉[27]。

淀粉或碳水化合物分子中抗酶解的部分最終在人體大腸內(nèi)被發(fā)酵和代謝成SCFAs。Wyatt等[26]報道，以玉米RS3為唯一碳源的人糞體外厭氧發(fā)酵產(chǎn)生的SCFAs中，乙酸/丙酸/丁酸的摩爾比高達80/9/8。Schwiertz等[12]報道，豌豆RS3能引起總SCFAs的增加，尤其是排泄物中丁酸濃度顯著增高。本研究以土豆回生淀粉(RS3)與交聯(lián)淀粉(RS4)為唯一碳源進行體外人糞分批厭氧發(fā)酵36 h后，乙酸/丙酸/丁酸的摩爾比分別約為36/22/21、38/21/20，丁酸能穩(wěn)定生成，而且與Novelose 240(RS2)為唯一碳源時SCFAs的生產(chǎn)差別不大，這是因為所有樣品都用混合酶液消化處理，且使用相同的數(shù)量用于發(fā)酵。

總之，土豆回生淀粉(RS3)與交聯(lián)淀粉(RS4)屬于低pGI食物，能促進雙歧桿菌、乳酸桿菌的生長和提高SCFAs的生產(chǎn)。與Novelose 240(RS2)一樣，它們可能給人體結(jié)腸產(chǎn)生有益的影響，具有開發(fā)成為新益生因子的前景。

[1] Englyst H N, Kingman S M, Cummings J H. Classification and measurement of nutritionally important starch fractions [J]. European Journal of Clinical Nutrition [J], 1992, 46: 33-50.

[2] Fuentes Aaragozae A C, Riquelme Navarrete M J, Sánchez Zapata E, et al. Resistant starch as functional ingredient: A review [J]. Food Research International, 2010, 43: 931-942.

[3] Rodríguez Cabezas M E, Camuesco D, Arribas B, et al. The combination of fructoologosaccharides and resistant starch shows prebiotic additive effects in rats[J]. Clinical Nutrition, 2010, 29: 832-839.

[4] 何 健, 王 韌, 張 昊, 等. 改性蠟質(zhì)玉米淀粉抗消化組分的理化性質(zhì)及分子結(jié)構(gòu)表征[J]. 食品與機械, 2016, 32(5): 1-4.

[5] Zhang G, Hamaker B R. Slowly digestible starch: Concept, mechanism, and proposed extended glycemic index [J]. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2009, 49(10): 73-85.

[6] Lee C J, Kim Y. Slowly digestible starch from heat-moisture treated waxy potato starch: preparation, structural characteristics, and glucose response in mice [J]. Food Chemistry, 2012, 133(4): 1222-1229.

[7] Lehmann U, Jacobasch G, Schmiedl D. Characterization of resistant starch type III from banana [J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2002, 50: 5236-5240.

[8] Mutungi C, Rost F, Onyango C, et al. Crystallinity, thermal and morphological characteristics of resistant starch type Ⅲ produced by hydrothermal treatment of debranched cassava starch[J]. Starch/St?rke, 2009, 61: 634-645.

[9] Pongjanta J, Utaipattanaceep A, Naivikul O. Debranching enzyme concentration effected on physicochemical properties and α-amylase hydrolysis rate of resistant starch type III from amylase rice starch[J]. Carbohydrate Polymers, 2009, 78: 5-9.

[10] Higgins J A, Brown I L. Resistant starch: A promising dietary agent for the prevention/treatment of inflammatory bowel disease and bowel cancer [J]. Curr Opin Gastroenterol, 2013, 29: 190-194.

[11] Topping D L, Clifton P M. Short chain fatty acids and human colonic function: Roles of resistant starch and non-starch polysaccharides [J]. Physiol Rev, 2001, 81: 1031-1064.

[12] Schwiertz A, Lehmann U, Jacobasch G, et al. Influence of resistant starch on the SCFA production and cell counts of butyrate producing Eubacterium spp. in the human intestine [J]. J Appl Microbiol, 2002, 93: 157-162.

[13] Hylla S, Gostner A, Dusel G, et al. Effect of resistant starch on the colon in healthy volunteers: possible implications for cancer prevention [J]. Am J Clin Nutr, 1998, 67: 136-142.

[14] Edward C A, Gibson G, Champ M, et al. In vitro method for quantification of the fermentation of starch by human faecal bacteria [J]. J Sci Food Agr,1996, 71: 209-217.

[15] Le Bay G, Michel C, Blottiere H M, et al. Enhancement of butyrate production in the rat caecocolonic tract by long-term ingestion of resistant potato starch [J]. Brit J Nutr, 1999, 82: 419-426.

[16] Wang X, Brown I L, Khaled D, et al. Manipulation of colonic bacteria and volatile fatty acid production by dietary high amylose maize (amylomaize) starch granules [J]. J Appl Microbiol, 2002, 93: 390-397.

[17] Kim D S, Kang S W. Mortality and potential years of life lost of cololectal cancer between Korea and OECD countries before and after the year 2000 [J]. J Korea Acad Industr Coop Soc, 2012, 13: 5261-5270.

[18] 曾紅華, 謝 濤, 楊 莉. 幾種薯類與豆類抗性淀粉的的抗消化性及其益生效應(yīng)[J]. 中國糧油學(xué)報, 2012, 27(11): 30-34.

[19] 謝 濤, 張淑遠. 重結(jié)晶紅薯淀粉體外消化前后益生作用與結(jié)構(gòu)變化[J]. 農(nóng)業(yè)機械學(xué)報, 2013, 44 (8): 203-208.

[20] Mutungi C, Onyango C, Rost F, et al. Structural and physicochemical properties and in vitro digestibility of recrystallized linear α-D-(1→4) glucans derived from mild-acid modified cassava starch[J]. Food Research International, 2010, 43(4): 1144-1154.

[21] Miao M, Jiang B, Jin Z Y, et al. Impact of mild acid hydrolysis on structure and digestion properties of waxy maize starch[J]. Food Chemistry, 2011, 126: 506-513.

[22] Bae C H, Park M S, Ji G E, et al. Effects of phosphorylated cross-linked resistant corn starch on the intestinal microflora and short chain fatty acid forming during in vitro human fecal batch culture [J]. Food Sci Biotechnol, 2013, 22(6): 1649-1654.

[23] Lehmann U, Robin F. Slowly digestible starch—its structure and health implications: A review[J]. Trends in Food Science and Technology, 2007, 18(7): 346-355.

[24] Zhang G, Hamaker B R. Slowly digestible starch: concept, mechanism, and proposed extended glycemic index[J]. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2009, 49(10): 73-85.

[25] Englyst H N, Macfarlane G T. Breakdown of resistant starch and readily digestible starch by human gut bacteria [J]. J Sci Food Agr, 1986, 37: 699-706.

[26] Wyatt G M, Horn N. Fermentation of resistant food starches by human and rat intestine bacteria [J]. J Sci Food Agr, 1988, 44: 281-288.

[27] Wang X, Conway P L, Brown I L. In vitro utilization of amylopectin and high-amylose maize (amylomaize) starch granules by human colonic bacteria [J]. Appl Environ Microbiol, 1999, 65: 4848-4854.

[28] Takahashi T, Nakagawa E, Nara T, et al. Effects of orally ingested Bifidobacteria longum on the mucosal IgA response of mice to dietary antigens [J]. Biosci Biotechnol Biochem, 1998, 62: 10-15.

Theinvitrodigestibilityandfermentationofpotatoresistantstarch

Xie Tao1, Zhu Hong2, Li Xiaowen2, Liu Ruixing2, Yi Cuiping2,*

1. College of Chemical Engineering, Hunan Institute of Engineering (Xiangtan 411104 ) 2. College of Chemistry and Biology Science, Changsha University of Science & Technology (Changsha 410015)

Theinvitrodigestible kinetics and human fecal batch fermentation of retrograded starch (RS3 type) and cross-linked starch (RS4 type) from potato native starches were focused on. The results show that there are higher quantities of slowly digestible starch (SDS) in potato RS3 and higher quantities of resistant starch (RS) in potato RS4. Both potato RS3 and RS4 are low glycemic index (pGI) foods. When RS3 or RS4 is provided as the sole carbon source in aninvitrohuman fecal batch fermentation experiment, the viable counts of total anaerobic bacteria and bifidobacteria are higher for the RS3 and RS4 starches than for RS2 starch (Novelose 240). However, the viable counts of lactobacilli are lower for the RS3 and RS4 starches than for RS2 starch. The total short chain fatty acids (SCFAs) content increases during the fermentation analysis of all four starch samples. The production of butyric acid is favored in medium containing RS3 or RS4 as the carbon source, compared with that containing RS2. These results show that potato RS3 and RS4 can improve human intestinal flora profiles and promote SCFAs formation, especially butyric acid. Thus, these starches have the potential for development as new probiotics.

potato; retrogradated starch (RS3); cross-linked starch (RS4);invitrodigestibility and fermentation

TS235.2

A

1672-5026(2017)05-035-06